Manual de Prácticas de Laboratorio de Productos Farmacéuticos Naturales

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Manual de Prácticas de
Laboratorio de Productos
Farmacéuticos Naturales
M. en C. Margarita Cid Hernández
M. en C. Nadezhda Christel Marín Mosquera
Lic. en Químico Farmacobiólogo
Productos Farmacéuticos Naturales
Extracto del Reglamento de Laboratorios
de Química (D-CL-20) del Centro Universitario UTEG
Artículo 1.- El presente reglamento es obligatorio y de observancia general, tanto para
el personal como para los alumnos que conforman la comunidad universitaria UTEG, y
tiene por objeto regular el uso y conservación de los laboratorios y equipos
especializados en química, incluyendo a sus ramas disciplinarias, así como los
derechos y obligaciones de los usuarios y encargados de los mismos.
Artículo 3.- Para los efectos de este reglamento se entiende por:
a. Agente Infeccioso: microorganismo capaz de causar una enfermedad si se
reúnen las condiciones para ello y cuya presencia en un residuo lo hace
peligroso.
b. Laboratorio de Química: lugar habilitado con material e instrumentos
especializados para realizar investigaciones y experimentos de tipo científico, en
la materia de química incluyendo sus ramas disciplinarias.
c. Residuos Peligrosos: son aquellos que posean alguna de las características de
corrosividad, reactividad, explosividad, toxicidad, inflamabilidad, o que contengan
agentes infecciosos que les confieran peligrosidad, así como envases,
recipientes, embalajes y suelos que hayan sido contaminados cuando se
transfieran a otro sitio.
d. Residuos Peligroso Biológico-Infecciosos: aquellos clasificados como tales
en las Normas Oficiales Mexicanas, como la sangre, sus componentes y
derivados; cultivos y cepas almacenadas de agentes infecciosos; desechos
patológicos como tejidos, órganos, cadáveres y partes de animales; muestras
biológicas para análisis químico, microbiológico, citológico e histológico,
excluyendo orina y excremento; residuos no anatómicos como materiales de
curación que contengan algún tipo de líquido corporal y derivados de los
laboratorios; y objetos punzocortantes contaminados y no contaminados
(lancetas, jeringas, porta y cubreobjetos, navajas de bisturí).
e. Usuario: toda persona miembro de la comunidad universitaria UTEG, sea
personal académico, alumnos y trabajadores administrativos, que utilice o haga
uso de los laboratorios de química.
Artículo 6.- Toda persona que haga uso de los laboratorios deberá registrar su ingreso
en las bitácoras correspondientes que, para el efecto de registro, posea el centro
universitario, anotando su nombre, matricula o número de empleado y firma.
Artículo 7.- Todas las prácticas y/o experimentos que se realicen en los laboratorios
deberán estar supervisados por el docente de la asignatura correspondiente.
III
Artículo 8.- Los usuarios deberán portar, al ingresar a los laboratorios, el siguiente
atuendo:
a.
b.
c.
d.
e.
f.
g.
h.
i.
j.
k.
Bata blanca de manga larga abotonada, con el logo de la institución.
Lentes de seguridad.
Paño o franela para limpiar su área de trabajo.
No usar lentes de contacto, quienes necesiten lentes correctivos deberán portar
anteojos.
Calzado cerrado, de piso, no de tela y suela antiderrapante (el zapato deberá
cubrir completamente el empeine; no se permitirá la entrada con zapato abierto o
semicerrado, con o sin calcetines).
Pantalón largo de mezclilla o gabardina de algodón. No se permite la entrada con
pantalón corto, faldas, blusas escotadas o de tirantes.
Cabello recogido (en el laboratorio que se requiera portar cofia).
Uñas cortas y limpias, sin esmalte.
No accesorios como aretes, anillos, cadenas, pulseras, esclavas y/o relojes.
Portar guantes de látex y cubre bocas (bajo indicación del docente, de acuerdo al
tipo de práctica y de laboratorio).
Mujeres sin maquillaje, de acuerdo al tipo de práctica y de laboratorio, bajo la
indicación del docente.
Asimismo, es obligatorio llevar a cabo la técnica de lavado de manos indicada por los
docentes al iniciar y al terminar la práctica.
Artículo 9.- El docente deberá identificar los riesgos específicos de cada práctica e
indicar las medidas y procedimientos de seguridad adecuados para su realización, en
especial si el alumno pudiera estar expuesto a situaciones de peligro o riesgo, con
sustancias peligrosas por el tipo de sus características explosivas, volátiles, corrosivas,
reactivas, tóxicas, inflamables o infeccionas.
Artículo 11.- Durante el desarrollo de las prácticas en los laboratorios, los docentes a
cargo son responsables directos del correcto uso de las instalaciones, material, equipo,
reactivos y sustancias, siendo su obligación reportar cualquier irregularidad descubierta
en los mismos, notificando por escrito de inmediato al personal a cargo de los
laboratorios, así como de los eventuales infractores en su caso.
