evaluación de seis dosis de ectomicorrizas sobre la calidad de

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UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN RIEGOS
EVALUACIÓN DE SEIS DOSIS DE ECTOMICORRIZAS SOBRE LA CALIDAD DE
PLANTA DE PINO EN VIVERO; SAN FRANCISCO; JUTIAPA
TESIS DE GRADO
LUIS CARLOS CAMEY VELA
CARNET 25598-07
JUTIAPA, JULIO DE 2014
SEDE REGIONAL DE JUTIAPA
UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRÍCOLAS CON ÉNFASIS EN RIEGOS
EVALUACIÓN DE SEIS DOSIS DE ECTOMICORRIZAS SOBRE LA CALIDAD DE
PLANTA DE PINO EN VIVERO; SAN FRANCISCO; JUTIAPA
TESIS DE GRADO
TRABAJO PRESENTADO AL CONSEJO DE LA FACULTAD DE
CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
POR
LUIS CARLOS CAMEY VELA
PREVIO A CONFERÍRSELE
EL TÍTULO DE INGENIERO AGRÓNOMO CON ÉNFASIS EN RIEGOS EN EL GRADO ACADÉMICO DE
LICENCIADO
JUTIAPA, JULIO DE 2014
SEDE REGIONAL DE JUTIAPA
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
RECTOR:
P. EDUARDO VALDES BARRIA, S. J.
VICERRECTORA ACADÉMICA:
DRA. MARTA LUCRECIA MÉNDEZ GONZÁLEZ DE PENEDO
VICERRECTOR DE
INVESTIGACIÓN Y
PROYECCIÓN:
DR. CARLOS RAFAEL CABARRÚS PELLECER, S. J.
VICERRECTOR DE
INTEGRACIÓN UNIVERSITARIA:
MGTR. LUIS ESTUARDO QUAN MACK
VICERRECTOR
ADMINISTRATIVO:
LIC. ARIEL RIVERA IRÍAS
SECRETARIA GENERAL:
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LORENZANA
AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
DECANO:
DR. ADOLFO OTTONIEL MONTERROSO RIVAS
VICEDECANA:
LIC. ANNA CRISTINA BAILEY HERNÁNDEZ
SECRETARIA:
ING. REGINA CASTAÑEDA FUENTES
DIRECTOR DE CARRERA:
MGTR. LUIS MOISÉS PEÑATE MUNGUÍA
NOMBRE DEL ASESOR DE TRABAJO DE GRADUACIÓN
ING. RONI OSMAN CARRILLO AGUILAR
TERNA QUE PRACTICÓ LA EVALUACIÓN
MGTR. EDGAR AMÍLCAR MARTÍNEZ TAMBITO
MGTR. JULIO ROBERTO GARCÍA MORÁN
MGTR. RODOLFO ESTUARDO VÉLIZ ZEPEDA
DEDICATORIA
A
Dios:
Por haberme dado la vida y permitirme el haber llegado hasta este
momento tan importante de mi formación profesional.
Mi madre:
Por ser el pilar más importante, por demostrarme siempre su cariño
y apoyo incondicional.
Mi padre:
Que te encuentras en la gloria de Dios, te siento conmigo siempre y
aunque nos faltaron muchas cosas por vivir juntos, sé que este
momento es tan especial para ti como lo es para mí.
Mis hermanos:
Por su amistad y apoyo incondicional.
Mi novia:
Por compartir momentos significativos conmigo y por siempre estar
dispuesta a escucharme y ayudarme en cualquier momento.
AGRADECIMIENTOS
A mi asesor Ing. Agr. Roni Osman Carrillo Aguilar por su valiosa asesoría, revisión y
corrección de la presente investigación.
A mi catedrático Ing. Agr. Héctor Hugo Ruano Solís por su visión crítica de muchos
aspectos cotidianos de la vida, por su rectitud en su profesión como docente, por sus
consejos, que me ayudaron a formarme como persona e investigador.
A la finca San Francisco, Jutiapa, por permitirme realizar mi trabajo de investigación.
INDICE
Página
RESUMEN……………………………………………………....………………...……………...i
SUMMARY…………………………………….………………………………………………….ii
I. INDICE………………………………………………………………………………………….1
II. MARCO TEORICO .......................................................................................................2
2.1 EL CULTIVO DEL PINO..........................................................................................2
2.1.2 Descripción botánica ...............................................................................................2
2.1.3 Sistema radicular .....................................................................................................3
2.1.4 Hábitat .....................................................................................................................4
2.1.5 Recolección de semilla y rendimientos....................................................................4
2.1.6 Procesamiento de frutos y semillas .........................................................................5
2.1.7 Calidad física y germinación ....................................................................................5
2.1.8 Manejo de la especie en vivero ...............................................................................5
2.1.9 Problemas fitosanitarios ..........................................................................................5
2.2 CALIDAD DE PLANTA FORESTAL ........................................................................6
2.3 MICORRIZACION ...................................................................................................6
2.3.1 Ciclo biológico de los macromicetes (hongos superiores). ......................................7
2.3.2 Micorrizacion natural ...............................................................................................8
2.3.3 Micorrizacion artificial ..............................................................................................8
2.4 METODOS DE MICORRIZACION ..........................................................................9
2.4.1 Tipos de inóculos.....................................................................................................9
2.4.2 Técnicas de Inoculación ........................................................................................11
2.5 MICORRIZAS........................................................................................................14
2.5.1 Asociación simbiótica de las micorrizas ................................................................14
2.5.2 Tipos de micorrizas ...............................................................................................15
2.5.3 Funciones y beneficios de las micorrizas ..............................................................15
2.5.4 Las ectomirrizas en la planta .................................................................................16
2.5.5 Factores que afectan el desarrollo de una buena micorrización ...........................18
2.6 RIZOBACTERIAS COMO POTENCIALIZADOR EN EL EFECTO DE LAS
MICORRIZAS ................................................................................................................ 18
2.7 ESTUDIOS REALIZADOS CON ECTOMICORRIZAS ..........................................18
2.8 BENEFICIOS DE LA ECTOMICORRIZAS EN COMPARACIÓN CON LOS
BENEFICIOS DE LOS BIOESTIMULANTES RADICULARES COMERCIALES……..19
III PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ........................................................................20
3.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACION ....................................20
4.1 GENERAL .............................................................................................................21
4.2 ESPECIFICOS ......................................................................................................21
V. HIPÓTESIS ................................................................................................................21
5.1 HIPÓTESIS ALTERNATIVA..................................................................................21
VI. METODOLOGIA .......................................................................................................22
6.1 LOCALIZACIÓN ....................................................................................................22
6.2 MATERIAL EXPERIMENTAL................................................................................22
6.2.1 Ectomicorrizas .......................................................................................................22
6.3 FACTORES ESTUDIADOS ..................................................................................22
6.4 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS…………………………………………….23
6.4.1 Aplicación de los tratamientos………………………………………………………….24
6.5 DISEÑO EXPERIMENTAL ....................................................................................24
6.6 MODELO ESTADISTICO ......................................................................................25
6.7 UNIDAD EXPERIMENTAL ....................................................................................25
6.8 CROQUIS DE CAMPO .........................................................................................25
6.9 MANEJO DEL EXPERIMENTO ............................................................................26
6.9.1 Selección de semilla ..............................................................................................26
6.9.2 Elaboración de sustrato base ................................................................................26
6.9.3 Llenado de bolsas……………………………………………………...………………..27
6.9.4 Siembra .................................................................................................................27
6.9.5 Riego .....................................................................................................................27
6.9.6 Fertilización ...........................................................................................................27
6.9.7 Control de malezas................................................................................................27
6.9.8 Control de plagas y Enfermedades .......................................................................28
6.10 VARIABLES DE RESPUESTA............................................................................28
6.11 ANALISIS DE LA INFORMACION ......................................................................30
6.11.1 Análisis estadístico……………………………………………………………………30
6.11.2 Análisis económico .............................................................................................30
VII. RESULTADOS Y DISCUSION…………………………………………………………..31
7.1 PORCENTAJE DE COLONIZACIÓN .......................................................................31
7.2 PESO SISTEMA RADICULAR…………………………………………………………...32
7.3 DIÁMETRO DE TALLO……………………………………………………………………33
7.4 ALTURA DE PLANTA……………………………………………………………………..36
7.5 TIEMPO DE SIEMBRA A CAMPO DEFINITIVO PARA CADA
TRATAMIENTO……………………………………………………………………………39
7.6 ANÁLISIS FINANCIERO………………………………………………………………….41
VIII. CONCLUSIONES…………………………………………………………………………42
IX. RECOMENDACIONES……………………………………………………………………43
X. BIBLIOGRAFIA ..........................................................................................................44
XI ANEXOS ....................................................................................................................48
INDICE DE CUADROS
Página
Cuadro 1. Clasificación taxonómica del pino oocarpa………………….…………………...2
Cuadro 2. Codificación y descripción de los tratamientos evaluados…………………....23
Cuadro 3. Concentración de esporas de ectomicorrizas por tratamiento………………..24
Cuadro 4. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre
el porcentaje de colonización en el sistema radicular……………………….31
Cuadro 5. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre el
peso húmedo del sistema radicular…………………………………..……….32
diámetro de tallo a los 30 días después de la siembra,
promedios de la lectura No. 2………………………………………...……..…...33
diámetro de tallo a los 120 días después de la siembra,
promedios de la lectura No. 8………………………………………….……..….35
Cuadro 8. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre la
altura de planta a los 45 días después de la siembra,
promedios de la lectura No. 3……………………………………………….……36
Cuadro 9. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre la
altura de planta a los 120 días después de la siembra,
promedios de la lectura No. 8………………………………………….……..….38
Cuadro 10. Costo Fijo, Costo
Variable, Costo Total,
Venta, Ingreso Bruto, Ingreso Neto,
Precio de
Rentabilidad y
Relación Beneficio/Costo por tratamiento, de 4,444 plantas
(cantidad de plantas necesarias para la siembra de
una hectárea en campo definitivo) de P. oocarpa en la
etapa de vivero…………………………………………………………….………41
Cuadro 11. Datos de número de raíces no colonizadas y colonizadas………….………48
Cuadro 12. Datos y medias de porcentaje de colonización………………………….……50
Cuadro 13. Datos y medias de peso sistema radicular en gramos…………….………...51
Cuadro 14. Lectura No. 1, diámetro de tallo en milímetros………………………..………52
Cuadro 17. Lectura No. 4, diámetro de tallo en milímetros……………………..…………55
Cuadro 18. Lectura No. 5, diámetro de tallo en milímetros…………………………..……56
Cuadro 19. Lectura No. 6, diámetro de tallo en milímetros…………………..……………57
Cuadro 20. Lectura No. 7, diámetro de tallo en milímetros……………..…………………58
Cuadro 21. Lectura No. 8, diámetro de tallo en milímetros……………………..…………59
Cuadro 22. Lecturas en los cuatro meses de la etapa de vivero de
los promedios de diámetro de tallo por tratamiento en
milímetros……………………………………………………………………..…..59
Cuadro 23. Lectura No. 1, altura de planta en centímetros………………………….……60
Cuadro 24. Lectura No. 2, altura de planta en centímetros……………………….………61
Cuadro 26. Lectura No. 4, altura de planta en centímetros…………………….…………63
Cuadro 31. Lecturas en los cuatro meses de la etapa de vivero de
los promedios de altura de planta por tratamiento en
centímetros…………………………………………………….………………….67
Cuadro 32. ANDEVA para la variable de respuesta porcentaje de
colonización…………………………………………………………………….…68
Cuadro 33. ANDEVA para la variable de respuesta de peso sistema
radicular………………………………………………………………………..….68
Cuadro 34. ANDEVA de la lectura No. 2 (30 días después de la
siembra), para la variable de respuesta diámetro de tallo…………….…….69
siembra), para la variable de respuesta diámetro de tallo….……………….69
siembra), para la variable de respuesta altura de planta……………………70
siembra), para la variable de respuesta altura de planta…………………...70
Cuadro 38. Ordenamiento de medias y comparador para la prueba
de TUKEY de la variable de respuesta, porcentaje de
colonización…………………………………...………..………………………..71
de TUKEY de la variable de respuesta, peso del sistema
radicular en gramos………………………………………...………….………...71
de TUKEY de la lectura No. 2 (30 días después de la
siembra), para la variable de respuesta diámetro de tallo
en milímetros……….……………………………………………….……………72
de TUKEY de la lectura No. 8 (120 días después de la
siembra), para la variable de respuesta diámetro de tallo
en milímetros…………………………………………….……….………………72
de TUKEY de la lectura No.3 (45 días después de la
siembra), para la variable de respuesta altura de planta
en centímetros……………………………………………………….…………...73
de TUKEY de la lectura No.8 (120 días después de la
siembra), para la variable de respuesta altura de planta
en centímetros………………………………………….………………………...73
Cuadro 44. RESULTADOS, PRUEBA DE TUKEY de la variable de
respuesta porcentaje de colonización………………………….……………...74
Cuadro 45. RESULTADOS, PRUEBA DE TUKEY de la variable de
respuesta peso del sistema radicular en gramos…………………………….74
Cuadro 46. RESULTADOS, PRUEBA DE TUKEY de la lectura No. 2
(30 días después de la siembra) para la variable de
respuesta, diámetro de tallo en milímetros……………………………………75
respuesta, diámetro de tallo en milímetros……………………………………75
respuesta, altura de planta en centímetros………………………..………….76
respuesta, altura de planta en centímetros……………………………..…….76
Cuadro 50. Interpolación y extrapolación de los promedios de la
Lectura No. 7 y No. 8 de la variable altura de planta en
centímetros, desde el día 105 al día 125 después de
la siembra……………………………..…………………………………………..77
Cuadro 51. Costo de producción de 4,444 plantas de Pino oocarpa
en etapa de vivero, en aldea San Francisco, Jutiapa…………………...…..78
Cuadro 52. Presupuesto para el tratamiento testigo absoluto………………….………...79
Cuadro 53. Presupuesto para el tratamiento contraste (enraizador
bioestimulante)…………………………………………………………………...80
Cuadro 54. Presupuesto para el tratamiento dosis de ectomicorrizas
a razón de 1.88 gramos/planta………………………………………...……….81
a razón de 2.50 gramos/planta………………………….……...……...……….82
a razón de 3.75 gramos /planta…………………………..…………………….84
A razón de 5 gramos/planta………………………………………………..…...86
INDICE DE FIGURAS
Página
Figura 1. Partes del sistema radicular…………………………………………………….......4
Figura 2. Raíces micorrizadas y no micorrizadas………………………………………17
Figura 3. Porcentaje de colonización por tratamiento. Letras diferentes
indican diferencias significativas según prueba de medias
(Tukey 0.05 qα)…………………………………………….…………………..……31
Figura 4. Peso húmedo del sistema radicular por tratamiento. Letras
Diferente indican diferencias significativas según prueba
de medias (Tukey 0.05 qα) …………….…………………………..………..…….33
Figura 5. Diámetro de tallo por tratamiento a los 30 días después de
la siembra (lectura No.2).
diferencias
significativas
Letras
según
diferentes
prueba
indican
de medias
(Tukey 0.05 qα)………………………...……………………………………………34
Figura 6. Diámetro de tallo por tratamiento a los 120 días después
de la siembra (lectura No.8). Letras diferentes indican
diferencias
significativas
según
prueba
de
medias
(Tukey 0.05 qα).………………………………………………..………...…………35
Figura 7. Altura de planta por tratamiento a los 45 días después
de la siembra (lectura No.3). Letras diferentes
diferencias
significativas
según
prueba
indican
de medias
(Tukey 0.05 qα)…………………………………………………………………….37
Figura 8. Altura de planta por tratamiento a los 120 días después
de la siembra (lectura No.8). Letras diferentes
diferencias
significativas
según
indican
prueba de medias
(Tukey 0.05 qα)……………………….……………………………………………38
Figura 9. Grafico tiempo de siembra a campo definitivo para cada
tratamiento, en base a los 25 centímetros de altura de
planta que necesita la planta de P. oocarpa para la siembra
a campo definitivo………………………………………………………………....39
Figura 10. Imagen del experimento al momento de la siembra…………………………..87
Figura 11. Imagen del experimento en la etapa de germinación de la
semilla…………………………………………………………………………...….87
Figura 12. Imagen del experimento a los 30 días después de la siembra………………87
Figura 15. Imagen del experimento a los 120 días después de la
siembra……………………………………………………………………………..89
Figura 16. Imagen preparación de los tratamientos para ser aplicados…………………89
Figura 17. Imagen de una raíz ectomicorrizada observada en el
Estereomicroscopio………………………………………………………………..90
Figura 18. Imagen del sistema radicular de una planta lista para ser
pesada e imagen de la balanza analítica utilizada……………………….……90
Figura 19. Imagen de las muestras de las raíces de los distintos
tratamientos ya identificadas listas para ser observadas
en el estereomicroscopio y pesadas en la balanza analítica……………...91
Figura 20. Observación en el
estereomicroscopio de
las
raíces
colonizadas y no colonizadas por las ectomicorrizas……………...………..91
EVALUACIÓN DE SEIS DOSIS ECTOMICORRIZAS SOBRE LA CALIDAD DE
PLANTA DE PINO EN VIVERO, SAN FRANCISCO, JUTIAPA.
RESUMEN
El objetivo principal de la presente investigación fue evaluar el efecto de seis dosis de
los hongos ectomicorrícicos, Pisolithus tinctorius y Scleroderma citrinum sobre la
calidad de Pinus oocarpa, en vivero, bajo las condiciones ambientales de la aldea San
Francisco, Jutiapa, Guatemala. Las dosis de inoculante evaluadas por planta fueron:
1.88 gramos, 2.50 gramos, 3.13 gramos, 3.75 gramos, 4.38 gramos y 5 gramos. Las
variables de respuesta analizadas fueron: porcentaje de colonización, peso del sistema
radicular, diámetro de tallo, altura de planta, tiempo de siembra a campo definitivo y
relación beneficio costo. Luego de analizar los resultados se concluye que la dosis
ectomicorrízica de 5 gramos por planta incorporados al sustrato previo a la siembra de
la semilla, incrementa la calidad de pino respecto al testigo absoluto, en un: 29% de
peso fresco del sistema radicular, 14% en el diámetro de tallo a los 30 días después de
la siembra y 11.5% en la altura de la planta a los 45 días después de la siembra.
También utilizando dicha dosis la planta se anticipa en el vivero siete días para la
siembra a campo definitivo, obteniendo al final de la etapa de vivero: 82.3321% de
colonización sobre la raíz, 0.789 gramos de peso del sistema radicular, 26.37