Artículo 12.- El docente que utilice los laboratorios deberá permanecer en los mismos
hasta que concluya la práctica, siendo responsable de proporcionar una asesoría
adecuada y de calidad a los alumnos durante su desarrollo, así como del
comportamiento de los alumnos.
Artículo 13.- Los alumnos son responsables del material y equipo de los laboratorios
que empleen durante las prácticas. En caso de falla o desperfecto en los equipos,
deberán reportarlo de inmediato al docente a cargo de la práctica y/o al Técnico
IV
Laboratorista y/o Coordinador de Laboratorios. Para el caso de que algún alumno
rompa de manera accidental o intencionada el material o instrumentos del laboratorio,
deberá reponerlo en la misma calidad, cantidad y de la misma marca que el que le fue
entregado.
Artículo 14.- Son obligaciones de los usuarios de los Laboratorios de Química, las
siguientes:
a. Asistir con puntualidad a las prácticas.
b. Permanecer en orden y guardar silencio.
c. Abstenerse de jugar, correr, hacer bromas y emplear lenguaje inadecuado dentro
de las instalaciones.
d. Realizar el lavado de manos indicado por el docente antes de iniciar la práctica.
e. Atender a las indicaciones de vestimenta y atuendo indispensable para asistir a
las prácticas.
f. Acatar a la brevedad las indicaciones del docente o encargado del laboratorio y/o
técnico auxiliar de laboratorio.
g. Hacer un uso adecuado de las instalaciones, equipo, materiales, sustancias y/o
reactivos.
h. Respetar los horarios y condiciones de uso de los laboratorios y sus equipos
especializados.
i. Revisar con antelación al desarrollo de la práctica, en el manual correspondiente,
el material necesario para su realización, solicitado por el docente y/o técnico y/o
encargado de laboratorio, ya que sin él no podrán realizarla, ni ingresar al
laboratorio, sin excepción.
j. Atender a las indicaciones del docente y/o técnico y/o encargado de laboratorio,
para la disposición final de las sustancias y reactivos empleados durante las
prácticas.
k. Localizar el equipo de seguridad para que, en cualquier contingencia, puedan
operarlo.
l. Usar solamente equipo que se encuentre en buenas condiciones y reportar
cualquier desperfecto de inmediato a su docente y/o encargado de laboratorio.
m. Guardar su material limpio, seco y completo en la gaveta asignada para tal
efecto.
n. Una vez concluida la actividad dentro del laboratorio, dejar en perfecto orden el
entorno en el cual estuvo trabajando; apagar y entregar equipos y materiales,
limpiar las mesas de trabajo, acomodar las bancas o sillas; retirar y limpiar los
papeles y elementos utilizados, y reportar cualquier falla del equipo.
Artículo 15.- Los alumnos tienen la posibilidad de alquilar en la dirección administrativa
del plantel, un lócker al inicio de cada ciclo escolar, para el efecto de que guarden sus
objetos personales durante las prácticas de laboratorio; en caso contrario, los alumnos
no podrán dejar sus pertenencias en los pasillos, aulas o dentro del laboratorio, y la
institución no se hace responsable de los daños que puedan sufrir.
V
Artículo 16.-El alumno deberá leer cuidadosamente las etiquetas de los reactivos; en
caso de accidente, deberá actuar con calma y reportar inmediatamente lo sucedido al
docente y/o técnico y/o encargado de laboratorio.
Artículo 17.- Los alumnos deberán observar los cuidados necesarios para el manejo de
los equipos utilizados en la práctica y leer previamente el instructivo de trabajo, el cual
se encontrará al lado del equipo. Cualquier duda al respecto deberá consultarla con el
encargado y/o técnico del laboratorio y/o docente.
Artículo 25.- Para poder ingresar a los laboratorios, el alumno deberá portar el atuendo
establecido en el presente reglamento, en caso contrario, será facultad del Docente y/o
encargado y/o técnico de laboratorio, restringirle el acceso al mismo; de igual manera,
deberá asistir con puntualidad en las horas programadas para la práctica.
Se nombrará lista de asistencia 10 diez minutos después de la hora señalada para la
práctica, después de lo cual no se permitirá el acceso o salida a ningún alumno; sin
excepción.
Artículo 26.- Se dará una tolerancia de sólo 5 cinco minutos para desocupar las
instalaciones, una vez concluido el horario designado. La ausencia de un docente o
grupo de alumnos en el horario posterior al que le corresponde, no da derecho a seguir
ocupando los laboratorios. Ante la omisión reiterada en el cumplimiento de este artículo
(dos o más veces), se podrá negar una nueva reservación, a criterio del Director
Académico.
Artículo 28.- El docente deberá respetar las fechas y número de prácticas establecidas
por él mismo en el programa de prácticas del laboratorio. Si el docente planea realizar
una práctica diferente a la programada, deberá notificar con preferencia 3 tres días de
anticipación para evitar el gasto innecesario de reactivos y/o uso de equipos. Ante la
omisión reiterada en el cumplimiento de este artículo (dos o más veces), se podrá negar
una nueva reservación, a criterio del Director Académico.
Artículo 29.- El usuario conservará y mantendrá el orden y limpieza de las
instalaciones y equipos de los laboratorios de química. Si el laboratorio se encuentra
sucio antes de empezar la sesión, el usuario deberá reportarlo al encargado y/o técnico
en turno; en caso de no recibir respuesta favorable, se deberá reportar a la Dirección
Académica.
Artículo 30.- Al inicio de cada semestre los alumnos deberán agruparse por equipos o
mesas de laboratorio para realizar las prácticas que les corresponda durante todo el
ciclo escolar, nombrando un representante. El docente y/o encargado y/o técnico de
laboratorio les entregará por equipo o mesa el material que requerirán a lo largo del
semestre, firmando el responsable del equipo, mismo que deberán guardar en la gaveta
VI
que les corresponda. Al final del semestre, el material deberá ser devuelto íntegro, de lo
contrario le será condicionada la reinscripción al equipo completo.
Existe material que no debe reusarse por la naturaleza de las muestras que se manejan
(como portaobjetos, cubreobjetos), este material deberá desecharse en su contenedor
correspondiente y el alumno deberá reponerlo en la práctica inmediata posterior en que
fue desechado.
Artículo 31.- Al inicio de cada práctica el alumno deberá solicitar al docente y/o
encargado y/o técnico de laboratorio la llave de la gaveta donde se encuentra su
material, para poder emplear el requerido durante la práctica; al final de la misma el
material deberá ser devuelto completamente limpio y seco. En caso de que éste sufra
algún desperfecto, deberá reportarlo al docente y/o encargado del laboratorio, de lo
contrario, asumirá la responsabilidad correspondiente.
Artículo 32.- Por ningún motivo el alumno deberá tratar de abrir o reparar el material o
equipo del laboratorio por sí mismo. Cualquier falla en el equipo o material deberá ser
reportada al docente o técnico y/o encargado del laboratorio.
Artículo 33.- El material y/o equipo utilizado debe ser devuelto en las condiciones que
fue prestado. Por tal motivo, en caso de que el usuario dañe el equipo y/o material a su
cargo de manera accidental o intencional, deberá reponerlo en la práctica inmediata
posterior por uno igual en marca y características. En caso contrario, se le negará el
servicio por tiempo indefinido y se levantará el acta correspondiente, ajeno a la sanción
que le corresponda de acuerdo al Reglamento de Alumnos.
En el caso de docentes y/o técnicos laboratoristas que dañen algún equipo o material,
se valorará el por parte de Coordinación de Laboratorios y la Dirección Académica; en
caso de que tengan que pagar o reponer el material esto se puede hacer mediante un
descuento vía nómina previo Vo. Bo. del departamento de Recursos Humanos.
Artículo 34.- Para el caso de que el laboratorio no cuente con las muestras necesarias
para el desarrollo de la práctica, el docente deberá solicitarlas a sus alumnos con
anticipación.
Artículo 38.- Se debe conservar siempre limpia la mesa de trabajo al inicio, durante y al
finalizar cada práctica; depositar toda la basura en los cestos correspondientes.
Los vertederos deberán estar siempre libres de residuos, no se deberán arrojar cuerpos
sólidos ni papeles.
Artículo 44.- Queda estrictamente prohibido a los usuarios lo siguiente:
VII
a. Mascar chicle, introducir y consumir bebidas, alimentos, cigarrillos o cualquier
tipo de golosina dentro del área de laboratorios.
b. El uso de lentes oscuros, gorras, audífonos, teléfonos celulares, reproductor de
música o video; videojuegos o cualquier equipo electrónico de entretenimiento o
comunicación no permitido durante el uso de los laboratorios.
c. El uso de sandalias, bermudas, pantalones cortos, cabello largo suelto,
accesorios prominentes y corbata.
d. Ingresar al laboratorio, tanto alumnos como docentes, sin bata de marga larga o
con una bata diferente a la reglamentaria.
e. El desorden y ruidos fuera de lo normal, dentro y fuera de los laboratorios; en
todo caso los usuarios deberán esperar para su ingreso en el perímetro de
acceso a que llegue su docente.
f. La entrada a personas ajenas a la comunidad Universitaria UTEG.
g. Correr, jugar, hacer bromas o acciones que pongan el peligro su seguridad y la
de sus compañeros.
h. Ingresar a los laboratorios si no está presente el docente o encargado de
laboratorio.
i. Utilizar computadora durante la clase, excepto si se requiere para exponer algún
tema.
j. Introducirse objetos en la boca.
k. Hacer uso del equipo de seguridad y/o salida de emergencia cuando no sea
necesario.
l. Mezclar sustancias y reactivos sin la debida autorización del docente o
encargado de laboratorio.
m. Hacer un uso incorrecto del mobiliario, equipos, instalaciones, sustancias o
reactivos de los laboratorios.
n. Proferir palabras altisonantes u ofensivas entre los alumnos, docentes, técnicos
y/o encargados de laboratorio.
o. Las demás que sean establecidas por el docente, encargado y/o técnico o
Director Académico, para garantizar el buen funcionamiento y conservación de
los equipos y laboratorios de química.