centímetros de altura de planta, 2.35 milímetros de diámetro de tallo. Esta dosis nos da
una rentabilidad de 64%, pero entre todas las dosis evaluadas, la más rentable es el
testigo absoluto con un 204%.
i
EVALUATION OF SIX DOSES OF ECTOMYCORRHIZA ON THE QUALITY OF PINE
UNDER NURSERY CONDITIONS, SAN FRANCISCO, JUTIAPA
SUMMARY
The main objective of this research was to evaluate the effect of six doses of
ectomycorrhiza fungi, Pisolithus tinctorius and Scleroderma citrinum on the quality of
Pinus oocarpa, under nursery and environmental conditions in San Francisco, Jutiapa,
Guatemala. The inoculum doses evaluated per plant were: 1.88 grams, 2.50 grams,
3.13 grams, 3.75 grams, 4.38 grams, and 5 grams. The analyzed response variables
were: colonization percentage, root system weight, stem diameter, plant height, time to
plant in the field, and benefit-cost relationship. After analyzing the results, it is concluded
that the ectomycorrhiza of 5 grams per plant incorporated into the substratum prior to
planting the seed increases the pine quality compared to the absolute check by about
29% regarding fresh weight of the root system, 14% regarding stem diameter 30 days
after planting, and 11.5% regarding plant height 45 days after the planting. In addition to
the above, the plant can be transplanted from the nursery to the field seven days before,
obtaining the following results at the end of the nursery phase: 82.3321% of colonization
on the root, 0.789 grams of root system weight, 26.37 centimeters of plant height, and
2.35 millimeters of stem diameter. This dose yields a profitability of 64%, but among the
evaluated doses, the most profitable is the check with 204%.
ii
I. INTRODUCCION
En Guatemala, según el estudio de la dinámica de cobertura forestal 2006-2010
realizado por el Instituto Nacional de Bosques, Consejo Nacional de Áreas Protegidas,
Universidad del Valle de Guatemala y la Universidad Rafael Landívar (2,012), la
República de Guatemala contaba con una cobertura de bosque equivalente 3,722,595
hectáreas para el año 2,010, lo que representa un 34.2% del país, el dato revisado para
el año 2,006 es de 3,868,708 hectáreas de cobertura forestal, lo cual equivale al 35.5%
del territorio Nacional, para todo el periodo de dicho estudio a nivel nacional se estima
que se produjo una pérdida de 500,219 hectáreas de cobertura nacional, durante el
mismo periodo de tiempo se estima una ganancia de bosque de 354,107 hectáreas, lo
que refleja una pérdida neta de 146,112 hectáreas de bosque, obtenemos que se ha
perdido un 3.78% con respecto al bosque que existía a nivel nacional en el año 2006.
Se puede observar una perdida acelerada versus una lenta recuperación de los
recursos forestales, por lo tanto no hay un equilibrio en el manejo de dichos recursos en
un país con un gran potencial forestal.
En el departamento de Jutiapa, los silvicultores desconocen sobre las micorrizas y sus
beneficios, los pocos productores de plantas forestales de la región que utilizan
micorrizas en los viveros manejan este hongo benéfico de una forma empírica e
ineficiente. Por lo que es necesaria la implementación de técnicas de inoculación de
micorrizas adecuadas que garanticen la colonización de las raíces de las plantas
forestales. Las plantas micorrizadas tienen mayores probabilidades de sobrevivir en
campo definitivo disminuyendo así el número de plantas muertas en el trasplante, por lo
tanto se mejora la calidad de la planta forestal aumentando así la eficiencia en las
reforestaciones.
Con el fin de contribuir a mejorar esta situación, el presente trabajo tuvo como objetivo
determinar la eficiencia micorrícica de las cepas de hongos Pisolithus tinctorius y
Scleroderma citrinum aplicados a diferentes dosis y su implicación en la mejora del
crecimiento y desarrollo de plantas de Pinus oocarpa en la etapa de vivero.
Para ello, se tomaron datos cuantitativos como porcentaje de colonización, peso fresco
del sistema radicular, altura, diámetro del tallo, tiempo para trasplante a campo
definitivo, las cuales se compararon con un tratamiento contraste (bioestimulante
radicular) y un testigo absoluto. Los datos se analizaron por medio de un análisis de
varianza, con un nivel de significancia de 0.01 y 0.05, así como la prueba múltiple de
medias de Tukey. La investigación se inicio en el mes de diciembre del año 2011 y
culmino en el mes de junio del año 2012, en la aldea San Francisco, Jutiapa,
Guatemala.
Con este estudio, se ofrece una alternativa para el mejoramiento de viveros forestales y
contribuir a la reforestación y mejora de plantaciones en el departamento de Jutiapa.
1
II. MARCO TEORICO
2.1 EL CULTIVO DEL PINO
2.1.1 Clasificación taxonómica
Cuadro 1. Clasificación taxonómica del pino oocarpa.
Categorías taxonómicas
Reino
División
Clase
Orden
Familia
Género
Especie
(Paiz, 1994).
Definición por categoría
Plantae
Pinophyta
Pinopsida
Pinales
Pinaceae
Pinus
Pinus oocarpa
2.1.2 Descripción botánica
Árbol monoico, de copa irregular con ángulo de ramificación variable, ramas finas y
relativamente ralas. Alcanza alturas de hasta 45 mts y 0.60 mts de diámetro. En
condiciones medioambientales óptimas, puede lograr crecimientos anuales de 1 a 1.5
mts en altura y de 0.18 a 0.20 mts en diámetro.
Las hojas son acículas de 0.14 a 0.25 mts de largo y hasta 1.5 mm de ancho, con 3 a 8
canales resiníferos normalmente septales, de color verde brillante, erguidas, gruesas y
ásperas, con los bordes finamente aserrados, unidas en grupos de cinco. Las vainas de
los fascículos son persistentes, oscuras de 15 a 25 mm de largo, Los estróbilos
masculinos son estaminados, de 1 a 3 cms de largo por 1 cm de ancho y los estróbilos
femeninos si son de mayor tamaño y se producen en el extremo de las ramas en
cantidad mucho mejor que los masculinos (Montesinos, 1995).
La madera presenta una ligera diferencia entre albura y duramen. La albura de color
amarillo cremoso y el duramen café pálido. Textura fina, con brillo de mediano a alto,
veteado pronunciado, con anillos de crecimiento visibles. Su peso específico varía de
0.51 a 0.55 g/ cm3, moderadamente pesada. Es fácil de preservar, secar y trabajar.
Moderadamente resistente a la pudrición blanca y café y resistente al ataque de
termitas. Es utilizada en construcción en general, muebles, ebanistería, molduras,
paredes interiores, artesanías y papel.
Las flores son pequeñas, inflorescencias terminales en la parte superior de la copa, y
las masculinas en las ramas inferiores. Los frutos son conos ovoides, de 5 a 10 cm de
largo y de 5 a 8 cms de diámetro, a veces más largos, de color café oscuro, lustroso,
con escamas leñosas. Se agrupan de 2 a 3 en las ramas.
2
Las semillas son pequeñas, triangulares, de color café oscuro, de 4 a 7 mm de longitud;
con alas de 10 a 12 mm de largo, articulares y engrosadas en la base, donde se unen a
la semilla. Poseen de 5 a 7 cotiledones (Paiz, 1994).
2.1.3 Sistema radicular
Según Meléndrez (2010), la raíz del pino es de tipo típica, radicular, pivotante,
axonomorfa (es cuando la raíz principal es mucho más grande que las secundarias),
porque se origina de la radícula del embrión y tiene forma definida en donde se observa
un eje principal y de él, salen los ejes secundarios. Tiene un profundo eje o raíz
principal con abundantes ramificaciones o raíces secundarias, es un órgano
subterráneo en las coníferas, especializado en: Fijación de la planta al substrato,
absorción de agua y sustancias disueltas, transporte de agua y solutos a las partes
aéreas. A continuación se definen las zonas de la raíz:
a) Caliptra, cofia o pilorriza: protege al meristemo evitando el contacto con partículas
sólidas del suelo y evitando lesiones. A pesar de que continuamente se forman nuevas
células en la parte profunda de la caliptra, ésta no aumenta de tamaño porque las
células externas se desprenden, se descaman, por gelificación de las laminillas
medias. Las células externas juegan el papel de lubricante que facilita la penetración
de la raíz en el suelo. Entre la caliptra y la protodermis las paredes se vuelven
mucilaginosas, facilitando la separación de la caliptra de los lados de la raíz en
crecimiento se encuentra en el ápice protegiendo al meristemo apical (Meléndrez,
2010).
b) Zona de crecimiento o alargamiento: Zona glabra de 1-2 mm longitud.
c) Zona pilífera: Región de los pelos absorbentes.
d) Zona de ramificación: Región sin pelos, donde se forman las raíces laterales. Se
extiende hasta el cuello, que la une al tallo.
El extremo de la raíz está revestido de mucigel, envoltura viscosa constituida por
mucílago (polisacáridos), que la protege contra productos dañinos, previene la
desecación, es la interface de contacto con las partículas del suelo y proporciona un
ambiente favorable a los microorganismos (Meléndrez, 2010).
.
3
Figura 1. Partes del sistema radicular.
2.1.4 Hábitat
Su rango latitudinal varía entre los 600 a 1,200 msnm, con precipitaciones mínimas
anuales de 650 mm y una época seca de cinco a seis meses, con temperaturas de 13 a
23 °C. En condiciones naturales se encuentra creciendo sobre suelos erosionados,
delgados, arenosos, bien drenados, ácidos a neutros pH de 4.5 a 6.8, de baja fertilidad,
derivados de materiales de origen volcánico antiguo, con un alto contenido de cuarzo
(Montesinos, 1995).
2.1.5 Recolección de semilla y rendimientos
La maduración de los conos generalmente ocurre después de la polinización (de enero
a marzo), eso facilita la apertura de los conos por la presencia de altas temperaturas
(época seca). La maduración de los conos no es uniforme sino escalonada. La época
de mayor diseminación ocurre de marzo a mayo en América Central.
Los conos aun cerrados deben ser recolectados directamente del árbol, cuando
presentan una coloración medio verde a café canela. Se cortan, con tijeras podadoras,
las ramas conteniendo los conos, evitando el daño a las ramas frágiles. Un cono
contiene aproximadamente 36 semillas y un árbol contiene en promedio 112 conos. Los
rendimientos usuales varían de 0.25 a 0.50 kg de semillas por árbol (Paiz, 1994).
4
2.1.6 Procesamiento de frutos y semillas
Después de recolectados los conos son transportados en sacos de yute a un lugar
donde puedan ser extendidos sobre lonas a la sombra para permitir su postmaduración. Luego se secan los conos al sol en tarimas. Una vez abiertos se extraen
las semillas golpeándolas. La semilla pasa a una desaladora y luego la mezcla de
semillas, alas y basura son pasadas a una limpiadora con el objeto de eliminar las
impurezas. Finalmente se homogeniza el lote y se seca a un nivel de humedad
adecuado para su almacenamiento, exponiendo las semillas al sol y removiéndolas
constantemente (Salazar y Boshier, 1989).
2.1.7 Calidad física y germinación
Generalmente un kilogramo contiene típicamente entre 40,000 y 78,000 semillas. Se
han reportado porcentajes de germinación de 70 y 90% y porcentajes de pureza de 90
a 99%. La germinación es epigea y se inicia a los siete días después de la siembra y
finaliza a los 17 días. Se reportan porcentajes de germinación superiores a 80%. Las
semillas son ortodoxas y pueden almacenarse por 5 a 10 años a 3 a 4ºC y humedad del
6 a 9% en recipientes herméticos. A temperatura ambiente, la semilla permanece viable
por 4 a 6 semanas (Salazar y Boshier, 1989).
2.1.8 Manejo de la especie en vivero
Las semillas pueden sembrarse directamente en bolsas plásticas, con 1 a 2 semillas
por bolsa, o en bancales germinadores. Durante este periodo se requiere sombra
permanente; utilizando para ello las acículas de pino. Aunque las semillas no requieren
tratamientos pregerminativos, se pueden sumergir en agua por 12 a 24 horas antes de
la siembra, para acelerar la germinación. El riego debe de ser diario durante el proceso
de germinación y transplante, que se hace a los 22 días. Luego se cambia el régimen a
un día de por medio, hasta que las plántulas alcancen 25 cm, altura adecuada para ser
llevadas al campo. El sustrato debe de tener tres partes de tierra y una de arena
(Salazar, et al., 1989).
2.1.9 Problemas fitosanitarios
En análisis fitosanitarios a lotes de semillas se reportan hongos como: Trichothecium
roseum (50%), Asrpergillus flavus (15%), Penicillium sp. (3%), Pestalotiopsis sp. (10%)
Phomopsis sp. (6%).
Los frutos en el árbol son atacados por Cronartium conigenun, hongo que puede causar
pérdidas en la cosecha de semillas. En los viveros son comunes los hongos que causan
mal del talluelo (damping – off) y fusariosis, como tratamiento preventivo es
recomendable realizar una adecuada desinfección y desinfestación del sustrato a
utilizar en el vivero (Paiz, 1994).
5
2.2 CALIDAD DE PLANTA FORESTAL
Es la capacidad que tiene una plántula para desarrollarse y generar una planta con
vitalidad propia, como resultante esta la integración de numerosas características
fisiológicas y morfológicas en la planta obtenidas en vivero, que controlan las
posibilidades de desarrollo y crecimiento posterior de las plantas en campo definitivo
(Gonzales, 2001).
El éxito de una plantación forestal empieza en el vivero. El material vegetal es
responsable en el largo plazo del cumplimiento de los objetivos trazados en un proyecto
forestal.
La fase de vivero resulta esencial por ser el punto de partida, además de ser el único
momento en el que es posible realizar un control sobre algunas variables del proceso
que afectan a la producción de planta de calidad (Landis, 1998).
Desde los punto de vista anterior se pude resumir que calidad de planta forestal es la
relación directa de la calidad morfológica (medible por estándares de altura, diámetro
del fuste del tallo, parte aérea, sistema radicular), con la calidad biológica (basada en el
porcentaje de colonización de la micorriza) que actúan en conjunto con la finalidad de
obtener el mejor desarrollo vegetativo en la planta forestal (Rodríguez, 2001).
Es evidente que la capacidad de pegue de un planta forestal en campo definitivo es
gracias al crecimiento de las raíces, por lo tanto hay que potenciar el sistema radicular
para dotarlo de una arquitectura y una capacidad de almacenamiento de reservas
(Ortega, 2001).
2.3 MICORRIZACION
Según Mikola (2005), define que es la inoculación natural o artificial de hongos a las
raíces de las plantas.
Bran (1998), presenta las siguientes ventajas: a) aumento del área del suelo en
contacto físico con la micorriza (raíz e hifas); b) aumento de la movilidad, a través de las
hifas del hongo, de los minerales del suelo en las regiones próximas a la raíz; c)
incremento de la actividad biológica de la rizosfera, acelerando los procesos de
mineralización y reciclaje de nutrientes.
Micorrizacion, es la inoculación controlada de las especies de hongos directamente a
los viveros forestales. Existen tres tipos de inoculo, suelo con propagulo infectado de
alguna especie, esporas de hongos y los micelios.
Mikola (2005), menciona que se han desarrollado métodos y técnicas específicas para
la micorrizacion que no necesitan conocimientos extraordinarios, para los viveristas.
6
Consisten en prácticas como la infección espontanea provocada, donde se utiliza la
tierra vegetal como inoculo, plantas micorrizales, cultivos puros y cuerpos fructíferos.
Dentro de las técnicas de micorrizacion más comunes y que son factibles a nuestro
medio. Entre las que se tiene contemplado están: a) sustrato biológico; b) germinación
de semillas en plantaciones establecidas o en bosques naturales de coníferas; c)
utilización de hojarasca de confieras; e) utilización de restos de hifas o esporas del
hongo.
Las micorrizas tienen una gran importancia como auxiliares eficaces de las especies
forestales. Por un lado una mejora en las condiciones nutricionales de las plantas con el
correspondiente aumento de crecimiento (altura, diámetro de tallo); y por otro la planta
adquiere defensas físicas y químicas que la protegen de la acción de los agentes
patógenos (Urizar, Flores y Rodríguez, 2000).
En pinos, es importante una inoculación temprana de micorrizas en el vivero, así la
micorrizacion contribuiría a la planta de pino en una forma importante cuando se
establezcan en campo definitivo, ya que en condiciones naturales la micorriza puede
ser baja o nula o simplemente las especies de hongos presentes en el suelo no sean
compatibles con la especie (Carrillo, 1999).
Rodríguez (2001), manifiesta que el número de muertes de plantas por causas abióticas
o bióticas, tras ser colocadas en el campo, es muy bajo en el caso de plantas
micorrizadas, lo que induce a pensar en una protección debida a la micorrización.
2.3.1 Ciclo biológico de los macromicetes (hongos superiores).
Según Mikola (2005), en todos los macromicetes distinguimos dos partes distintas:
micelio y carpóforo:
a) El micelio, formado por una serie de filamentos o hifas, en general de color blanco,
que vive bajo tierra entre el humus o rodeando raíces, sobre hojas o madera muerta o
incluso otros hongos, plantas o animales. Constituye la parte vegetativa del hongo.
Estos filamentos o hifas crecen radial e indefinidamente en todas las direcciones,
formando en algunos casos círculos completos que fueron denominados "corros de
brujas" debido a su fructificación espontanea y misteriosa.
b) El carpóforo o vulgarmente llamado seta. En el extremo de los micelios se desarrolla
el cuerpo fructífero o carpóforo, formado en su mayoría por tejido estéril. Solo una
pequeña parte del carpóforo es fértil, la zona conocida como "himenio", que
corresponde con las láminas, los tubos, los aguijones, y, en ciertos casos, con una
superficie lisa o ligeramente arrugada.
7
En el himenio se producen las esporas que permiten la difusión de la especie. Cuando
las esporas maduran cae sobre el sustrato que puede ser el adecuado o no. En la
mayoría de los casos las esporas se pierden por no encontrar unas condiciones
adecuadas. Si todo le es favorable germina, produciendo un filamento finísimo
(filamento primario) que al entrar en contacto con otro producido simultáneamente por
otra espora con signo sexual contrario (en el mismo carpóforo se forman esporas de los
distintos sexos que posea la especie) se fusionan y forman un nuevo filamento
(filamento secundario) y el conjunto de filamentos o hifas recibe el nombre de micelio.
De este micelio o cuerpo vegetativo del hongo se desarrolla finalmente el cuerpo
fructífero, el carpóforo, que vemos en el exterior y que recogemos. Un solo carpóforo
produce decenas de millares de esporas que caen cuando están maduras y si
concurren las condiciones necesarias comienza un nuevo ciclo (Mikola, 2005).
2.3.2 Micorrizacion natural
La micorrizacion natural, como su nombre lo indica se da naturalmente, ya que
dependiendo a la especie se dará la micorrizacion sin ninguna necesidad de
inoculación, ya que son micorrizogenos que son nativos o que ya están inoculadas en la
semilla, entre estas especies esta el Ciprés (Mikola, 2005).
Los hongos al carecer de clorofila, no pueden formar sus elementos nutritivos utilizando
la energía de la luz solar, como ocurre con las plantas verdes, por lo cual se ven
obligados a vivir a expensas de otros organismos, si el micelio está íntimamente unido a
las raíces de ciertas plantas formando una verdadera simbiosis, que favorece tanto al
hongo como a la planta, decimos que esta simbiosis la constituyen las "micorrizas".
En la simbiosis micorriza el hongo obtiene el exceso de azucares de reserva,
básicamente almidón, de las raíces de las plantas. Sin embargo a su vez permite a la
planta, a través de la unión del micelio a las raíces aumentar enormemente la extensión
del aparato radical (Mikola, 2005).
2.3.3 Micorrizacion artificial
Según Mikola, (2005), existen especies, que no tienen esa capacidad de simbiosis
natural, o que son especies exóticas que necesitan ser inoculadas artificialmente, para
esta práctica es de mucha importancia la elección del hogo a trabajar, por lo que se
debe de tomar en cuenta lo siguiente:




Su actitud para formar micorrizas.
Su capacidad para favorecer el crecimiento de la planta.
Su resistencia a otras micorrizas, evitando ser desplazado.
Su aptitud a formar nuevas micorrizas en las raíces recién formadas.
8
La micorrizacion artificial de especies forestales obtenidas mediante reproducción
vegetativa, es una línea de investigación que se debe considerar como un paso más en
los procesos de micorrización de especies forestales. Mediante la reproducción
vegetativa por estaquilla, se logra el mantenimiento de los genotipos de la planta de la
que proceden dichas estaquillas. De esta forma se pueden conservar caracteres tales
como, producción de frutos o madera, resistencia a enfermedades, etc. Así se puede,
mediante la micorrización posterior de las estaquillas ya enraizadas, lograr un gran
número de plantas en un corto tiempo, con un gran interés en los genotipos a
considerar (Mikola, 2005).
2.4 METODOS DE MICORRIZACION
Según Mikola (2005), por lo general, los hongos micorrizogenos no son exigentes en
cuanto a sus especies hospedantes. Si se introduce una especie arbórea en una nueva
zona sin sus simbiontes micorrizales ordinarios, puede en un principio desarrollar
micorrizas con algunos hongos de la región; más tarde, sin embargo, esos hongos son
sustituidos por simbiontes más específicos, que son introducidos deliberadamente o
que llegan incidentalmente.
2.4.1 Tipos de inóculos
a) El inóculo bruto
Se utiliza tanto en hongos endomicorrícicos como ectomicorrícicos y consiste
básicamente en suelo impregnado con propagulos de una especie o ecotipo
determinado de hongo (esporas, micelio, raíces con vesículas y arbusculos, etc.) y se
caracteriza por su grado de infectividad suele ser elevado y su manipulación sencilla, lo
que le confiere un considerable interés de aplicabilidad (Mikola, 2005).
En el caso de los hongos endomicorricicos, se utilizan suelos de diversas texturas o
sustratos (turbas), mezclados con arena, o arcilla expandida con algo de materia
orgánica, esterilizándose antes de incorporar los propagulos del hongo deseado y la
planta hospedante. La imposibilidad de cultivar estos hongos en el laboratorio y por lo
tanto de producir micelio puro en cantidades significativas, debido a su obligado
biotropismo de dependencia respecto al hospedante hace que se reproduzca en
contenedores junto a la planta (Mikola, 2005).
La utilización de hongos ectomicorrícicos se utiliza entre plántulas producidas en bolsas
de plástico y cultivos a raíz desnuda. En el primero el suelo forestal es mezclado con
otros suelos más o menos arenosos y esta mezcla se lleva para el cultivo de las
plantas. En el segundo, la tierra se vierte sobre el propio suelo del vivero con que se
mezcla.
9
Este método aparte de acarrear repetidas extracciones de tierra en el momento, hecho
que choca con la idea generalizada de conservación del suelo, presenta problemas de
tipo biológico como son la posible introducción de malas hierbas y también de
patógenos que afectan a la salubridad del vivero, además de ser la cantidad y la calidad
de inoculo introducida desconocida y tremendamente variable de unos años a otros .Es
por eso que además en la micorrizacion controlada con hongos formadores de
ectomicorrizas se utilizan en otros tipos de inoculos (Mikola, 2005).
b) El inóculo esporal
Se trata de suspensiones de esporas en agua destilada estéril y cuyas esporas se
obtienen a partir de las esporas de los hongos, o bien a partir de fragmentos de himenio
o gleba (según las especies utilizadas) triturados con agua.
Para preparar estas suspensiones es suficiente recoger carpoforos maduros (no
putrefactos), limpiarlos con un pequeño cepillo para quitarles la posible tierra que lleve
adherida, trocearlos y directamente triturarlos con una batidora domestica, con agua
destilada y estéril hasta obtener una suspensión homogénea (Mikola, 2005).
Una vez obtenida la suspensión, la aplicación del inoculo esporal puede realizarse
directamente sobre las plántulas mediante cualquier sistema que nos permita distribuir
más o menos homogéneamente las disoluciones. Se deberán realizar varias tandas de
inoculación (3 o 4 veces), espaciadas entre sí unas dos semanas, para asegurar la
correcta micorrizacion de las plántulas. Inmediatamente después de cada una de estas
aplicaciones es importante regar las plántulas durante unos minutos, a fin de que las
esporas que hayan quedado adheridas a la parte aérea de la planta caigan pronto
sobre el sustrato, donde deben germinar (Mikola, 2005).
Conviene realizar el tratamiento en el momento de la siembra o en el de la germinación
de las semillas, para dar tiempo a las esporas que también germinen y desarrollen su
micelio y las dosis totales de aplicación variaran según la especie hospedante.
Este sencillo método de micorrizacion controlada en vivero puede ser aplicado
fácilmente por los viveristas, pues no requiere tecnología sofisticada, sino unos mínimos
conocimientos micologicos para seleccionar bien las especies fúngicas adecuadas,
aunque tiene sus inconvenientes, como son la estacionalidad de la fructificaciones de
los hongos o la viabilidad temporal del propio inoculo aunque los porcentajes de
micorrizacion con el hongo deseado son muy altos, ya que la cantidad de propagulos
incorporados al sustrato son suficientemente elevadas (Mikola, 2005).
c) El inóculo miceliar
Consiste en la producción de inoculos en el propio laboratorio; el cual se puede obtener
a partir de varias fuentes: por aislamiento de cultivos de tejidos fúngicos extraídos
directamente de los carpoforos, por germinación In Vitro de esporas, o por cultivo del
micelio a partir de la propia estructuras micorricicas.
10
Su fabricación puede resultar complicada para la persona no iniciada en la
manipulación de técnicas microbiológicas y es el que mayor esfuerzo requiere por los
viveristas, aunque es más efectivo en cuanto al tiempo y porcentaje de micorrizacion y
el más seguro en cuanto a introducción de otros organismos no deseados, etc. (Mikola,
2005).
2.4.2 Técnicas de Inoculación
Se describe varias técnicas entre ellas están:
a) La tierra vegetal como inóculo
La tierra vegetal de los montes naturales, plantaciones o viveros es el tipo más
ampliamente utilizado de inoculo. Las técnicas para aplicar el inoculo de tierra vegetal
varían según las practicas de vivero. Si las plantitas se cultivan en tierra natural, la
primera inoculación se suele efectuar extendiendo una capa delgada de tierra micorrizal
de 1 a 2 cm de espesor, que se mezcla con la tierra superficial. Ordinariamente no se
requieren luego mas inoculaciones (Mikola, 2005).
La tierra vegetal como inoculo micorrizal tiene sus ventajas y sus inconvenientes. Entre
las ventajas principales se cuenta la gran facilidad y seguridad con que se puede
efectuar la inoculación. Puede resultar difícil mantener los hongos en condición viable
durante un largo transporte; en cambio, cuando se ha introducido ya el inoculo, puede
propagarse y distribuirse rápidamente. Cuando el vivero se halla cerca de plantaciones
existentes, pueden utilizarse grandes cantidades de inoculo, lo que garantiza una rápida
y pareja infección de todas las plantitas. Cuando el inoculo procede de masas naturales
o de plantaciones sanas y florecientes, contiene una población equilibrada de las
diferente especies de hongos micorrizogenos, siempre que, desde luego, no hayan
muerto algunas especies durante el transporte.
La tierra micorrizante de los viveros es a su vez un elemento muy homogéneo para
inocular nuevos semilleros o incluso nuevos viveros. El desmesurado volumen, de la
tierra vegetal necesaria para la inoculación, es tal vez el mayor inconveniente técnico
del método. También hay razones biológicas por las que el ejemplo de inoculo detiene
indiscriminadamente todas las especies fúngicas y otros organismos del lugar de donde
se toma. Puede contener también parásitos y enfermedades (Mikola, 2005).
El riesgo de introducir enfermedades es bastante ligero cuando la tierra se lleva de
masas naturales sanas a viveros de la misma zona. Es mucho mayor el riesgo que se
corre en el traslado de tierra de un vivero a otro al poderse introducir al mismo tiempo
los hongos causantes de la pudrición de las plantitas y otras plagas de los viveros. El
traer tierra de otros países siempre entra el peligro de introducir nuevas enfermedades.
11
Se presenta una gran dificultad para llevar inoculo micorrizal a muchos países. Para
protegerse contra las enfermedades de las plantas y de los animales, la mayoría de los
países establecen reglamentos de cuarentena por los que se prohíbe o restringe la
importación de tierra vegetal no estéril. En realidad, la primera introducción de inoculos
micorrizales en varias zonas se efectuó ilegalmente. Tal vez eso explique el por qué
existe tan escasa información sobre la introducción de la infección micorrizal en muchos
países (Mikola, 2005).
b) Plantas micorrizales
Según el método indonesio, las plantitas micorrizales o arbolillos madre se plantan a
intervalos de 1 m en las eras. Al siguiente año se plantan plantitas que tengan de 6 a 8
semanas en torno a esos árboles madre con un espaciamiento de 10 x 10 cm. El color
verde sano y el comienzo del crecimiento son indicios claros de que la infección se ha
extendido de los arbolillos madre a las plantitas que los rodean (Mikola, 2005).
Se afirma que la utilización de arbolillos madre es la única forma posible de inocular
plantitas de Pinus merkusii en los viveros; han fallado los ensayos de tierra vegetal
micorrizal tomada de las plantaciones de pino (Mikola, 2005).
La primera introducción de infección micorrizal en muchos países se ha verificado en
las raíces de plantitas vivas. Estas pueden también utilizarse para la preservación de la
infección micorrizal. El empleo de plantitas micorrizales parece ser un método muy
seguro de inoculación; incluso se afirma que ha dado resultado en algunos casos en
que había fallado el inoculo de tierra vegetal. Como inconveniente, cabe mencionar el
progreso a veces lento de la infección derivada de los arbolillos madre.
En cuanto al riesgo de introducción de enfermedades, las plantitas micorrizales pueden
ser más seguras que los inoculos de tierra. El estado sanitario de las plantitas en
maceta puede controlarse mejor que grandes cantidades de tierra no esterilizada
(Mikola, 2005).
c) Cultivos puros
En el plano teórico, el empleo de cultivos puros de hongos micorrizogenos seria con
mucho el mejor método de inoculación. En la inoculación por cultivos puros, pueden
elegirse las especies de hongos y eliminarse así todo riesgo de introducción de
enfermedades (Mikola, 2005).
No obstante, para un satisfactorio empleo de cultivos puros, tendría que saberse que
especies fúngicas son los simbiontes más beneficiosos y cuales los menos eficaces, la
forma de cultivar las especies superiores para producir suficientes cantidades de
inoculo y el modo de efectuar la inoculación en las condiciones practicas de vivero o de
campo. En todos esos aspectos, los conocimientos son todavía muy deficientes y, por
consiguiente, en silvicultura se ha practicado poco la inoculación de cultivos puros.
12
En cambio, en muchos tipos de experimentos científicos se han utilizado ampliamente
los cultivos puros. La técnica austriaca consiste en que el hongo Boletus plorans se
cultiva primeramente en una solución nutriente de Moser en frascos Erlenmeyer. De los
frascos los micelios se trasladan a la misma solución en tanques de 10 litros, que son
aireados durante 2 o 3 horas diarias. Después de 3 o 4 meses, se vacía el líquido con
los micelios en frascos de 5 litros con una mezcla esterilizada de vermiculita y turba
triturada, añadiéndose una cantidad suficiente de la misma solución nutriente para
humedecer el sustrato (Mikola, 2005).
Una humedad y una aireación suficientes son elementos importantes para el
crecimiento de los hongos. El Boletus plorans crecerá por todo el sustrato en unos
meses, al cabo de los cuales el inoculo estará listo para su empleo.
Del laboratorio al vivero, el inoculo es enviado en bolsas de polietileno de un tiempo no
mayor de tres días antes del trasplante. El inoculo se aplica en una proporción de 3 a 4
litros por metro cuadrado y se le hace penetrar un poco en el suelo superficial,
plantándose inmediatamente la plantita en la era inoculada (Mikola, 2005).
El éxito de la inoculación depende también de las propiedades físicas y químicas de la
tierra del vivero; en otras palabras, no basta simplemente con introducir el hongo en el
suelo, sino que las condiciones han de ser adecuadas para su crecimiento. Una buena
aireación, una moderada acidez, un alto contenido de materia orgánica, y la aplicación
de fertilizantes fosfóricos, favorecen el crecimiento y la capacidad infectiva de Boletus
ploran.
La inoculación se repite, a ser posible, en cada repicado, independientemente de que la
tierra haya sido inoculada antes o no. La mayor dificultad que presenta el método
austriaco de inoculación es la enorme cantidad de inoculo necesario (3 litros por metro
cuadrado, es equivalente a 30 metros cúbicos por hectárea) (Mikola, 2005).
La inoculación de cultivo puro es el único método aceptable para estudios de rigor
científico y se usa principalmente en experimentos realizados en condiciones asépticas.
Sin embargo, las posibilidades de su uso práctico en el campo son todavía bastante
limitadas (Mikola, 2005).
d) Esporas y cuerpos fructíferos
Es la inoculación micorrizica empleando esporas o cuerpos fructíferos de hongos
micorrizogenos. Se recogen esporoforos nuevos y se trituran y mezclan
superficialmente. En el plano teórico, el método de emplear esporas para la inoculación
presenta muchas ventajas, especialmente para el envió del inoculo a grandes
distancias (Mikola, 2005).
13
El peso y el volumen del inoculo seria pequeñísimo y el riesgo de introducción de
enfermedades podría reducirse al mínimo. Si las esporas de los hongos micorrizogenos
permanecen vivas y viables durante todo un año, incluso en condiciones secas, como
se ha informado el método sería realmente fácil e interesante. En los programas de
forestación por siembra directa, sería una solución ideal. Pero actualmente es poco lo
que se sabe sobre la germinabilidad de las esporas de diferentes especies y sobre los
factores que influyen en la germinación para poder recomendar la inoculación por
esporas o esporoforos a escala de campo (Mikola, 2005).
2.5 MICORRIZAS
Se derivan de las voces griegas mico = hongo y rhiza = raíz, es la asociación simbiótica
entre un hongo y las raíces de la planta. Las micorrizas son hongos que viven
colonizando el interior y exterior (ectomicorrizas y endomicorrizas) de las raíces de
absorción de las plantas, para obtener compuestos orgánicos esenciales. En
retribución, los hongos extienden largos filamentos vegetativos (micelio) dentro del
suelo para extraer agua y nutrientes esenciales y compartirlos con las plantas (Solares,
2007).
Las micorrizas son hongos benéficos utilizados hoy en día en una gran diversidad de
cultivos. Se conoce la existencia de estos microorganismos desde hace más de un
siglo, estimándose que aproximadamente el 95% de las especies vegetales conocidas
establecen de forma natural y constante una simbiosis con este tipo de hongos en el
suelo. Estos microorganismos benéficos son alguno de los más estudiados en la
actualidad por su diversidad de especies, por las distintas formas de actuar en las
plantas y en los suelos (Hernández, 2001).
2.5.1 Asociación simbiótica de las micorrizas
El hongo recibe de la planta sustancias ya elaboradas como: azucares, hidratos de
carbono, ácidos orgánicos, lípidos, hormonas y vitaminas.
Las micorrizas son capaces de absorber, acumular y transferir los quince principales
elementos nutritivos y el agua a la planta más rápidamente. Además ofrecen protección
contra patógenos del suelo, incrementan la tolerancia de las plantas a la sequía,
compactación, altas temperaturas del suelo, salinidad, extremos de pH, toxinas
orgánicas e inorgánicas y metales pesados, reduce el gasto de energía por parte de la
planta por el aumento de longevidad y cese de crecimiento de los pelos radiculares por
lo que las hifas del hongo pasan a cumplir dicha función en las raíces. Estos hongos
benéficos, también prolongan la vida, viabilidad y productividad del sistema radicular de
la planta (Solares, 2007).
14
2.5.2 Tipos de micorrizas
a) Ectomicorrizas:
Están formadas por casi todos los grupos de Basidiomicetos, Ascomicetos, Zigomicetos
y Ficomicetos. Estas micorrizas se caracterizan por la formación de una estructura
denominada manto, compuesta por hifas del hongo densamente agrupadas que
envuelven las raicillas finas del huésped (Solares, 2007).
b) Endomicorrizas
Se encuentran en el grupo de las Chytridiomycetos y se caracterizan por un manto muy
reducido o ausente, red de Hartig bien desarrollada y penetración de las hifas en las
células del huésped. Además son las más abundantes en la naturaleza y se asocian
principalmente a plantas herbáceas y arbustivas, desde cultivos agrícolas hasta árboles
frutales (Solares, 2007).
c) Micorrizas arbusculares
Están provistas de manto, hifas de proyección externa y, normalmente, red de Hartig
bien desarrollada con penetración intracelular (Solares, 2007).
2.5.3 Funciones y beneficios de las micorrizas
Solares (2007), menciona que las micorrizas actúan a nivel de la raíz produciendo una
plántula más sana ya que el micelio del hongo realiza las siguientes funciones:





Consume los exudados de las raíces compitiendo con los patógenos, no
permitiéndoles obtener alimento.
Cada punto de unión con la raíz libera antibióticos.
Recubre la raíz protegiéndola de hongos y bacterias.
Libera hormonas de crecimiento (auxinas, citoquininas, giberalinas), aumentando
el volumen radical y favoreciendo el enraizamiento de las plantas.
Tiene mayor superficie de acción que las raíces en la captura de nutrientes y
agua.
Es ampliamente conocida la multitud de ventajas que tiene una planta micorrizada con
respecto a una que no lo esté. Según Solares (2007), entre estas ventajas, se
encuentran:

Contribución a la nutrición mineral de la planta, en especial a su aporte de
fósforo, por absorción, translocación y transferencia; en la nutrición nitrogenada
de la planta, y en la adquisición de otros nutrientes como zinc y cobre.
15











Y se considera que probablemente, podrían translocar potasio, calcio, magnesio
y azufre.
Control biológico para algunos patógenos provenientes de suelo, e incremento
de la tolerancia de la planta a patógenos.
Efecto positivo sobre el desarrollo y distribución de biomasa.
Mejoramiento de la tolerancia a condiciones de estrés hídrico y salinidad.
Influencia sobre la fotosíntesis de la planta hospedera.
Producción de hormonas estimulantes o reguladoras de crecimiento vegetal.
Incremento en la relación parte aérea / raíz de la planta micorrizada.
Aportes en recuperación de suelos por ser formadores de agregados del suelo.
Uso potencial en suelos degradados o áridos en programas de revegetación y/o
reforestación.
Interacción positiva con fijadores libres y simbióticos de nitrógeno y otros
microorganismos de la rizosfera.
Mayor desarrollo de la aparte aérea (follaje).
Mayor éxito en el trasplante
2.5.4 Las ectomirrizas en la planta
Las ectomicorrizas son una asociación mutualista entre hongos superiores y plantas
Gimnospermas y Angiospermas pertenecientes a ciertas familias. Consiste de un
sistema de micelio en el suelo unido a las raíces micorrizadas y estructuras de
almacenamiento o reproducción. Las raíces ectomicorrícicas se caracterizan por la
presencia de un manto de hifas que cubre las puntas de las raíces más finas y una red
de hifas entre las células epidérmicas o células corticales conocida como red de Hartig
(Salas, 2004).
La presencia del hongo en las raíces modifica su morfología, promoviendo su
bifurcación, ramificación y ensanchamiento y aumentando con esto su superficie de
absorción. Las hifas que se proyectan al exterior de la raíz exploran un volumen mayor
de suelo, algunas especies pueden formar cordones miceliares o rizomorfos, los cuales
tienen una mayor capacidad exploratoria y pueden tolerar condiciones adversas más
fácilmente y su periodo de vida es más largo que el de las hifas individualizadas. Los
pelos radicales ectomicorrizados sobreviven por más tiempo que los pelos no
micorrizados alcanzando edades hasta de un año (Salas, 2004).
Las ectomicorrizas se pueden reconocer mediante un examen visual del micelio interno
y externo que son característicos de diferentes hongos, por el color y por cambios del
crecimiento y del patrón de ramificación radical. Sin embargo, es mejor confirmar el
diagnóstico mediante observaciones al microscopio. Los cuerpos fructíferos se utilizan
para la identificación de los hongos y como fuente de inóculo. Son los llamados
esporocarpos, basidiocarpos, ascocarpos, setas, trufas, etc., son estructuras
reproductivas relativamente grandes formadas por Basidiomicetes o Ascomicetes
(Salas, 2004).
16
También forman esclerocios que son estructuras de almacenamiento producidas en el
suelo por algunos hongos (Salas, 2004).
Los árboles con asociaciones ectomicorrícicas son dominantes en bosques de
coníferas, en regiones boreales frías o alpinas, y muchos bosques de hoja ancha en
regiones templadas o mediterráneas, pero también se presentan en sabanas tropicales
o subtropicales o en bosques lluviosos.
La mayoría de los hospederos de ectomicorrizas son árboles o arbustos pero existen
asociaciones formadas por unas pocas plantas herbáceas. Los hongos ectomicorrícicos
contribuyen significativamente con la biomasa de los ecosistemas de bosque. Las hifas
de los hongos micorrícicos se encuentran extensamente distribuidas por el suelo y
tienen una gran contribución en el ciclaje y absorción de nutrimentos en los
ecosistemas de bosques. Las hifas de los hongos ectomicorrícicos tienen capacidad
saprofítica, pueden absorber fósforo y nitrógeno de fuentes inorgánicas y orgánicas
(Salas, 2004).
A diferencia de las micorrizas arbusculares los hongos ectomicorrícicos pueden aislarse
y cultivarse en medios de cultivo axénicos, para esto se pueden utilizar los cuerpos
fructíferos o bien raíces micorrizadas, esclerocios, rizomorfos y esporas (Salas, 2004).
Figura 2. Raíces micorrizadas y no micorrizadas: a continuación se describen las
imágenes: 1a) se observa las raíces en el cepellón, 1b) raíces con
micorrizas, 1c) formas de orquetas y coraloides de ectomicorrizas, 1d) raíces
sin micorrizas. (PHC, 2008).
17
2.5.5 Factores que afectan el desarrollo de una buena micorrización
Existen factores como el agua, la temperatura, pH y la fertilización que son
determinantes para lograr una buena micorrización. En saturación de agua, las plantas
desarrollan un tipo de raíces gruesas y carnosas (raíces de agua) que actúan como
verdaderas esponjas de acumulación y no producen raíces micorrizables (Reyes,
2004).
Otro factor es la temperatura que afecta en menor medida a la viabilidad del hongo, y
por lo tanto, al proceso de micorrización. El rango de temperatura en el que pueden
sobrevivir los hongos micorrícicos es amplio, oscilando entre los 0 y 38 grados
centígrados, aunque esto depende evidentemente de la especie (Reyes, 2004).
El pH del suelo y el uso de especies vegetales o fúngicas determinadas, no es un
factor crítico para el proceso de micorrización. Es cierto que cada hongo tiene un
óptimo de crecimiento a un determinado pH, pero su viabilidad suele estar asegurada
en un amplio rango que va de cuatro a seis (Reyes, 2004).
En cuanto al uso de fertilizantes, conviene utilizar soluciones bajas en fósforo,
nitrógeno y potasio, evitando cualquier elemento contaminante, metales pesados,
fungicidas, herbicidas, etc., debido a que tendrá un efecto negativo en la viabilidad del
hongo y de la planta, por consiguiente sobre el proceso de micorrización (Reyes,
2004).
2.6 RIZOBACTERIAS COMO POTENCIALIZADOR EN EL EFECTO DE LAS
MICORRIZAS
Delgado (2002), indica que, de acuerdo a las experiencias realizadas desde hace unos
años en plantas forestales, Estas bacterias potencializan el efecto de las micorrizas ya
que existe una estimulación directa. En inoculaciones conjuntas de la rizobacteria
Azotobacter con ectomicorrizas, encontraron que la infección micorrízica se incrementó
con la presencia de esta bacteria, la ectomicorriza es favorecida con una mayor
producción de esporas.
2.7 ESTUDIOS REALIZADOS CON ECTOMICORRIZAS
En Barcelona España, estudios de inoculación controlada con hongos ectomicorrícicos
en la producción de planta destinada a repoblaciones forestales, publican el siguiente
resultado: Principalmente con coníferas inoculadas con hongos de los géneros:
Scleroderma citrinum y Pisolithus tinctorius, demuestran que la micorrización controlada
con hongos seleccionados mejora los procesos de repoblación y revegetación en
distintas situaciones ambientales, como: el establecimiento de masas en suelos
forestales productivos, tanto con especies autóctonas como con especies exóticas de
rápido crecimiento, la repoblación de suelos agrarios abandonados, o la revegetación
de suelos áridos de la zona mediterránea (Pera y Parladé, 2005).
18
En la universidad de Murcia España campus Espinardo, en la facultad de biología en el
departamento de biología vegetal, los biólogos, llevaron a cabo una investigación de
micorrizacion controlada en Pinus Halepensis en vivero en función del tipo de inóculo y
técnicas de cultivo, con el fin de mejorar la calidad de la planta para reforestación
inocularon las ectomicorrizas: Rhizopogon roseolus, R. rubescens varo ochraceous,
Suillus mediterraneensis, Pisolithus tinctorius. En donde P. tinctorius fue el hongo que
mostró una mejor capacidad colonizadora en todas las condiciones ensayadas,
obteniéndose incluso niveles del 100% de planta micorrizada con inóculo miceliar
en sustrato sólido, lo que lo convierte en un hongo muy apropiado para
inoculación en vivero ( Honrubia, Díaz y Gutiérrez, 2009).
Estudios realizados en la Universidad de San Carlos de Guatemala, inoculaciones en
Pinus caribaea con cepas Pisolithus tinctorius 17.07.98 y Scleroderma sp. 167.97
ectomicorrizas originarias de Poptún, departamento de El Petén, si son efectivas en la
producción de micorrizas e influyen notoriamente en el desarrollo de las plantas
inoculadas (Reyes, 2004).
2.8 BENEFICIOS DE LA ECTOMICORRIZAS EN COMPARACIÓN CON LOS
BENEFICIOS DE LOS BIOESTIMULANTES RADICULARES COMERCIALES
La fisiología de la planta ectomicorrizada cambia completamente cuando se asocia al
hongo. Mediante el micelio externo, el contacto entre las raíces y el medio se
incrementa considerablemente. Un centímetro de raíces tratado con un bioestimulante
radicular explora 1-2 cm3 de suelo; con micorrizas aumenta 5-200 veces. Normalmente
el volumen de suelo es de 12-15 cm3 colonizado por el inóculo de
micorrizas (excepcionalmente se ha llegado a 200 cm3) (Micología Forestal, 2013).
Al aumentar el volumen de suelo explorado por las micorrizas, aumenta la eficiencia de
captación de nutrientes del suelo. Las micorrizas extraen el fósforo del suelo disponible
pero indirectamente afectan a los procesos de solubilización y mineralización. Existen
otros efectos producidos por la micorriza entre los que destacan un aumento de la
resistencia de la planta micorrizada al estrés hídrico y a la salinidad, un aumento de la
resistencia y/o tolerancia a determinados patógenos del suelo, un incremento de la
supervivencia al trasplante y un incremento de la fijación del nitrógeno en leguminosas
(Micología Forestal, 2013).
Como conclusión decir que se puede plantear que los beneficios de la inoculación
temprana con hongos micorrícicos repercuten en una reducción del aporte de
fertilizantes y fitosanitarios, un ahorro del suministro del agua, un mayor crecimiento y
producción de las plantas micorrizadas, una mayor supervivencia a las condiciones de
estrés y un mejor aprovechamiento de los suelos, beneficios que no se obtienen al
aplicar un bioestimulante radicular comercial (Micología Forestal, 2013).
19
III PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
3.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACION
En el departamento de Jutiapa existen pocos viveros forestales los cuales son
manejados de forma artesanal y donde no hay experiencia consistente del uso de
micorrizas por parte de los productores teniendo como resultado la producción de
plantas forestales con poco vigor. Se tiene conocimiento que solo en un vivero se utiliza
micorrizas y su fuente de inoculo es material de bosque natural que es la fuente de
micorrizas más común, mientras que el resto utilizan mezclas de sustratos con materia
orgánica, tierra, y arena. Por lo que es notoria la falta de conocimiento en este aspecto,
por parte de los productores en el manejo de los viveros forestales.
Según Álvarez (2,001), una mala calidad de planta forestal salida del vivero, incrementa
el porcentaje de plantas pérdidas en campo definitivo debido a la falta de arraigo y
produce una respuesta deficiente en el crecimiento de la planta. Según Ortega (2,001)
las ectomicorrizas principalmente en especies forestales actúan simbióticamente con
las raíces de éstas para favorecer la absorción de los nutrientes del suelo.
Según Turcios (2,009), uno de los factores de manejo inadecuado más frecuente en las
reforestaciones o forestaciones, es la plantación de pilones con pobre sistema radicular,
esto se debe a que es una práctica común aplicar plaguicidas químicos comerciales
para obtener plantas libres de patógenos en los viveros, dejando a un lado la alternativa
biológica. De esta forma se eliminan también los hongos benéficos, lo que repercute en
un pobre desarrollo de la planta. En viveros es común emplear medios de crecimiento
artificiales como la vermiculita, perlita u otros materiales que no tienen hongos
ectomicorrícicos, por lo que es necesario introducirlos. Del punto de vista
conservacionista no es recomendado la extracción de micorrizas de fuentes naturales,
ya que el exceso en el uso de estas fuentes contribuiría a la erosión de los suelos, por
tal razón es necesario la utilización de micorrizas comerciales.
Los beneficios económicos de la ectomicorrización no se suelen observar en vivero, son
notorios en la plantación en campo definitivo, en donde se puede apreciar mejor
absorción de los nutrientes, se reduce la cantidad de fertilizantes utilizados, se aprecia
menor perdida de plantas en el trasplante de vivero a campo definitivo, aumenta la
plusvalía del terreno por ser suelos fértiles. De esta manera se garantiza la calidad del
producto para la posterior comercialización al salir de la etapa de vivero (Turcios, 2009).
Para ello se midió la capacidad infectiva de los distintos tratamientos de las especies
ectomicorrícicas Pisolithus tinctorius y Scleroderma citrinum sobre P. oocarpa. De ser
positiva la respuesta de la asociación simbiótica conocer cuál es el incremento en el
desarrollo de la plántula en la etapa de vivero. Dicha especie forestal es utilizada en
programas de reforestación de las áreas de Jutiapa que han sido deforestadas,
quemadas y abandonadas.
20
IV OBJETIVOS
4.1 GENERAL
Evaluar el efecto de seis dosis de ectomicorrizas en el desarrollo de plántulas de pino
(Pinus oocarpa) a nivel de vivero en la aldea San Francisco, Jutiapa.
4.2 ESPECIFICOS
 Determinar la capacidad de colonización de las ectomicorrizas en el sistema
radicular por planta, expuesta a cada dosis.
 Cuantificar el peso fresco del sistema radicular por efecto de cada tratamiento.
 Determinar el diámetro de tallo por efecto de cada tratamiento.
 Determinar la altura de planta por efecto de cada tratamiento.
 Determinar la influencia por cada tratamiento en el periodo de tiempo de vivero a
campo definitivo.
 Estimar la relación beneficio/costo para cada uno de los tratamientos a evaluar.
V. HIPÓTESIS
5.1 HIPÓTESIS ALTERNATIVA

Por lo menos un tratamiento de ectomicorrizas tendrá un efecto diferente al
resto en relación al porcentaje de colonización del sistema radicular.