Artículo 45.- Ningún alumno podrá permanecer en el recinto de los laboratorios en
ausencia de sus docentes o del responsable de laboratorio, ni portando una bata ajena
a la reglamentaria.
Ningún docente podrá permanecer en los laboratorios fuera de su programa de
prácticas sin la autorización del encargado de laboratorio y/o Director Académico de la
carrera y/o portando bata ajena a la reglamentaria.
Artículo 46.- En caso de incumplimiento a los lineamientos establecidos en el presente
reglamento, podrán ser aplicadas por el encargado o personal responsable del
laboratorio, el docente, el Director Académico y/o Administrativo, según sea el caso, sin
perjuicio de exigir la reparación de los daños ocasionados, las siguientes sanciones:
VIII
a.
b.
c.
d.
Amonestación verbal o escrita.
Retención de credenciales.
Suspensión del servicio.
Las sanciones establecidas en el reglamento que por su relación con el Centro
Universitario le correspondan.
Artículo 47.- El alumno debe comportarse adecuadamente dentro de las instalaciones
del laboratorio, hacer uso apropiado del lenguaje oral y escrito, respetar a sus
profesores y compañeros de clase técnicos y/o encargados de laboratorio; en caso
contrario se le suspenderá el servicio temporalmente o en casos graves
indefinidamente, a criterio del docente o del encargado y/o técnico del laboratorio,
previo el aval de Dirección Académica.
Artículo 48.- Los alumnos que incumplan con las disposiciones contenidas en el
presente reglamento, deberán ser reportados por el docente y/o encargado y/o técnico
de laboratorio al Director Académico que corresponda, para que con base en el
Procedimiento de Determinación de Responsabilidad y Aplicación de Sanciones
establecido en el Reglamento de Alumnos, se determine la sanción que le corresponda
de acuerdo a la gravedad de la infracción y se glose copia del acta respectiva al
expediente del alumno.
Artículo 49.- Los docentes y técnicos y/o encargados de laboratorios que incumplan las
obligaciones que este reglamento les confiere, podrán ser sancionados con base en la
gravedad de la infracción, de acuerdo al Reglamento de Docentes o Interior de Trabajo,
según corresponda.
Artículo 50.- Los casos no previstos en este Reglamento serán solucionados por el
encargado o técnico del laboratorio, o por el Director Académico en su caso, atendiendo
a los intereses de la comunidad y teniendo a la vista el cumplimiento de las finalidades
que son propias del servicio de los laboratorios de Química del Centro Universitario.
El presente reglamento fue modificado a petición del Director Académico de la
Licenciatura en Químico Farmacobiólogo durante revisión oficiosa R03/0114 en el mes
de enero de 2014; en virtud de lo anterior se deberá entender que subsiste el contenido
en todas sus partes del presente reglamento, en lo que ve a aquellas disposiciones que
no fueron modificadas. Estas reformas entrarán en vigor a partir del mes de enero de
2014, previa autorización del Director del Macroproceso correspondiente.
TABLA DE MODIFICACIONES
REVISIÓN
R02
FECHA APROBACIÓN
Enero de 2013
MODIFICACIONES
Artículo 4, 8 inciso e) y f) y 18.
IX
Contenido
Introducción, 1
Práctica Nº 1. Procedimientos generales para la extracción de materia prima vegetal
(parte I), 3
Práctica Nº 2. Procedimientos generales para la extracción de materia prima vegetal
(parte II), 9
Práctica Nº 3. Extracción y preparación de reactivos para perfil fitoquímico, 15
Práctica Nº 4. Perfil fitoquímico: pruebas preliminares básicas, 23
Práctica Nº 5. Cromatografía de capa fina (TLC), 31
Práctica Nº 6. Cromatografía en columna para la separación y purificación sustancias
activas, 37
Práctica Nº 7. Perfil fitoquímico de plantas con fines medicinales (parte I), 43
Práctica Nº 8. Perfil fitoquímico de plantas con fines medicinales (parte II), 49
Práctica Nº 9. Perfil fitoquímico de plantas con fines medicinales (parte III), 53
Práctica Nº 10. Preparación de pomada artesanal de árnica, 57
Práctica Nº 11. Preparación de tintura homeopática de Matricaria chamomilla y de
Allium cepa (parte I), 63
Práctica Nº 12. Preparación de tintura homeopática de Matricaria chamomilla y de
Allium cepa (parte II), 69
Bibliografía, 75
Anexo I. Reactivos específicos para perfil fitoquímico básico, 77
Anexo II. Reactivos para perfil fitoquímico específico, 79
Anexo III. Recomendaciones, 81
Introducción
Gracias a la experimentación y observación, el ser humano inició la selección de
productos de origen natural que no sólo le servirían para satisfacer sus necesidades
biológicas básicas, como comer, vestir y dormir. Gracias a esta acción tenemos gran
variedad de alimentos de origen vegetal, como maíz, cebolla, jitomate, aguacate, perejil,
espinacas, acelgas, lechuga, limón, manzana, peras o papaya, y otro tanto de origen
animal, como pescado, pollo, res, etcétera, por sólo mencionar algunos ejemplos de la
gran variedad de productos de origen natural que hasta nuestra actualidad seguimos
utilizando.
Con el inicio de la vida también se dio la aparición de las enfermedades. Así
pues, el ser humano, buscando formas primitivas de preservar la misma, recurrió a lo
único que tenía acceso: plantas y animales. De ahí el interés por saber no sólo qué
efecto tienen dichos productos sobre el ser humano, sino también qué es lo que
contiene ese producto, que lo hace tan maravilloso y fantástico para nuestro estudio.
Cuando hablamos de productos naturales, es muy común asociarlo con el uso de
plantas medicinales. Sin embargo, los productos naturales abarcan desde principios
activos presentes en plantas, como las saponinas de las papas, los alcaloides en el
chicalote o las clorofilas en las plantas verdes, hasta el ácido fórmico presente en las
hormigas rojas, el veneno de una serpiente de cascabel o de las tarántulas: todos éstos
son productos de origen natural, a los cuales algunos estudios científicos y
homeopáticos les han atribuido propiedades benéficas para el tratamiento de algunas
afecciones.
Empero, decir ‘natural’ no quiere decir que sea un compuesto 100 % efectivo. Por
lo general este tipo de sustancias activas o metabolitos está asociado a otras
sustancias más complejas y tóxicas para el ser humano, sustancias que no son del todo
malas, pues ayudan a que el principio activo de nuestro interés prevalezca. He aquí la
importancia del conocer qué contienen y de qué están compuestos nuestra planta o
animal, que los hace ser tan especiales para la cura de una afección.
Con este Manual de Prácticas de Laboratorio en Productos Farmacéuticos
Naturales, buscamos involucrar al Licenciado Químico Farmacobiólogo en el estudio de
los productos naturales, asumiendo un papel en el proceso de identificación y
procesamiento de los mismos para la búsqueda de nuevas alternativas farmacológicas
ante la presencia de alguna afección.
No nos queda más que desearles suerte y esperamos que disfruten este manual
tanto como disfrutamos nosotras elaborar cada una de sus páginas.
1
«No hay medicina que cure… lo que no cura la felicidad»
(Gabriel García Márquez)
«No se les olvide ser felices…»
M. en C. Margarita Cid Hernández.
M. en C. Nadezhda Christel Marín Mosquera.
2
Práctica Nº 1
Procedimientos generales para
la extracción de materia prima vegetal (parte I)
Fundamento
Todos los pueblos primitivos han adquirido información sobre las propiedades
medicinales de gran número de plantas propias de su ambiente. Estos conocimientos
generalmente los acumulan determinados individuos: sacerdotes, hechiceros,
curanderos, etcétera, quienes los transmiten de generación en generación a
determinados aprendices y a sus descendientes.
Así, en la Biblia están descritas alrededor de 200 plantas medicinales y sus
aplicaciones. El papiro de Ebers, escrito hace aproximadamente 3 mil 500 años,
contiene descripciones de enfermedades e indicaciones para tratarlas con plantas. En
China, india y Japón se ha encontrado abundante información escrita sobre la flora
medicinal.
Los conocimientos sobre las plantas medicinales en América, fueron transmitidos
por los aborígenes a misioneros y viajeros españoles, quienes los inmortalizaron en
diversas obras escritas. Ahí aparece la descripción de muchas plantas medicinales y
sus usos.
Durante la Segunda Guerra Mundial (1939-1945) hubo gran interés por buscar
materias primas vegetales para la síntesis de hormonas esteroidales, interés que se
acrecentó con los efectos terapéuticos encontrados para la cortisona y lo complicado de
su síntesis a partir de las sapogeninas conocidas, así como el posterior descubrimiento
de la reserpina y su aplicación como droga tranquilizante e hipotensora. En
consecuencia, en varias partes del mundo inició una búsqueda sistemática de principios
activos y de la flora tropical.
Gracias a todo este proceso, actualmente contamos con vasta información sobre
cualquier especie vegetal, desde su taxonomía botánica hasta estudios químicos en
plantas y substancias aisladas de ellas; también podemos obtener y hacer uso de
diferentes preparados farmacéuticos en medicina tradicional.
Es necesario, entonces, iniciar los estudios preliminares de productos naturales
con una investigación bibliográfica que nos permita proponer métodos para la
extracción de los mismos.
Objetivo
1. Que el alumno aprenda y aplique los procesos iniciales del procesamiento de
materia vegetal, utilizada como materia prima para el desarrollo de fitoterapéuticos.
3
Recursos
Material
• Hojas de vegetal verde:
espinaca, acelga u hojas
de árbol.
• Guantes de látex,
cubrebocas y gafas de
seguridad.
• Papel periódico o
estraza.
Reactivos
• No aplica.
Equipos
• Balanza analítica.