Las diferentes dosis de ectomicorrizas presentaran diferencias significativas en el
desarrollo de planta producida a nivel de vivero.
21
VI. METODOLOGIA
6.1 LOCALIZACIÓN
La ubicación del vivero forestal donde se llevo a cabo la investigación se localiza en la
aldea San Francisco, municipio de Jutiapa, departamento de Jutiapa; ubicada en las
siguientes coordenadas: latitud 89° 53' 41.25" N, longitud 14° 16' 05.82" W, altitud 887
msnm, se ubica en una zona de vida de bosque húmedo subtropical (templado) bh-S(t),
según el mapa de zonas de vida de Holdridge de la república de Guatemala (MAGA
2001).
6.2 MATERIAL EXPERIMENTAL
6.2.1 Ectomicorrizas
Se utilizó un inoculante comercial (Mycor Tree® Ecto-Inyectable®) solido inyectable al
suelo, que puede ser diluido en el riego o bien incorporado al sustrato. El cual contiene
esporas vivas de hongos ectomicorrízicos Pisolithus tinctorius 0.75 billones de esporas
por cada 100 gramos de inoculo y 39.2 millones de esporas por cada 100 gramos de
inoculo de Scleroderma citrinum, además contiene 5.29 billones de rizobacterias por
cada 100 gramos de inoculo, ácidos húmicos y nutrientes microbianos.
6.3 FACTORES ESTUDIADOS
En la presente investigación se evaluaron seis diferentes dosis de un inóculo que
contiene dos especies de ectomicorrizas las cuales son Pisolithus tinctorius y
Scleroderma citrinum, debido a que las especies de ectomicorrizas utilizadas no son
nativas de Guatemala, se dio la necesidad de distribuir las dosis evaluadas en un rango
de 1.88 – 5 gr / planta de inoculante, para determinar la mejor dosis en los aspectos de
calidad de planta de pino y adaptabilidad a nuestro medio ambiente. Se evaluó un
tratamiento utilizando enraizador bioestimulante que contiene: 9% de nitrógeno, 45% de
fósforo, 11% de potasio, 0.60 % de magnesio, 0.80% de azufre, 400 ppm de complejo
auxinico, por cada 100 gramos de producto comercial, dicho tratamiento es el
tradicional y es de origen químico, por lo que fue contrastado con los demás
tratamientos de origen biológico. También se evaluó un testigo absoluto.
22
6.4 DESCRIPCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS
Para evaluar la eficiencia micorrízica de Pisolithus tinctorius y Scleroderma citrinum, se
establecieron seis distintas dosis de la siguiente manera: Como dosis modal se tomo la
que recomienda el proveedor de la ectomicorriza comercial la cual es de 2.5 gramos /
planta, dicha dosis se evaluó junto con otras cinco dosis más del mismo producto, las
cuales se distribuyeron de la siguiente manera: 25% debajo de la modal y 25%, 50%,
75%, 100% arriba de la modal respectivamente. En el tratamiento contrastado se utilizo
la dosis comercial recomendada de enraizador bioestimulante, a razón de 0.5 gramos /
planta de producto comercial. En el testigo absoluto no se aplicaron los hongos
ectomicorrícicos y no se aplico el enraizador bioestimulante, tal como se describe en el
cuadro 2.
Cuadro 2. Codificación y descripción de los tratamientos evaluados
Tratamiento
T1
Descripción
Testigo absoluto.
T2
0.5 gramos / planta, de enraizador bioestimulante.
T3
1.88 gramos / planta, de inoculante ectomicorrícico.
T4
T5
T6
T7
T8
Fuente: Elaboración propia.
23
Cuadro 3. Concentración de esporas de ectomicorrizas por tratamiento.
Concentración de esporas por cada dosis
Tratamiento
T3
Dosis de
inoculante
1.88 gr / planta
Numero de esporas
P. tinctorius
1.41 x 1010
Numero de esporas
S. citrinum
73,696 x 101
T4
2.50 gr / planta
1.875 x 1010
98 x 104
T5
3.13 gr / planta
2.3475 x 1010
122,696 x 101
T6
3.75 gr / planta
2.8125 x 1010
147 x 104
T7
4.38 gr / planta
3.285 x 1010
171,696 x 101
T8
5.00 gr / planta
3.75 x 1010
196 x 104
Fuente: Elaboración propia.
6.4.1 Aplicación de los tratamientos
Los tratamientos se aplicaron al momento de la preparación del sustrato. Se utilizó un
sustrato base para todas las unidades experimentales; esto sirvió para que todos los
tratamientos tuvieran las mismas condiciones. La proporción utilizada fue de 5:1, cinco
partes de tierra negra y una parte de arena.
Se peso la misma cantidad de sustrato base para todos los tratamientos, esto equivale
a 227 gramos de dicho sustrato por planta, luego se incorporo la dosis por tratamiento a
cada una de las unidades experimentales.
Se utilizó una báscula digital para pesar la cantidad de sustrato base, enraizador
bioestimulante e inoculante ectomicorrícico utilizado.
6.5 DISEÑO EXPERIMENTAL
Se utilizó un diseño experimental completamente al azar, con ocho tratamientos y diez
repeticiones. Se seleccionó este diseño ya que en un vivero forestal se considera tener
condiciones homogéneas.
Según Sitún (2,001), el diseño completamente al azar, se usa cuando se tienen
condiciones uniformes u homogéneas.
24
6.6 MODELO ESTADISTICO
Yij = U + Ti + Eij.
Donde:
Yij = variable respuesta asociada a la ij-esima unidad experimental.
U= efecto de la media general.
Ti= efecto del i-esimo tratamiento
Eij.= efecto del error experimental asociado a la ij-esima unidad experimental
Lo cual significa que la variable respuesta Yij depende de la media general (U) del
efecto del i-ésimo tratamiento (Ti) y del error experimental asociado a la i-j-ésima
unidad experimental (Eij) (Sitún, 2001).
6.7 UNIDAD EXPERIMENTAL
La evaluación se realizó en condiciones agronómicas homogéneas, por lo que cada
bolsa llena con sustrato es una unidad experimental la cual está conformada por una
planta, el número total de unidades experimentales fue de 80. La medida de la bolsa de
polietileno utilizada fue de 15 centímetros de alto por 5 centímetros de diámetro con un
volumen de 294 centímetros cúbicos.
6.8 CROQUIS DE CAMPO
El diseño se conformó por ocho tratamientos y diez repeticiones por cada tratamiento.
El procedimiento más utilizado para determinar el número de repeticiones, es el de los
grados de libertad del error. Grados de libertad del error (GLE) 12, GLE= t(r-1), donde t
se refiere al número de tratamientos y r al número de repeticiones (Sitún, 2001).
Entonces, la ecuación para determinar el número de repeticiones es: t(r-1)=12.
Aplicando la ecuación para la presente investigación nos queda: 8(r-1)=12, despejamos
r= 2.5. Según la ecuación de los grados de libertad del error son necesarias 3
repeticiones por cada tratamiento para los 8 tratamientos implementados.
Uno de los métodos para reducir el error experimental es incrementar el número de
repeticiones (Sitún, 2001). Por ello, en la presente investigación, se incrementó el
número de repeticiones a diez, por cada tratamiento evaluado.
Las principales ventajas de utilizar un diseño completamente al azar son: análisis
estadístico fácil, permite flexibilidad en cuando a número de tratamientos y repeticiones
a utilizar, si se pierden unidades experimentales no complica el análisis estadístico y
nos da el máximo número de grados de libertad para el error (Sitún, 2001).
25
En el siguiente croquis de campo se presenta como
aleatorización de los tratamientos, en donde:
se realizó la respectiva

El número es la unidad experimental (numeración 1 al 80)

T1 - T8 es el número de tratamiento.
6.9 MANEJO DEL EXPERIMENTO
6.9.1 Selección de semilla
Se utilizó semilla certificada la cual se obtuvo del banco de semillas forestales del
Instituto Nacional de Bosques (INAB).
6.9.2 Elaboración de sustrato base
Con fines experimentales se omitió la aplicación de materia orgánica ya que ésta pudo
tener alguna fuente de hongos y pudo distorsionar los resultados de la investigación,
por lo que la proporción utilizada en la elaboración del sustrato base fue de 5:1 cinco
partes de tierra negra y una parte de arena.
26
6.9.3 Llenado de bolsas
Inmediatamente después de tener preparado el sustrato para cada uno de los
tratamientos, se realizo esta actividad. Una vez llenada las bolsas, se dejo el sustrato
compactado y así se evitó dejar burbujas de aire que afectaran las raíces durante su
desarrollo. El tamaño de la bolsa que se utilizó fue de 15 cm de alto y 5cm de diámetro
con una densidad de nylon de dos milímetros. El volumen de la bolsa es de 294 cm3,
con una capacidad para contener 227 gramos de sustrato, son de polietileno de color
negro.
6.9.4 Siembra
Al momento de tener llenadas las bolsas, ubicadas por tratamiento, y colocadas como
se demuestra en el croquis de campo. En ese instante, se procedió a la siembra, se
realizó una siembra directa en la bolsa, se eligió este método de siembra por ser el
tradicional en el área de Jutiapa, se sembró 2 semillas por bolsa, se colocó una
cobertura de paja sobre las bolsas en la etapa de pre-germinación para evitar daño en
las plántulas, a los 17 días la planta germinó. A los 15 días después de la germinación
de las plantas se realizó un raleo en las bolsas donde se hallaron dos plantas
germinadas. Se manejó el criterio de dejar la planta más sana y vigorosa.
6.9.5 Riego
Debido a la época en que se realizó la investigación se necesitó la aplicación de riego
artificial. Se efectuó un riego diario en horas frescas del día, utilizando una regadera.
6.9.6 Fertilización
En los viveros forestales de Jutiapa realizan dos fertilizaciones en la etapa de vivero,
por lo que se realizo dos fertilizaciones utilizando una formula con alto contenido de
fósforo 10-50-0, en total se aplico 240 gramos en toda la plantación (80 plantas) de
dicha fórmula, equivalente a 24 gramos de nitrógeno y 120 gramos de fósforo. La
primera aplicación se realizó a los 60 días después de la siembra y la segunda a los 90
días después de la siembra. Se aplicó un fertilizante foliar a los 75 días después de la
siembra, con una concentración del 11.47% de nitrógeno, 8% de fósforo, 6% de
potasio, 0.529 % de elementos menores, por litro de producto comercial. En total se
aplico 0.34 ml de nitrógeno, 0.24 ml de fósforo, 0.18 ml de potasio, 0.01587 ml de
elementos menores, vía foliar en toda la plantación (80 plantas).
6.9.7 Control de malezas
El control de maleza se realizó manualmente a cada 15 días, así se evitó el desarrollo
de malezas que pudieron ser perjudiciales a la planta.
27
6.9.8 Control de plagas y Enfermedades
El control de plagas y enfermedades se inició desde la preparación del sustrato el cual
se trató con los siguientes productos: Propineb y Carbofurán. La micorrizacion se
efectuó 15 días después cuando el efecto del producto se termino con la finalidad de
proteger los microorganismos evaluados.
Para el control de insectos del follaje se hicieron aplicaciones de insecticidas a cada 15
días y para el control de enfermedades se aplicaron a cada 15 días fungicidas como
Propamocarb y Benomil, tolerados por las micorrizas.
6.10 VARIABLES DE RESPUESTA
A continuación se presentan las variables a medidas:
a) Porcentaje de colonización: Se lavaron con cuidado las raíces del cepellón
(cantidad de tierra adherida a las raíces de las plantas para trasplantarlas). Se observó
con estereomicroscopio la formación de micorrizas en forma de orquetas y estructuras
coraloides. Se comparó con aquellas raíces no micorrizadas. Para medir esta variable
se hizo el conteo de raíces micorrizadas y no micorrizadas. Se aplicó la siguiente
ecuación: porcentaje de colonización= Número de micorrizas / Número total de raíces.
La lectura de esta variable se realizó a los cuatro meses después de la germinación.
Este procedimiento se realizó en cada tratamiento y en cada repetición.
b) Peso del sistema radicular en gramos (gr): Se tomó lectura a los cuatro meses
después de la germinación. Una vez lavada las raíces del cepellón y secas del exceso
de humedad por el lavado, se procedió a separar el sistema radicular y se pesó
utilizando una balanza analítica. Este procedimiento se realizó en cada tratamiento y en
cada repetición.
c) Diámetro de tallo en milímetros (mm): Esta variable se midió utilizando un vernier
para medir el diámetro del tallo. Se tomaron lecturas a cada 15 días después de la
germinación durante cuatro meses. Este procedimiento se realizó en cada tratamiento y
en cada repetición.
d) Altura de planta en centímetros (cm): Esta variable se midió utilizando una cinta
métrica para poder medir la longitud del tallo por planta. Se tomaron lecturas a cada 15
días después de la germinación durante cuatro meses. Este procedimiento se realizó en
cada tratamiento y en cada repetición.
28
e) Tiempo de siembra a campo definitivo para cada tratamiento: El indicador en
nuestro medio para identificar que la planta está lista para ser trasplantada a campo
definitivo es cuando alcanza una altura de 25 centímetros, por lo que se midió
identificando el tiempo desde la germinación hasta el alcance de dicha altura para cada
tratamiento. Se interpolaron y extrapolaron los promedios de la lectura No. 7 y No. 8 de
la variable altura de planta en centímetros, con una variación proporcional, se
obtuvieron los promedios de altura de planta en centímetros para cada tratamiento
desde el día 105 al día 125 de edad de la plantación, de esta manera se realizo una
buena estimación del día aproximado donde cada tratamiento alcanzó la altura
necesaria para ser trasplantada a campo definitivo.
El método de interpolación utilizado fue lineal. Según Alemán A. V. (2012),
generalmente, en la interpolación lineal se utilizan dos puntos, (xa,ya) y (xb,yb), para
obtener un tercer punto interpolado (x,y) a partir de la siguiente fórmula:
El método de extrapolación utilizado fue lineal. Extrapolación significa crear una línea
tangente al final de los datos conocidos y extendiéndola más allá de ese límite. La
extrapolación lineal proveerá buenos resultados sólo cuando se use para extender la
gráfica de una función lineal aproximadamente o no muy lejana de los datos conocidos
(Alemán, 2012).
Si los dos puntos cercanos al punto
y
que serán extrapolados son
, la extrapolación lineal nos da la función:
f) Registro de costos: Se llevó un registro específico de costos desde la preparación
del sustrato hasta el momento que la planta ya estaba lista para ser trasplantada a
campo definitivo, ello permitió determinar el costo real por cada uno de los tratamientos.
29
6.11 ANALISIS DE LA INFORMACION
6.11.1 Análisis estadístico
Para el análisis de las variables de respuesta se realizó un análisis de varianza para el
diseño experimental completamente al azar. Para determinar si hubo o no, diferencia
estadística significativa entre tratamientos para cada variable de respuesta, se utilizo la
prueba múltiple de medias de Tukey, para establecer diferencias reales entre
tratamientos (Sitún, 2001).
Para el análisis de la variable de respuesta: Tiempo de siembra a campo definitivo para
cada tratamiento, se utilizo la interpolación y extrapolación lineal, que son métodos
numéricos utilizados en la estadística, que permiten encontrar datos desconocidos entre
o en medio de otros datos ya conocidos, también permiten encontrar datos
desconocidos más allá del limite de los datos finales ya conocidos, dichos métodos son
utilizados en datos que presentan una relación lineal entre sí (Alemán, 2012).
6.11.2 Análisis económico
Se determinó el tratamiento con mayor beneficio económico. Se analizaron los
resultados mediante la relación beneficio / costo.
a) Presupuestos parciales
Se determinaron las ventajas económicas que se derivaron de hacer cambios en la
producción en cada uno de los tratamientos. Se organizaron los datos experimentales y
se obtuvieron los costos y beneficios de las distintas alternativas en el experimento que
se analizaron (Aguirre, 1995).
b) Relación beneficio / costo
Se expresó la relación entre ingresos brutos y costos totales para cada tratamiento,
esta relación siempre debe de estar por encima de uno, para que exista ganancia o sea
factible, mientras que si es igual a uno se puede decir que se alcanzó el punto de
equilibrio (Aguirre, 1995). Para el cálculo de esta relación se aplico la siguiente
ecuación:
B/C=
Vi
.
Ci
En donde:
B/C = Relación Beneficio / Costo
Vi = Valor de la producción (beneficio bruto)
Ci = Egresos
30
VII. RESULTADOS Y DISCUSION
7.1 PORCENTAJE DE COLONIZACIÓN
Cuadro 4. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre el porcentaje de
colonización en el sistema radicular.
Tratamiento
T3
T4
T5
T6
T7
T8
Material
Dosis de ectomicorrizas, 1.88 gramos / planta
Dosis de ectomicorrizas, 5 gramos / planta
Media
63%
67%
77%
84%
78%
82%
Determinar el porcentaje de ectomicorrización, es el parámetro más importante para
evaluar la capacidad infectiva de las cepas utilizadas y garantizar la sobrevivencia de la
planta inoculada al trasplante.
Con lo observado en el cuadro 4 y en base a los resultados del análisis de varianza
(cuadro 32), para un nivel de significancia del α = 0.05 y α = 0.01, se encontraron
diferencias estadísticas significativas, en el porcentaje de colonización ectomicorrízica
sobre la raíz de P. oocarpa en los tratamientos seis y ocho.
Figura 3: Porcentaje de colonización radicular por tratamiento. Letras
diferentes indican diferencias significativas según prueba de medias
(Tukey 0.05 qα).
31
Con lo observado en la figura 3 y de acuerdo a la prueba estadística de Tukey (cuadros
38 y 44), para un α = 0.01, se encontró diferencia estadística significativa entre los
tratamientos evaluados para la variable porcentaje de colonización, presentando un
mayor porcentaje de colonización los tratamientos seis y ocho con 84% y 82% (figura 3)
respectivamente. Estos datos son superiores en un 17% a los encontrados por Carrera
Nieva & Lopez Rios (2004) con un promedio maximo del 66% de colonización
ectomicorrízica en raíces de especies forestales al final de la etapa de vivero y similares
a los encontrados por Salazar, M. L. (2004) con un promedio máximo del 80% de
colonización de Pisolithus tinctorius y Esclerodermia sp. en Pinus caribaea.
El poder de infectividad de Pisolithus tinctorius y Esclerodermia citrinum quedó probado
en otro estudio al inocular micelio y esporas en Pinus maximinoi (Urizar, Flores, &
Rodríguez, 2000).
Parladé y Pera (1992) indican que la supervivencia de una planta después del
trasplante se ve favorecida si la planta posee al menos el 50 % de micorrización.
7.2 PESO SISTEMA RADICULAR
Cuadro 5. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre el peso húmedo
del sistema radicular.
Tratamiento
Material
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
Testigo absoluto
Dosis de enraizador bioestimulante, 0.5 gramos / planta
Media
gr
0.56
0.60
0.62
0.69
0.70
0.70
0.74
0.79
(cuadro 33), para un nivel de significancia del α = 0.05 y α = 0.01, se encontraron
diferencias estadísticas significativas, en el peso húmedo del sistema radicular de P.
oocarpa en el tratamiento ocho. El resultado obtenido en dicho tratamiento es gracias a
que la planta absorbe mayor cantidad de nutrientes a través de las micorrizas y los
metabolitos que se sintetizan en las mismas, por lo cual se mejora el desarrollo
radicular, manifestando así un aumento de peso en la misma (Pera, 1992).
32
Figura 4: Peso húmedo del sistema radicular por tratamiento. Letras
diferentes indican diferencias significativas según prueba de medias
(Tukey 0.05 qα).
tratamientos evaluados para la variable peso sistema radicular, presentando un mayor
peso húmedo de raíz el tratamiento ocho con 0.79 gramos (figura 4). Superando en un
29% al testigo absoluto y en un 27% a los encontrados por Carrera Nieva & Lopez Rios
(2004) con un promedio maximo de 0.58 gramos de peso fresco de raíces al final de la
etapa de vivero en especies forestales inoculadas con ectomicorrizas.
7.3 DIÁMETRO DE TALLO
Cuadro 6. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre el diámetro de
tallo a los 30 días después de la siembra, promedios de la lectura No. 2.
Tratamiento
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
Material
Testigo absoluto
Media
mm
1.5
1.35
1.5
1.55
1.45
1.6
1.55
1.75
33
La medición de esta variable es importante porque se debe asegurar que la planta
posea un buen tallo para su sostenimiento y lograr su supervivencia a la hora de
trasladarla del invernadero al campo (Arias & Gimeno, 1994).
El crecimiento en el diámetro del tallo, es también un buen indicador del desarrollo total
de una planta (Pullido, 1994).
(cuadro 34), para un nivel de significancia del α = 0.05, se encontraron diferencias
estadísticas significativas, en la lectura No. 2 de la variable diámetro de tallo de P.
oocarpa en el tratamiento ocho.
Figura 5: Diámetro de tallo por tratamiento a los 30 días después de la siembra
(lectura No.2). Letras diferentes indican diferencias significativas
según prueba de medias (Tukey 0.05 qα).
tratamientos evaluados para la lectura No. 2 de la variable diámetro de tallo,
presentando un mayor diámetro de tallo el tratamiento ocho con 1.75 mm (figura 5),
superando en un 14% al testigo absoluto.
34
Cuadro 7. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre el diámetro de
tallo a los 120 días después de la siembra, promedios de la lectura No. 8.
Tratamiento
Material
Media
mm
T1
Testigo absoluto
2.3
T2
2.2
T3
2.35
T4
2.35
T5
2.2
T6
2.25
T7
2.35
T8
2.35
(cuadro 35), para un nivel de significancia del α = 0.05 y α = 0.01, no se encontraron
diferencias estadísticas significativas, en la lectura No. 8 de la variable diámetro de tallo
de P. oocarpa.
Figura 6: Diámetro de tallo por tratamiento a los 120 días después de
la siembra (lectura No.8). Letras diferentes indican diferencias
significativas según prueba de medias (Tukey 0.05 qα).
35
41 y 47), para un α = 0.01, no se encontró diferencia estadística significativa entre los
tratamientos evaluados para la lectura No. 8 de la variable diámetro de tallo. Los
tratamientos tres, cuatro, siete y ocho fueron los que presentaron un mayor promedio
en diámetro de tallo, con 2.35 mm en común (figura 6). Superando en un 2% al testigo
absoluto, en un 6% a los encontrados por Carrera Nieva & Lopez Rios (2004) con un
promedio maximo de 2.2 mm de diámetro de tallo al final de la etapa de vivero en
especies forestales inoculadas con ectomicorrizas y en un 36% a los encontrados por
Salazar, M. L. (2004) con un promedio máximo de 1.49 mm de diámetro de tallo en
plantas de Pinus caribaea inoculadas con Pisolithus tinctorius y Esclerodermia sp.
7.4 ALTURA DE PLANTA
Cuadro 8. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre la altura de
planta a los 45 días después de la siembra, promedios de la lectura No. 3.
Tratamiento
Material
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
Testigo absoluto
Media
cm
7.84
7.91
8.08
8.51
7.85
8.05
7.65
8.86
(cuadro 36), para un nivel de significancia del α = 0.05, se encontraron diferencias
estadísticas significativas, en la lectura No. 3 de la variable altura de planta de P.
oocarpa en el tratamiento ocho.
36
Figura 7: Altura de planta por tratamiento a los 45 días después de la siembra
tratamientos evaluados para la lectura No. 3 de la variable altura de planta, presentando
una mayor altura de planta el tratamiento ocho con 8.86 cm (figura 7), superando en un
11.5% al testigo absoluto.
Uno de los parámetros más importantes que caracteriza el crecimiento y el desarrollo
de la planta así como la etapa ideal para el trasplante, permitiéndole mayores garantías
de éxito en el campo, es la altura (Pullido, 1994).
El aumento de altura en plantas micorrizadas está directamente influenciado por el
transporte de agua y nutrientes a la planta, así como por la producción de fitohormonas
en el sistema micorrícico (Arias & Gimeno, 1994).
37
Cuadro 9. Efecto de las diferentes dosis de ectomicorrizas sobre la altura de
planta a los 120 días después de la siembra, promedios de la lectura No. 8.
Tratamiento
Material
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
Testigo absoluto
Media
cm
24.81
24.37
26.14
25.11
25.27
24.66
24.08
26.37
(cuadro 37), para un nivel de significancia del α = 0.05 y α = 0.01, no se encontraron
diferencias estadísticas significativas, en la lectura No. 8 de la variable altura de planta
de P. oocarpa
Figura 8: Altura de planta por tratamiento a los 120 días después de la siembra
38
43 y 49), para un α = 0.01, no se encontró diferencia estadística significativa entre los
tratamientos evaluados para la lectura No. 8 de la variable altura de planta, presentando
un mayor promedio en altura de planta el tratamiento ocho con 26.37 cm (figura 8).
Superando en un 6% al testigo absoluto, en un 26% a los encontrados por Carrera
Nieva & Lopez Rios (2004) con un promedio maximo de 19.33 cm de altura de planta al
final de la etapa de vivero en especies forestales inoculadas con ectomicorrizas y en un
44% a los encontrados por Salazar, M. L. (2004) con un promedio máximo de 14.68 cm
de altura en plantas de Pinus caribaea inoculadas con Pisolithus
tinctorius y Esclerodermia sp.
7.5 TIEMPO DE SIEMBRA A CAMPO DEFINITIVO PARA CADA TRATAMIENTO
Figura 9: Grafico tiempo de siembra a campo definitivo para cada tratamiento, en
base a los 25 centímetros de altura de planta que necesita la planta de
P. oocarpa para la siembra a campo definitivo.
39
El periodo en el cual se debe llevar los árboles a su sitio definitivo, debe coincidir con la
época de lluvias en la zona. Para la plantación deben seleccionarse plantas vigorosas,
sanas, bien formadas, resistentes a la intemperie. El tamaño adecuado de la plántula
para plantación es de 25 centímetros de altura (Nuñes, 1993).
Con lo observado en la figura 9 y en base a los resultados de la interpolación y
extrapolación de los promedios de las lecturas No. 7 y 8 de la variable altura de planta
en centímetros, para el periodo de los 105 días a los 125 días después de la siembra
(cuadro 50), el tratamiento ocho fue el que presento el menor periodo de tiempo para
alcanzar los 25 cm de altura con un aproximado de 114 días, superando al testigo
absoluto por la anticipación de 7 días aproximadamente para la siembra a campo
definitivo.
40
7.6 ANÁLISIS FINANCIERO
Cuadro 10. Costo Fijo, Costo Variable, Costo Total, Precio de Venta, Ingreso
Bruto, Ingreso Neto, Rentabilidad y Relación Beneficio/Costo por tratamiento, de
4,444 plantas (cantidad de plantas necesarias para la siembra de una hectárea en
campo definitivo) de P. oocarpa en la etapa de vivero.
En base a los costos de producción de P. oocarpa en el vivero forestal de la aldea San
Francisco (Cuadro 51) y a los presupuestos para cada uno de los tratamientos
(Cuadros del 52 al 59). Se lograron concretar los costos fijos, variables y totales, para
cada tratamiento, presentados en el cuadro 9.
En el cuadro 10, se pueden apreciar las diferencias económicas encontradas para cada
uno de los tratamientos aplicados. Se determino que el tratamiento que ofrece la mayor
relación beneficio/costo es el tratamiento uno, con 3.0395, lo cual significa que por cada
quetzal invertido se tiene una ganancia o ingreso neto de Q.2.0395. Por el contrario, el
tratamiento que obtuvo el menor beneficio/costo fue el tratamiento 8, con 1.642, lo cual
significa que por cada quetzal invertido se tiene una ganancia o ingreso neto de
Q.0.642. Es importante señalar que con ningún tratamiento aplicado, se obtuvieron
pérdidas económicas.
41
VIII. CONCLUSIONES