Procedimiento previo al ingreso a laboratorio
1. Colectar aproximadamente 500 g de hojas frescas de espinaca, acelga alguna
especie de árbol.
2. Lavar con agua para eliminar restos de tierra y la presencia de algún insecto.
3. Identificar la Familia y Subfamilia de la materia vegetal elegida.
4. investigación bibliográfica de los principios activos de las especie.
5. En casa, buscar el lugar adecuado para el proceso de secado, que cumpla con las
siguientes condiciones:
a) Sin entrada directa de la luz del sol.
b) Baja humedad, de ser posible, nula.
c) Temperatura constante, alrededor de 25° a 30° C.
d) Evitar la presencia de mascotas o insectos.
e) Usar guantes de látex, cubrebocas y gafas de seguridad.
6. Extender en el suelo el papel periódico o estraza y colocar sobre él las hojas del
vegetal, para dar inicio a la etapa de secado.
7. Mover diariamente las hojas para obtener un secado óptimo y uniforme del vegetal.
8. El proceso de secado se lleva a cabo en mínimo 15 días.
9. Cuando las hojas al tacto se desmoronen o se escuche un crujido, es indicador de
que están listas.
10. Para el transporte, utilizar bolsas de plástico con cierre hermético.
4
Diagrama de flujo
Actividades
a. Investigue tres formas de efectuar el secado de una especie vegetal.
b. Mencione algunas consideraciones a tener en cuenta en la etapa de colección.
5
c. ¿Por qué se debe dar movimiento a las hojas del vegetal diariamente, durante la
etapa de secado?
Resultados, observaciones o conclusiones
Resultados
Investigación bibliográfica sobre la especie vegetal
6
7
Observaciones
Conclusiones
Bibliografía consultada para contestar
las actividades del Manual de Prácticas de Laboratorio
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
8
Práctica Nº 2
Procedimientos generales para
la extracción de materia prima vegetal (parte II)
Fundamento
La mayoría de las sustancias activas o metabolitos son de características orgánicas, es
decir, necesitamos el uso de ciertos solventes o mezclas de solventes para extraer el
principio activo del producto natural elegido. Los solventes comúnmente utilizados en la
materia vegetal con fines medicinales, son etanol o metanol, debido a que tienen cierta
polaridad, son fáciles de evaporar y ligeramente ácidos.
La función que tienen los solventes en este proceso es extraer la mayor cantidad
de principio activo presente en el producto natural, evitando en lo posible modificar la
estructura química original.
La materia prima comúnmente utilizada para la extracción de principios activos
son las plantas, por lo cual se deben tomar en cuenta las siguientes consideraciones:
a) La frescura y el origen de la planta.
b) Cantidad de agua presente en el momento de la extracción.
c) La temperatura del medio ambiente, o a la cual fue sometida la materia vegetal
(no sobrepasar temperaturas 70° C por un tiempo máximo de una semana).
d) La presencia de microorganismos.
e) Las sustancias activas o metabolitos secundarios que se espera encontrar.
f) La presencia de clorofilas.
Tomando en cuenta esto, se debe proponer un método adecuado para eliminar el
exceso de agua presente en la materia vegetal sin que se altere el principio activo de
interés farmacológico; los métodos usualmente utilizados son secado, congelado o
liofilizado. En esta primera práctica se evaluará el proceso de secado como una manera
para preparar el material vegetal para la extracción de los metabolitos secundarios con
actividad biológica para el ser humano.
Objetivo
1. Que el alumno aprenda y aplique los procesos iniciales del procesamiento de
materia vegetal, utilizada como materia prima para el desarrollo de fitoterapéuticos.
9
Recursos
Material
Reactivos
• Hojas secas del vegetal :
• Metanol grado reactivo
espinaca, acelga u hojas de
(CH3OH).
árbol.
seguridad.
• Frasco de vidrio color
ámbar con tapa y boca
ancha.
• Charolas para pesar
(15 x 10 cm).
• Espátula de acero
inoxidable.
• Probeta de 250 ml.
• Etiquetas autoadheribles,
plumón.
Equipos
• Molino de muestras.
• Refrigerador.
Procedimiento a efectuar dentro del laboratorio
1. Transcurrido los 15 días de secado, cortar en trozos pequeños las hojas secas del
vegetal.
2. Pasarlos al molino para pulverizarlos.
3. Pesar aproximadamente 150 g de la materia pulverizada.
4. Transferirlos al frasco de vidrio color ámbar con ayuda de una espátula.
5. Tomar un volumen de 300 ml de CH3OH y adicionarlo al frasco que contiene el
pulverizado; tapar y agitar 100 veces.
6. Identificar el contenido del frasco con el nombre científico de la planta, cantidad
pesada, fase «metanólica», fecha y responsable.
7. Refrigerar la muestra hasta la siguiente práctica.
Actividades
a) ¿Por qué se utiliza un frasco de vidrio color ámbar para la extracción?
10
b) ¿Cuál es la función del CH3OH en el proceso y por cuál otro solvente o mezclas de
solventes se puede sustituir?
c) Mencione otros métodos de extracción usados en vegetales.
11
Resultados
12
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
13
Práctica Nº 3
Extracción y preparación de reactivos para perfil fitoquímico
Fundamento
Una vez que se ha secado y ha transcurrido el tiempo de reposo de la materia vegetal
en un solvente o mezcla de solventes, los principios activos o metabolitos secundarios
presentes en las hojas verdes (en nuestro caso, espinaca, acelga u hojas de árbol),
están inmersos en una mezcla heterogénea, entre restos de materia vegetal, solvente y
metabolitos secundarios.
Esta mezcla como tal no es de utilidad para estudiar el perfil fitoquímico
correspondiente, por lo que, antes de iniciar cualquier tipo de prueba, se debe eliminar
el exceso de solvente y los restos de la materia vegetal.
Dentro de las metodologías usadas con frecuencia están:
a) Centrifugado. Separar la materia vegetal de la mezcla metabolitos-solvente. Se
utiliza esta forma de separación siempre y cuando se quiera recuperar la materia
vegetal para posteriores pruebas.
b) Filtrado. Separar la materia vegetal de la mezcla metabolitos-solvente. Se utiliza
esta forma de separación cuando ya no se quiere recuperar la materia vegetal.
c) Destilación simple. Se utiliza cuando el principio activo presente en la mezcla
metabolito-solvente tiene un punto de ebullición distinto al solvente y se quiere
recuperar parte del solvente utilizado.
d) Destilación con rotavapor. Un evaporador rotatorio o rotavapor es un dispositivo
que se utiliza en laboratorios de química para la eliminación eficiente y suave de
disolventes en sustancias por medio de la evaporación.
e) Evaporación. A temperatura ambiente (25-30° C), con flujo de aire constante.
Los rotavapores también se utilizan en la cocina molecular para la preparación de
destilados y extractos; debido a su gran aplicación tanto en la farmacología como en la
industria de los alimentos, es un método idóneo para la separación de los principios
activos presentes en nuestra materia prima vegetal en cuestión.
Objetivos
1. Que el alumno conozca los métodos y procedimientos adecuados para el uso del
rotavapor en la extracción de las sustancias activas presentes en la materia vegetal.
2. Que el alumno aplique los conocimientos adquiridos a los largo de semestres
anteriores para el cálculo, preparación de reactivos y soluciones químicas a emplear
en el desarrollo de perfil fitoquímico.
15
Recursos
Material
• 20 frascos goteros con
tapa color ámbar de
30 ml de capacidad.
• Papel filtro Whatman.
• Embudo de vástago
corto.
ámbar de 250 ml de
capacidad.
• Matraz de aforo de
50 ml.
• Vaso de 500 ml.
• Charolas de plástico
para pesar.
inoxidable.
• Pipetas de 5 y 10 ml.
• Perillas.
• Pizeta
• Columna de vidrio
vertical.
Reactivos
• Ácido clorhídrico concentrado
(HCl).
• Ácido sulfúrico (H2SO4).
• Cloroformo (CHCl3).
• Cloruro de mercurio (HgCl).
• Cloruro de sodio (NaCl).
• Cloruro férrico (FeCl3).
• Ferricianuro de potasio
(K4Fe(CN)6).
• Grenetina.
• Hidróxido de amonio
concentrado (NH4OH).
• Hidróxido de potasio (KOH).
• Hidróxido de sodio (NaOH).
• Nitrato de bismuto
pentahidratado
(Bi (NO3)2 5H2O).
• Metanol (CH3OH).
• Peróxido de hidrógeno (H2O2).
• Vainillina.
• Yoduro de potasio (KI).
• Carbón activado granulado.
Equipos
• Refrigerador.
• Rotavapor.
Procedimiento: extracción de la materia vegetal
1. Agitar cien veces el frasco ámbar que contiene la fase metanólica.
2. Colocar el papel filtro Whatman en el embudo y humedecerlo con CH3OH.
3. Con ayuda el embudo previamente humedecido, filtrar la materia vegetal en fase
metanólica en el vaso de 500 ml de capacidad.
4. Medir el volumen total recuperado.
5. Pasar a matraz de una boca y sujetar al rotavapor.
6. Dejar el destilado en el rotavapor por un tiempo aproximado de 15 a 20 minutos.
7. Recuperar y medir tanto el solvente recuperado como el filtrado concentrado.
8. Trasvasar el filtrado-concentrado obtenido al frasco color ámbar de 250 ml de
capacidad, previamente etiquetado con nombre, fecha, responsable y cantidad.
Refrigerarlo hasta la siguiente práctica.