Se demostró la capacidad de colonización de las cepas de Pisolithus tinctorius y
Scleroderma citrinum para formar ectomicorrizas en el sistema radicular en
plantas de Pinus oocarpa. Entre los tratamientos evaluados, si existió diferencia
estadística significativa para la variable porcentaje de colonización, siendo el
tratamiento seis con una dosis ectomicorrízica de 3.75 gr / planta y el tratamiento
ocho con una dosis ectomicorrízica de 5gr / planta, los mejores, obteniendo
promedios similares de 84% y 82% respectivamente, dichos tratamientos son
estadísticamente iguales.

El efecto de las ectomicorrizas en las plantas de Pinus oocarpa se manifestó en
un aumento considerable en peso fresco del sistema radicular. Entre los
tratamientos evaluados, si existió diferencia estadística significativa para la
variable peso fresco del sistema radicular, siendo el tratamiento ocho con una
dosis ectomicorrízica de 5 gr/planta, el mejor, con un promedio de 0.79 gramos.

En la etapa final de vivero a los 120 días después de la siembra, no existió
diferencia estadística significativa en diámetro de tallos.

En la etapa final de vivero a los 120 días después de la siembra, no existió
diferencia estadística significativa en altura de plantas.
 Bajo la metodología de interpolación y extrapolación de datos, las ectomicorrizas
influyeron en el periodo de tiempo para el desarrollo de la planta de Pinus
oocarpa en la etapa de vivero reduciéndose aproximadamente a 114 días con
una dosis de 5 gr / planta.

Todos los tratamientos fueron rentables, lo cual nos indica que con cualquier
tratamiento se percibe una utilidad o ganancia. La relación beneficio – costo si
presentó diferencias considerables, obteniendo una relación beneficio costo de
3.04 para el testigo absoluto y 1.64 para el tratamiento ocho.
42
IX. RECOMENDACIONES

Se recomienda realizar inoculaciones de las especies ectomicorrizas Psiolithus
tinctorius y Scleroderma citrinum para obtener mayores resultados en los
siguientes aspectos: porcentaje de colonización de la raíz, peso fresco del
sistema radicular, diámetro de tallo, altura de planta, menor tiempo en la etapa
de vivero, en plantas de Pinus oocarpa.

Desde el punto de vista beneficio - costo, se recomienda utilizar la dosis
ectomicorrízica de 5gr / planta, por ser una dosis rentable, en la que se obtuvo
una relación beneficio costo de 1.64, lo que quiere decir que por cada quetzal
invertido obtendremos 64 centavos de utilidad o ganancia, con dicho tratamiento
los productores de Pinus oocarpa a nivel de vivero garantizan una excelente
calidad de planta, de esta forma se facilita la comercialización del producto
evitando reclamos por parte del consumidor final.
43
X. BIBLIOGRAFIA
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47
XI ANEXOS
Cuadro 11. Datos de número de raíces no colonizadas y colonizadas
Tratamiento
301
302
303
304
305
306
307
308
309
310
401
402
403
404
405
406
407
408
409
410
501
502
503
504
505
506
507
508
509
510
601
602
603
Numero de raíces
no colonizadas
5
10
3
14
6
4
5
8
10
5
8
5
2
5
5
6
3
10
2
4
3
3
1
1
2
2
5
5
5
4
4
1
4
Numero de raíces
colonizadas
12
20
9
14
9
12
12
9
10
8
11
9
6
8
9
17
10
16
7
6
9
11
17
11
12
8
6
22
5
12
16
11
10
Total
de raíces.
17
30
12
28
15
16
17
17
20
13
19
14
8
13
14
23
13
26
9
10
12
14
18
12
14
10
11
27
10
16
20
12
14
Porcentaje de
colonización
70.5882
66.6667
75.0000
50.0000
60.0000
75.0000
70.5882
52.9412
50.0000
61.5385
57.8947
64.2857
75.0000
61.5385
64.2857
73.9130
76.9231
61.5385
77.7778
60.0000
75.0000
78.5714
94.4444
91.6667
85.7143
80.0000
54.5455
81.4815
50.0000
75.0000
80.0000
91.6667
71.4286
48
604
3
605
1
606
3
607
2
608
1
609
1
610
1
701
7
702
2
703
11
704
1
705
4
706
3
707
7
708
3
709
1
710
3
801
5
802
6
803
5
804
1
805
1
806
7
807
6
808
1
809
2
810
2
Fuente: Libreta de campo.
14
8
17
7
5
8
7
24
18
14
11
27
9
12
9
9
8
27
11
12
18
11
21
20
8
27
10
17
9
20
9
6
9
8
31
20
25
12
31
12
19
12
10
11
32
17
17
19
12
28
26
9
29
12
82.3529
88.8889
85.0000
77.7778
83.3333
88.8889
87.5000
77.4194
90.0000
56.0000
91.6667
87.0968
75.0000
63.1579
75.0000
90.0000
72.7273
84.3750
64.7059
70.5882
94.7368
91.6667
75.0000
76.9231
88.8889
93.1034
83.3333
49
Cuadro 12. Datos y medias de porcentaje de colonización
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
T3
70.5882
66.6667
75.0000
50.0000
60.0000
75.0000
70.5882
52.9412
50.0000
61.5385
T4
57.8947
64.2857
75.0000
61.5385
64.2857
73.9130
76.9231
61.5385
77.7778
60.0000
Tratamientos
T5
T6
75.0000
80.0000
78.5714
91.6667
94.4444
71.4286
91.6667
82.3529
85.7143
88.8889
80.0000
85.0000
54.5455
77.7778
81.4815
83.3333
50.0000
88.8889
75.0000
87.5000
Total Yi.
Media yi.
632.3228
63.2323
673.1570
67.3157
766.4238
76.6424
Repeticiones
836.8371
83.6837
T7
77.4194
90.0000
56.0000
91.6667
87.0968
75.0000
63.1579
75.0000
90.0000
72.7273
T8
84.3750
64.7059
70.5882
94.7368
91.6667
75.0000
76.9231
88.8889
93.1034
83.3333
778.0680
77.8068
823.3214
82.3321
Y.. 4510.1299
Media general
75.1688
50
Cuadro 13. Datos y medias de peso sistema radicular en gramos
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
0.63
0.54
0.56
0.56
0.57
0.59
0.48
0.55
0.57
0.53
T2
0.45
0.55
0.65
0.64
0.59
0.56
0.74
0.71
0.51
0.57
T3
0.45
0.68
0.66
0.58
0.47
0.83
0.67
0.49
0.78
0.57
5.58
0.558
5.97
0.597
6.18
0.618
Tratamientos
T4
T5
0.76
0.64
0.75
0.80
0.58
0.58
0.67
0.54
0.73
0.93
0.78
0.75
0.63
0.60
0.55
0.86
0.58
0.57
0.84
0.75
6.87
0.687
7.02
0.702
T6
0.45
0.47
0.76
0.85
0.83
0.85
0.77
0.79
0.58
0.66
T7
0.58
0.94
0.87
0.54
0.96
0.98
0.75
0.65
0.57
0.53
T8
0.84
0.88
0.94
0.63
0.65
0.74
0.76
0.66
0.89
0.9
7.01
0.701
7.37
0.737
7.89
0.789
Y..
53.89
Media general
0.6736
51
Cuadro 14. Lectura No. 1, diámetro de tallo en milímetros
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
1
1
1.5
1
1
1
1
1
1
1
T2
1.5
1
1
1
1.5
1
1
1.5
1
1.5
T3
1
1
1
1
1.5
1
1
1
1
1
Tratamientos
T4
T5
1.5
1
1
1.5
1.5
1
1
1
1.5
1
1
1.5
1.5
1
1
1
1.5
1.5
1
1
10.5
1.05
12
1.2
10.5
1.05
12.5
1.25
11.5
1.15
T6
1.5
1.5
1
1.5
1
1
1.5
1.5
1.5
1.5
T7
1
1
1
1
1
1
1
1
1
1
T8
1.5
1.1
1.5
1
1.5
1
1.5
1
1.5
1.5
13.5
1.35
10
1
13.1
1.31
Y..
93.6
Media general
1.17
52
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
2
1.5
1
1.5
T2
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1
1
1
T3
2
1.5
1.5
2
1.5
1
1.5
1.5
1
1.5
15
1.5
13.5
1.35
15
1.5
Tratamientos
T4
T5
1.5
1.5
1.5
1.5
2
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1.5
1
15.5
1.55
14.5
1.45
T6
2
1.5
1.5
1.5
1.5
2
1.5
1.5
1.5
1.5
T7
2
1.5
1.5
1
1.5
1.5
1.5
2
1.5
1.5
T8
1.5
1.5
2
1.5
2
2
1.5
2
2
1.5
16
1.6
15.5
1.55
17.5
1.75
Y..
122.5
Media general
1.531
53
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
2
1.5
2
1.5
2
1.5
2
1.5
1.5
1.5
T2
2
2
1.5
1.5
2
2
1.5
1.5
1.5
1.5
T3
2
1.5
2
2.5
1.5
2
1.5
1.5
1.5
2
17
1.7
17
1.7
18
1.8
Tratamientos
T4
T5
2
1.5
1.5
1.5
2
1.5
1.5
1.5
1.5
2
2
2
1.5
2
1.5
2
2
1.5
1.5
1
17
1.7
16.5
1.65
T6
2
2
2
1.5
2
2
1.5
2
1.5
2
T7
2
1.5
1.5
1.5
1.5
2
2
2
1.5
2
T8
2
2
1.5
1.5
2
2
2.5
2
2
1.5
18.5
1.85
17.5
1.75
19
1.9
Y..
140.5
Media general
1.7563
54
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
2
2.5
2
2
2.5
2
2.5
2
2
2
T2
2
2
2
2
2
2
2
1.5
2
1.5
Tratamientos
T3
T4
T5
2
2
2
2.5
2
2
2.5
2.5
2
2.5
2.5
2
2.5
2
2.5
2
2
2
2.5
2
2.5
2
2
2
1.5
2
2
2
2
2
21.5
2.15
19
1.9
22
2.2
21
2.1
21
2.1
T6
2.5
2
2
2
2
2
1.5
2.5
2
2
T7
2.5
2
2.5
2
2
2
2
2.5
2
2.5
T8
2
2
2
2.5
1.5
2
2.5
2
2
2
20.5
2.05
22
2.2
20.5
2.05
Y..
167.5
Media general
2.0938
55
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
2
2.5
2
2
2.5
2
2.5
2
2
2
T2
2
2
2
2
2
2.5
2.5
1.5
2
2
Tratamientos
T3
T4
T5
2
2
2
2.5
2
2
2.5
2.5
2
2.5
2.5
2
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2
2.5
2
2
2
1.5
2
2
2
2
2
21.5
2.15
20.5
2.05
22.5
2.25
21.5
2.15
21
2.1
T6
2.5
2
2
2
2
2
2
2
2
2
T7
2.5
2
2.5
2
2
2
2
2.5
2.5
2.5
T8
2.5
2
2
2.5
1.5
2
2.5
2
2
2
20.5
2.05
22.5
2.25
21
2.1
Y..
171
Media general
2.1375
56
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
2
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2
2
T2
2
2
2.5
2
2.5
2.5
2.5
1.5
2
2
Tratamientos
T3
T4
T5
2
2
2
2.5
2
2
2.5 2.5
2
2.5 2.5
2.5
2.5
2
2.5
2.5 2.5
2
2.5
2
2.5
2.5 2.5
2
1.5
2
2
2
2
2
22.5
2.25
21.5
2.15
23
2.3
22
2.2
21.5
2.15
T6
2.5
2
2
2.5
2
2
2
2
2
2.5
T7
2.5
2
2.5
2
2.5
2
2
2.5
2.5
2.5
T8
2.5
2
2
2.5
1.5
2
2.5
2.5
2
2
21.5
2.15
23
2.3
21.5
2.15
Y..
176.5
Media general
2.20625
57
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
2
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2
T2
2
2
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2
2
2
Tratamientos
T3
T4
T5
2
2
2
2.5
2
2
2.5
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2
2
2
2
2
2.5
2.5
23
2.3
22
2.2
23.5
2.35
22.5
2.25
22
2.2
T6
2.5
2.5
2
2.5
2
2
2
2
2
2.5
T7
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2
2
2.5
2.5
2.5
T8
2.5
2
2
2.5
2
2
2.5
2.5
2
2
22
2.2
23.5
2.35
22
2.2
Y..
180.5
Media general
2.2563
58
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
T2
T3
2
2
2
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2
2
2
2
2
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2
23
2.3
22
2.2
23.5
2.35
Tratamientos
T4
T5
T6
2
2
3
2
2
2.5
2.5
2
2
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2
3
2
2
2
2.5
2
2.5
2
2
2.5
2
2
2.5
2.5
2.5
23.5
2.35
22
2.2
22.5
2.25
T7
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2
2
2.5
2.5
2.5
T8
2.5
2
2
2.5
2
2
3
2.5
2.5
2.5
23.5
2.35
23.5
2.35
Y..
183.5
Media general
2.2938
Cuadro 22. Lecturas en los cuatro meses de la etapa de vivero de los promedios de
diámetro de tallo por tratamiento en milímetros.
Días después
de la siembra
1
15
2
30
3
45
4
60
5
75
6
90
7
105
8
120
Lectura No.
Tratamientos (diámetro de tallo en milímetros)
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
1.05
1.2 1.05 1.25 1.15 1.35
1
1.31
1.5
1.35 1.5 1.55 1.45 1.6
1.55 1.75
1.7
1.7
1.8
1.7
1.65 1.85 1.75 1.9
2.15
1.9
2.2
2.1
2.1 2.05
2.2 2.05
2.15 2.05 2.25 2.15
2.1 2.05 2.25 2.1
2.25 2.15 2.3
2.2
2.15 2.15
2.3 2.15
2.3
2.2 2.35 2.25
2.2
2.2
2.35 2.2
2.3
2.2 2.35 2.35
2.2 2.25 2.35 2.35
59
Cuadro 23. Lectura No. 1, altura de planta en centímetros
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
2
2.2
2
2
2
2
2
2
2
2
T2
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2.8
2
2
2
20.2
2.02
23.3
2.33
T3
2
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2.4
2
22.9
2.29
Tratamientos
T4
T5
2
2
2.6
2.5
2
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
23.6
2.36
24
2.4
T6
T7
2
2.5
2
2
2.5
2.5
2.5
2
2.6
2
2
2
2.3
2.5
2.5
2.5
2
2.5
2.5
2.5
T8
2.7
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
2.5
22.6
2.26
23.3
2.33
25.2
2.52
Y.. 185.1
Media general 2.3137
60
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
5.5
5.5
5.5
4
4
5.5
5.5
5.6
4
4
49.1
4.91
T2
T3
5
5
5
5.5
5
5.4
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5
5.2
5.5
50.9
5.09
50.7
5.07
Tratamientos
T4
T5
5
5
5
5
5
5
5.5
5
5.5
3.9
5
5
5
5
5.5
5
5
4
5.5
4
52
5.2
46.9
4.69
T6
T7
5
5
5
5.5
5
5
3.5
5
5.5
5
5
5
3.8
5
5
4
5
4
5
4
T8
9.2
5.1
5.8
5.2
4.6
5.9
5.4
6.2
4.2
4.7
49.5
4.95
45.8
4.58
56.3
5.63
Y.. 401.2
Media general 5.015
61
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
T2
T3
8
7.5
7.5
7.5
7.5
8.2
8.2
8
8
8
8
7.5
8
8
8
8
7.6
8
8
8
8
8
8.3
8
8
8.5
8
8
8
8
78.4
7.84
79.1
7.91
80.8
8.08
Tratamientos
T4
T5
8.5
8
8.6
8
8.5
8
8.5
8
8.5
8
8
7.5
8.5
8
8.5
8
8.5
7
9
8
85.1
8.51
78.5
7.85
T6
T7
8
8
8
8
8.5
8
8
8
8
8
7
8
7
8
8
7
8
8
8
7.5
T8
14.7
6.8
9.7
8.5
7
8.1
9.4
9.3
6.9
8.2
80.5
8.05
76.5
7.65
88.6
8.86
Y.. 647.5
62
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
10
10.5
9.5
10.5
9.5
9.5
10
10.5
9
10.5
T2
9.5
10
9.5
11
10
9.5
10
9.5
9
9.7
T3
11
11
10.5
11
11
10.9
11
10.5
11
11
99.5
9.95
97.7
9.77
108.9
10.89
Tratamientos
T4
T5
11.5
10
11.6
10
11
10.5
11.5
10
12
10.5
11.5
10
11.5
10
10
10.4
10
10
11
10
111.6
11.16
101.4
10.14
T6
12
11
9.5
10.2
11.5
12
10
11.5
11.5
12
T7
10
10.5
10
9.5
9
10.5
10.5
10
10.5
10.5
111.2
11.12
101
10.1
T8
18
8
13.3
12.5
8.6
10.8
12.2
11
9
10
113.4
11.34
Y..
844.7
63
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
T2
14
13.5
12.5
13.8
14
12
13.5
14
13
12.5
13
13
13.5
13
13.5
13
13
13.5
13
13.3
T3
13.5
15.5
18.7
14.5
11.5
17.5
14.5
15.2
10
12.5
132.8
13.28
131.8
13.18
143.4
14.34
Tratamientos
T4
T5
12.7
14
12.2
10.2
15.2
12.5
12.5
14.6
14.5
14
20.2
15.3
12.3
17.5
18
13.8
12
13
13.5
11
143.1
14.31
135.9
13.59
T6
T7
T8
14
13
14.5
14
15
13
13.3
14
14.5
13
15
13
13.5
13
13.5
13
14
13.5
13.4
14
22
10
15.8
15.5
11.8
15
15.5
15.5
11.5
14.2
138.3
13.83
135.9
13.59
146.8
14.68
Y..
1108
Media general 13.85
64
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
16
17.6
16
18
16.5
16
16.5
18
16
17.5
T2
18
17
17.5
17
18
18
17.5
17.2
18
18
T3
15.5
20
24.3
20.3
15.5
20.5
18.5
20.5
12.2
18.3
168.1
16.81
176.2
17.62
185.6
18.56
Tratamientos
T4
T5
17
17.8
15.7
14.6
19.6
17.5
18.5
18
17.8
18.5
25.2
20.6
16.2
22.2
23
18.2
14.6
18
17.6
13.5
185.2
18.52
178.9
17.89
T6
17
18.5
19
18
17
19
17.5
18
20
18.1
T7
17
18
17.1
20
17
17.5
17.5
18
20
17
T8
182.1
18.21
179.1
17.91
189.9
18.99
25
14.5
20.5
20.2
14.5
19.1
20.7
21.2
15.5
18.7
Y.. 1445.1
65
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
T2
T3
20
19.5
18.5
24
17
19.5
22.5
18
17.5
18
18
20
18.5
19.3
19.3
24.5
24
18
20
20
18
24.5
26.2
25
19
25
22
24
15.8
23.2
194.5
19.45
201.6
20.16
222.7
22.27
Tratamientos
T4
T5
21.2
21
19
18
23.5
21.5
21
21.5
21
23
28.5
24
20
26
25.5
23
18
21.5
21
19
218.7
21.87
218.5
21.85
T6
T7
25
23.5
19.5
23
22.5
19
17.5
21.4
21.5
23
22
21
23
20
17
20.2
20
23
23
23
T8
29.5
19
24.5
25.6
18
23
26
26.5
18.3
23.5
215.9
21.59
212.2
21.22
233.9
23.39
Y..
1718
66
Repeticiones
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Total Yi.
Media yi.
T1
29
35
18.7
29
17.5
28
33
21.7
17.8
18.4
T2
18.5
23.5
19
24.5
28
29.8
29
19
24.4
28
T3
19
30
32
30.5
19.2
31.5
27.5
26.7
16
29
Tratamientos
T4
T5
25
26.5
19.5
19
26.5
26.5
25.6
26.4
25
27
32
27
25
28.3
28.7
25.5
18.2
26
25.6
20.5
248.1
24.81
243.7
24.37
261.4
26.14
251.1
25.11
252.7
25.27
T6
27
27
19.7
25.5
29.5
19.5
18
27
28
25.4
T7
27.7
24
28.8
22
17.5
22.3
24
25
26
23.5
T8
32.2
19.6
27.9
32.8
22.5
25
28
29
20
26.7
246.6
24.66
240.8
24.08
263.7
26.37
Y.. 2008.1
Cuadro 31. Lecturas en los cuatro meses de la etapa de vivero de los promedios de
altura de planta por tratamiento en centímetros.
Días después
Tratamientos (altura de planta en centímetros)
Lectura No.
de la siembra
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
1
15
2.02 2.33 2.29 2.36 2.4
2.26 2.33 2.52
2
30
4.91 5.09 5.07 5.2 4.69 4.95 4.58 5.63
3
45
7.84 7.91 8.08 8.51 7.85 8.05 7.65 8.86
4
60
9.95 9.77 10.9 11.2 10.1 11.12 10.1 11.34
5
75
13.3 13.18 14.3 14.3 13.6 13.83 13.6 14.68
6
90
16.8 17.62 18.6 18.5 17.9 18.21 17.9 18.99
7
105
19.5 20.16 22.3 21.9 21.9 21.59 21.2 23.39
8
120
24.8 24.37 26.1 25.1 25.3 24.66 24.1 26.37
67
Cuadro 32. ANDEVA para la variable de respuesta porcentaje de colonización
F.V.
G.L.
S.C.
C.M.
Fc
Tratamiento
5
3370.9926 674.1985 6.2297**
Error
54
5844.0885 108.2239
Total
59
9215.0811
Fuente: Elaboración propia con base en análisis estadístico.
Ft
5%
2.3872
1%
3.3804
Nota.
Porcentaje de C.V: 18.4528 %
** Diferencias estadísticas altamente significativas entre los tratamientos.
Cuadro 33. ANDEVA para la variable de respuesta de peso sistema radicular
F.V.
G.L.
S.C.
C.M.
Fc
Tratamiento
7
0.4140
0.0591
3.7764**
Error
72
1.1275
0.0157
Total
79
1.5414
Ft
5%
2.1396
1%
2.899
Nota.
68
Cuadro 34. ANDEVA de la lectura No. 2 (30 días después de la siembra), para la
variable de respuesta diámetro de tallo.
F.V.
G.L.
S.C.
C.M.
Fc
Tratamiento
7
0.9469
0.1353 2.3052**
Error
72
4.225
0.0587
Total
79
5.1719
Ft
5%
2.1396
Nota.
variable de respuesta diámetro de tallo.
F.V.
G.L.
S.C.
C.M.
Fc
Tratamiento
7
0.3219
0.0460 0.5495 N.S
Error
72
6.0250
0.0837
Total
79
6.3469
Ft
5%
2.1396
1%
2.899
Nota.
N.S: No hay significancia.
69
variable de respuesta altura de planta.
F.V.
G.L.
S.C.
C.M.
Ft
Fc
Tratamiento
7
11.1698
1.5956
2.1597
Error
72
53.197
0.7388
Total
79
64.3668
5%
2.1396
1%
2.899
Nota.
Porcentaje de C.V: 10.62%
variable de respuesta altura de planta.
F.V.
G.L.
S.C.
C.M.
Fc
Tratamiento
7
45.7449
6.5350
0.3056 N.S
Error
72
1539.6650
21.3842
Total
79
1585.4099
Ft
5%
1%
2.1396 2.899
Nota.
N.S: No hay significancia.
70
Cuadro 38. Ordenamiento de medias y comparador para la prueba de TUKEY de la
variable de respuesta, porcentaje de colonización.
T3
T4
T5
T7
T8
T6
63.2323
67.3157
76.6424
77.8068
82.3321
83.6837
T6
83.6837
20.4514
16.3680
7.0413
5.8769
1.3516
-
T8
82.3321
19.0999
15.0164
5.6898
4.5253
-
T7
77.8068
14.5745
10.4911
1.1644
-
T5
76.6424
13.4101
9.3267
-
T4
67.3157
4.0834
-
T3
63.2323
-
q α = (6, 54) 1%
qα=
5.02
Sx̅=
3.2897
Wp= 16.5145
variable de respuesta, peso del sistema radicular en gramos.
T1
T2
T3
T4
T6
T5
T7
T8
0.558
0.597
0.618
0.687
0.701
0.702
0.737
0.789
T8
0.789
0.231
0.192
0.171
0.102
0.088
0.087
0.052
-
T7
0.737
0.179
0.14
0.119
0.05
0.036
0.035
-
T5
0.702
0.144
0.105
0.084
0.015
0.001
-
T6
0.701
0.143
0.104
0.083
0.014
-
T4
0.687
0.129
0.09
0.069
-
T3
0.62
0.06
0.02
-
T2
0.597
0.039
-
T1
0.6
-
qα = (8, 72) 1%
qα =
5.224
Sx̅= 0.039572
Wp= 0.206725
71
lectura No.2 (30 días después de la siembra), para la variable de respuesta diámetro de
tallo en milímetros.
T2
T5
T1
T3
T4
T7
T6
T8
1.35
1.45
1.5
1.5
1.55
1.55
1.6
1.75
T8
1.75
0.4
0.3
0.25
0.25
0.2
0.2
0.15
-
T6
1.6
0.25
0.15
0.1
0.1
0.05
0.05
-
T7
1.55
0.2
0.1
0.05
0.05
-
T4
1.55
0.2
0.1
0.05
0.05
-
T3
1.5
0.15
0.05
-
T1
1.5
0.15
0.05
-
T5
1.45
0.1
-
T2
1.35
-
qα = (8, 72) 5%
qα =
4.424
Sx̅=
0.076603
Wp=
0.259603
lectura No.8 (120 días después de la siembra), para la variable de respuesta diámetro
de tallo en milímetros.
T2
T5
T6
T1
T3
T4
T7
T8
2.2
2.2
2.25
2.3
2.35
2.35
2.35
2.35
T8
2.35
0.15
0.15
0.1
0.05
-
T7
2.35
0.15
0.15
0.1
0.05
-
T4
2.35
0.15
0.15
0.1
0.05
-
T3
2.35
0.15
0.15
0.1
0.05
-
T1
2.3
0.1
0.1
0.05
-
T6
2.25
0.05
0.05
-
T5
2.2
-
T2
2.2
-
qα = (8, 72) 1%
qα =
5.224
Sx̅= 0.0914877
Wp= 0.477932
72
lectura No.3 (45 días después de la siembra), para la variable de respuesta altura de
planta en centímetros.
T7
T1
T5
T2
T6
T3
T4
T8
7.65
7.84
7.85
7.91
8.05
8.08
8.51
8.86
T8
8.86
1.21
1.02
1.01
0.95
0.81
0.78
0.35
-
T4
8.51
0.86
0.67
0.66
0.6
0.46
0.43
-
T3
8.08
0.43
0.24
0.23
0.17
0.03
-
T6
8.05
0.4
0.21
0.2
0.14
-
T2
7.91
0.26
0.07
0.06
-
T5
7.85
0.2
0.01
-
T1
7.84
0.19
-
T7
7.65
-
qα = (8, 72) 5%
qα =
4.424
Sx̅= 0.271817
Wp= 1.20252
lectura No.8 (120 días después de la siembra), para la variable de respuesta altura de
planta en centímetros.
T7
T2
T6
T1
T4
T5
T3
T8
24.08
24.37
24.66
24.81
25.11
25.27
26.14
26.37
T8
26.37
2.29
2
1.71
1.56
1.26
1.1
0.23
-
T3
26.14
2.06
1.77
1.48
1.33
1.03
0.87
-
T5
25.27
1.19
0.9
0.61
0.46
0.16
-
T4
25.11
1.03
0.74
0.45
0.3
-
T1
24.81
0.73
0.44
0.15
-
T6
24.66
0.58
0.29
-
T2
24.37
0.29
-
T7
24.08
-
qα = (8, 72) 1%
qα =
5.224
Sx̅=
1.4623
Wp=
7.6392
73
Cuadro 44. RESULTADOS, PRUEBA DE TUKEY de la variable de respuesta
porcentaje de colonización
Tratamiento
T6
T8
T7
T5
T4
T3
Material
Media
83.6837
82.3321
77.8068
76.6424
67.3157
63.2323
Literal
a
a
b
b
b
b
Cuadro 45. RESULTADOS, PRUEBA DE TUKEY de la variable de respuesta peso del
sistema radicular en gramos.
Tratamiento
Material
T8
T7
T5
T6
T4
T3
T2
T1
Testigo absoluto
Media
0.789
0.737
0.702
0.701
0.687
0.618
0.597
0.558
Literal
a
b
b
b
b
b
b
b
74
Cuadro 46. RESULTADOS, PRUEBA DE TUKEY de la lectura No. 2 (30 días después
de la siembra) para la variable de respuesta, diámetro de tallo en milímetros.
Tratamiento
Material
T8
T6
T7
T4
T3
T1
Testigo absoluto
T5
T2
Media
1.75
1.6
1.55
1.55
1.5
1.5
1.45
1.35
Literal
a
b
c
c
c
c
c
c
de la siembra) para la variable de respuesta, diámetro de tallo en milímetros.
Tratamiento
Material
Media
T8
2.35
T7
2.35
T4
2.35
T3
2.35
T1
Testigo absoluto
2.3
T6
2.25
T5
2.2
T2
Dosis de enraizador bioestimulante, 0.5 gramos / planta 2.2
Literal
a
a
a
a
a
a
a
a
75
de la siembra) para la variable de respuesta, altura de planta en centímetros.
Tratamiento
Material
Media
T8
8.86
T4
8.51
T3
8.08
T6
8.05
T2
Dosis de enraizador bioestimulante, 0.5 gramos / planta 7.91
T5
7.85
T1
Testigo absoluto
7.84
T7
7.65
Literal
a
b
b
b
b
b
b
b
de la siembra) para la variable de respuesta, altura de planta en centímetros.
Tratamiento
Material
T8
T3
T5
T4
T1
Testigo absoluto
T6
T2
T7
Media
26.37
26.14
25.27
25.11
24.81
24.66
24.37
24.08
Literal
a
a
a
a
a
a
a
a
76
Cuadro 50. Interpolación y extrapolación de los promedios de la lectura No. 7 y No. 8 de
la variable altura de planta en centímetros, desde el día 105 al día 125 después de la
siembra.
DDS
Lectura No. 7
Lectura No.8
105
106
107
108
109
110
111
112
113
114
115
116
117
118
119
120
121
122
123
124
125
T1
19.5
19.9
20.2
20.6
20.9
21.3
21.6
22.0
22.3
22.7
23.0
23.4
23.7
24.1
24.4
24.8
25.2
25.5
25.9
26.2
26.6
ALTURA DE PLANTA EN CENTIMETROS
T2
T3
T4
T5
T6
T7
20.16
22.3
21.9 21.9 21.59
21.2
20.4
22.6
22.1 22.1
21.8
21.4
20.7
22.0
22.8
22.3 22.4
21.6
21.0
23.1
22.5 22.6
22.2
21.8
21.3
23.3
22.8 22.8
22.4
22.0
21.6
23.6
23.0 23.0
22.6
22.2
21.8
23.8
23.2 23.3
22.8
22.4
22.1
24.1
23.4 23.5
23.0
22.6
22.4
24.3
23.6 23.7
23.2
22.7
22.7
24.6
23.8 23.9
23.4
22.9
23.0
24.8
24.0 24.2
23.6
23.1
23.2
23.8
25.1
24.2 24.4
23.3
23.5
25.3
24.5 24.6
24.0
23.5
23.8
25.6
24.7 24.8
24.3
23.7
24.1
25.8
24.9 25.1
24.5
23.9
24.37
26.1
25.1 25.3 24.66
24.1
24.7
26.4
25.3 25.5
24.9
24.3
24.9
26.6
25.5 25.8
25.1
24.5
25.2
25.3
26.9
25.7 26.0
24.7
25.5
27.1
26.0 26.2
25.5
24.9
25.8
27.4
26.2 26.4
25.7
25.1
T8
23.4
23.6
23.8
24.0
24.2
24.4
24.6
24.8
25.0
25.2
25.4
25.6
25.8
26.0
26.2
26.4
26.6
26.8
27.0
27.2
27.4
DDS: días después de la siembra.
T: Tratamiento.
77
Cuadro 51. Costo de producción de 4,444 plantas de Pino oocarpa en etapa de vivero,
en aldea San Francisco, Jutiapa.
Actividad
Mano de obra
Preparación de sustrato, Llenado de
bolsa, trazo y pitiado
Siembra
Riego
Aplicaciones agroquimicos, raleos y
limpias
Insumos
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Bolsas de polietileno
Fertilizante hidrosoluble 10-50-0
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Insecticidas, organofosforado
Fungicidas, propamocarb
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
U.M
4
1
4
jornal
jornal
jornal
Q.
Q.
Q.
71.4 Q.
71.4 Q.
71.4 Q.
285.6
71.4
285.6
1
jornal
Q.
71.4 Q.
71.4
126
2
0.77
4.44
6.36
160
140
140
213
480
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
Q. 0.817 Q.
Q. 78.12 Q.
Q.
25 Q.
Q. 4.25 Q.
Q. 9.00 Q.
Q. 0.055 Q.
Q. 0.09 Q.
Q. 0.24 Q.
Q.
0.1 Q.
Q. 0.36 Q.
102.87
156.24
19.25
18.87
57.27
8.8
12.6
33.6
21.3
172.8
1
1
C.U
asperjadora Q.
regadera Q.
C.T
450 Q.
60 Q.
450
60
COSTO TOTAL Q.
COSTO POR PLANTA Q.
1827.6
0.41
Fuente: Administración de la finca
78
Cuadro 52. Presupuesto para el tratamiento testigo absoluto
Actividad
Mano de obra
Preparación de sustrato, Llenado de bolsa ,
trazo y pitiado
Siembra
Riego
Aplicaciones agroquímicos, raleos y limpias
Insumos
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
0.0090
0.0023
0.0090
0.0023
jornal
jornal
jornal
jornal
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
C.U
Q
Q
Q
Q
71.40
71.40
71.40
71.40
C.T
Q
Q
Q
Q
0.64
0.16
0.64
0.16
Q 0.82 Q 0.23
Q 78.12 Q 0.35
Q 25.00 Q 0.04
Q 4.25 Q 0.04
Q 9.00 Q 0.13
Q 0.06 Q 0.02
Q 0.09 Q 0.03
Q 0.24 Q 0.08
Q 0.10 Q 0.05
Q 0.36 Q 0.39
0.0023 asperjadora Q450.00 Q 1.01
0.0023 regadera Q 60.00 Q 0.14
COSTO TOTAL Q 4.11
COSTO POR PLANTA Q 0.41
Fuente: Análisis de costo de producción
79
Cuadro 53. Presupuesto para el tratamiento contraste (enraizador bioestimulante).
Actividad
Mano de obra
Siembra
Riego
Aplicaciones agroquímicos, raleos y
limpias
Insumos
Raizal
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
C. U.
C. T.
0.0090
0.0023
0.0090
jornal
jornal
jornal
Q 71.40 Q 0.64
Q 71.40 Q 0.16
Q 71.40 Q 0.64
0.0023
jornal
Q 71.40 Q 0.16
0.0050
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
Kilo
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
Q 85.00 Q 0.42
Q 0.82 Q 0.23
Q 78.12 Q 0.35
Q 25.00 Q 0.04
Q 4.25 Q 0.04
Q 9.00 Q 0.13
Q 0.06 Q 0.02
Q 0.09 Q 0.03
Q 0.24 Q 0.08
Q 0.10 Q 0.05
Q 0.36 Q 0.39
0.0023 asperjadora Q 450.00 Q 1.01
0.0023 regadera
Q 60.00 Q 0.14
COSTO TOTAL Q 4.53
80
Cuadro 54. Presupuesto para el tratamiento dosis de ectomicorrizas a razón de 1.88
gramos /planta
Actividad
Mano de obra
Siembra
Riego
limpias
Insumos
Ectomicorrizas
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
C.U.
C.T.
0.0090
0.0023
0.0090
jornal
jornal
jornal
Q 71.40 Q 0.64
Q 71.40 Q 0.16
Q 71.40 Q 0.64
0.0023
jornal
Q 71.40 Q 0.16
0.0188
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
Kilo
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
Q 70.00 Q 1.32
Q 0.82 Q 0.23
Q 78.12 Q 0.35
Q 25.00 Q 0.04
Q 4.25 Q 0.04
Q 9.00 Q 0.13
Q 0.06 Q 0.02
Q 0.09 Q 0.03
Q 0.24 Q 0.08
Q 0.10 Q 0.05
Q 0.36 Q 0.39
0.0023 asperjadora Q 450.00 Q 1.01
0.0023 regadera
Q 60.00 Q 0.14
COSTO TOTAL Q 5.43
81
gramos /planta
Actividad
Mano de obra
trazo y pitiado
Siembra
Riego
Insumos
Ectomicorriza
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
0.0090
0.0023
0.0090
0.0023
jornal
jornal
jornal
jornal
0.0250
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
Kilo
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
C.U.
Q
Q
Q
Q
71.40
71.40
71.40
71.40
C.T.
Q0.64
Q0.16
Q0.64
Q0.16
Q 70.00 Q1.75
Q 0.82 Q0.23
Q 78.12 Q0.35
Q 25.00 Q0.04
Q 4.25 Q0.04
Q 9.00 Q0.13
Q 0.06 Q0.02
Q 0.09 Q0.03
Q 0.24 Q0.08
Q 0.10 Q0.05
Q 0.36 Q0.39
0.0023 asperjadora Q450.00 Q1.01
0.0023 regadera
Q 60.00 Q0.14
COSTO TOTAL Q5.86
COSTO POR PLANTA Q0.59
82
gramos /planta
Actividad
Mano de obra
Siembra
Riego
limpias
Insumos
Ectomicorriza
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
C.U.
C.T.
0.0090
0.0023
0.0090
jornal
jornal
jornal
Q 71.40 Q 0.64
Q 71.40 Q 0.16
Q 71.40 Q 0.64
0.0023
jornal
Q 71.40 Q 0.16
0.0313
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
Kilo
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
Q 70.00 Q 2.19
Q 0.82 Q 0.23
Q 78.12 Q 0.35
Q 25.00 Q 0.04
Q 4.25 Q 0.04
Q 9.00 Q 0.13
Q 0.06 Q 0.02
Q 0.09 Q 0.03
Q 0.24 Q 0.08
Q 0.10 Q 0.05
Q 0.36 Q 0.39
0.0023 asperjadora Q 450.00 Q 1.01
0.0023 regadera
Q 60.00 Q 0.14
COSTO TOTAL Q 6.30
83
gramos /planta
Actividad
Mano de obra
Siembra
Riego
limpias
Insumos
Ectomicorriza
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
C.U
C.T.
0.0090
0.0023
0.0090
jornal
jornal
jornal
Q 71.40 Q 0.64
Q 71.40 Q 0.16
Q 71.40 Q 0.64
0.0023
jornal
Q 71.40 Q 0.16
0.0375
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
Kilo
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
Q 70.00 Q 2.63
Q 0.82 Q 0.23
Q 78.12 Q 0.35
Q 25.00 Q 0.04
Q 4.25 Q 0.04
Q 9.00 Q 0.13
Q 0.06 Q 0.02
Q 0.09 Q 0.03
Q 0.24 Q 0.08
Q 0.10 Q 0.05
Q 0.36 Q 0.39
0.0023 asperjadora Q450.00 Q 1.01
0.0023 regadera
Q 60.00 Q 0.14
COSTO TOTAL Q 6.74
84
gramos /planta
Actividad
Mano de obra
Siembra
Riego
limpias
Insumos
Ectomicorriza
semilla certificada
tierra negra
arena
bolsas de polietileno
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
insecticidas, organofosforado
fungicidas, propamocarb
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
C.U
C.T
0.0090
0.0023
0.0090
jornal
jornal
jornal
Q 71.40 Q 0.64
Q 71.40 Q 0.16
Q 71.40 Q 0.64
0.0023
jornal
Q 71.40 Q 0.16
0.0438
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
Kilo
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
Q 70.00 Q 3.07
Q 0.82 Q 0.23
Q 78.12 Q 0.35
Q 25.00 Q 0.04
Q 4.25 Q 0.04
Q 9.00 Q 0.13
Q 0.06 Q 0.02
Q 0.09 Q 0.03
Q 0.24 Q 0.08
Q 0.10 Q 0.05
Q 0.36 Q 0.39
0.0023 asperjadora Q450.00 Q 1.01
0.0023 regadera
Q 60.00 Q 0.14
COSTO TOTAL Q 7.18
85
Cuadro 59. Presupuesto para el tratamiento dosis de ectomicorrizas a razón de 5
gramos /planta
Actividad
Mano de obra
trazo y pitiado
Siembra
Riego
Insumos
Ectomicorriza
Semilla certificada
Tierra negra
Arena
Fertilizante foliar
Propineb
Carbofuran
Equipo
Asperjadora
Regadera metálica
Cantidad
Unidad
de medida
0.0090
0.0023
0.0090
0.0023
jornal
jornal
jornal
jornal
0.0500
0.2833
0.0045
0.0017
0.0100
0.0286
0.3600
0.3150
0.3150
0.4793
1.0801
Kilo
gramos
mts ³
mts ³
millar
kilo
ml
gr
ml
ml
ml
C.U.
Q
Q
Q
Q
C.T.
71.40
71.40
71.40
71.40
Q 0.64
Q 0.16
Q 0.64
Q 0.16
Q 70.00
Q 0.82
Q 78.12
Q 25.00
Q 4.25
Q 9.00
Q 0.06
Q 0.09
Q 0.24
Q 0.10
Q 0.36
Q 3.50
Q 0.23
Q 0.35
Q 0.04
Q 0.04
Q 0.13
Q 0.02
Q 0.03
Q 0.08
Q 0.05
Q 0.39
0.0023 asperjadora Q450.00
0.0023 regadera
Q 60.00
Q 1.01
Q 0.14
COSTO TOTAL Q 7.61
86
Figura 10. Imagen del experimento al momento de la siembra.
Figura 11. Imagen del experimento en la etapa de germinación de la semilla.
Figura 12. Imagen del experimento a los 30 días después de la siembra
87
88
Figura 16. Imagen preparación de los tratamientos para ser aplicados
89
Figura 17. Imagen de una raíz ectomicorrizada observada en el estereomicroscopio
Figura 18. Imagen del sistema radicular de una planta lista para ser pesada e imagen
de la balanza analítica utilizada.
90
Figura 19. Imagen de las muestras de las raíces de los distintos tratamientos ya
identificadas listas para ser observadas en el estereomicroscopio y pesadas
en la balanza analítica.
Figura 20. Observación en el estereomicroscopio de las raíces colonizadas y no
colonizadas por las ectomicorriza.
91

evaluación de seis dosis de ectomicorrizas sobre la calidad de

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