9. Colocar en la parte interior de la columna vertical de vidrio un trozo de algodón.
10. Llenar ¾ partes de la columna con carbón activado granulado.
11. Abrir la llave y dejar que pase el solvente recuperado por el carbón activado.
12. Recuperar el solvente y almacenar para su posterior purificación.
13. Etiquetar como «solvente recuperado» de la muestra vegetal a estudiar.
16
Preparación de reactivos para perfil fitoquímico
1) Hacer los cálculos necesarios y preparar 50 ml de:
a) Solución de HNO3 al 30 %.
b) Solución de KOH al 5 %.
c) Solución de KOH al 0.5 M.
d) Solución de H2O2 al 6 %.
e) Solución ácida de NaCl.
f) Solución de NaCl al 2 %.
g) Solución de NH4OH al 25 %.
h) Solución de NaOH al 10 %.
i) Solución de K4Fe(CN)6 al 1 %.
2) Preparar los siguientes reactivos (ver ANEXO I):
a) Solución de FeCl3 al 1 %.
b) Reactivo de Mayer.
c) Reactivo de Dragendorff.
d) Reactivo de Rosenthaler.
e) Solución de gelatina.
3) Identificar cada una de las soluciones preparadas con datos de nombre de la
solución o reactivo, fecha y nombre de quien lo preparó.
4) Guardar las soluciones en el refrigerador para la siguiente práctica.
Actividades
Elaborar un diagrama de flujo de la práctica, sin olvidar colocar cada uno de los rombos
de seguridad de los reactivos y soluciones preparadas.
17
18
Cálculos, observaciones o conclusiones
Cálculos
a) Solución de HNO3 al 30 %.
b) Solución de KOH al 5%
c) Solución de KOH al 0.5 M
19
d) Solución de H2O2 al 6 %
e) Solución ácida de NaCl
f) Solución de NaCl al 2%
g) Solución de NH4OH al 25 %
20
h) Solución de NaOH al 10 %
i) Solución de K4Fe(CN)6 al 1 %
Observaciones
21
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
22
Práctica Nº 4
Perfil fitoquímico: pruebas preliminares básicas
Fundamento
Dentro de las actividades de rutina empleadas para la identificación de principios
activos presentes en productos naturales, están las pruebas preliminares básicas para
perfil fitoquímico.
Un perfil fitoquímico se compone de pruebas cualitativas de la presencia de ciertos
metabolitos secundarios de interés farmacológico, como:
a) Clorofilas. La mayoría de las plantas terrestres presenta dos formas de clorofilas,
denominadas ‘a’ y ‘b’, siendo su única diferencia un grupo metilo (-CH3) en el
perímetro del anillo tetrapirrólico (para la clorofila a), mientras que en la b este
grupo ha sido oxidado para formar un grupo formol (-CH=O), también conocido
como ‘grupo formilo’.
b) Alcaloides. Constituyentes alcalinos (de ahí su nombre alcaloides) básicos
orgánicos que contienen nitrógeno, que se deriva de metabolismo de los
aminoácidos.
c) Saponinas. Glucósidos de esteroides o de triterpenoides, llamadas así por sus
propiedades semejantes a las del jabón.
d) Triterpenos. Son comercialmente interesantes por su uso como aromas y
fragancias en alimentación y cosmética, o por su importancia en la calidad de
productos agrícolas.
e) Cardiotónicos. Sustancias de naturaleza esteroídica que, debido a su acción
sobre el músculo cardiaco, provocan un aumento de la frecuencia
(cronotrópicos), excitabilidad (batmotrópicos) y contractilidad (inotrópicos) de las
fibras miocárdicas.
f) Flavonoides. Compuestos sintetizados a partir de una molécula de fenilalanina y
3 de malonil-CoA, presentes en algunas plantas.
g) Taninos. Químicamente, son metabolitos secundarios de las plantas, fenólicos,
no nitrogenados, solubles en agua y no en alcohol ni solventes orgánicos.
h) Quinonas. Metabolitos originados por la ruta de la malonil-Coenzima A en el caso
de los hongos, líquenes y plantas superiores de las familias Ramnáceas,
Poligonáceas y Leguminosas; mientras que en las Rubiáceas, las Gesneriáceas,
las Escrofulariáceas, las Verbenáceas y las Bignoniáceas, se originan a partir de
ácido shikímico y ácido mevalónico.
El perfil fitoquímico está indicado como parte protocolaria inicial para cualquier estudio
de alguna planta con posibles aplicaciones medicinales, o bien en la búsqueda de un
principio activo en particular.
23
Gracias a este tipo de pruebas se puede conocer de una manera más íntima la
naturaleza y esencia de una planta en cuestión, corroborar lo expuesto por algunos
autores o proponer fuentes de obtención de una sustancia activa en específico.
Objetivos
1. Que el alumno conozca las pruebas básicas a efectuar en el estudio fitoquímico de
plantas con fines terapéuticos o de investigación básica.
Recursos
Material
• Embudo de vidrio.
• Cápsula de porcelana.
• Capilares libres de
heparina.
• Mechero de Bunsen.
• Papel filtro.
• Perilla.
• 15 tubos de ensayo
(12 mm x 75 mm).
• Perilla de decantación.
• Pinzas de sujeción para
tubos de ensayo.
• Extracto vegetal en
base de metanol. 24
Reactivos
• Ácido clorhídrico
concentrado (HCl).
• Ácido sulfúrico concentrado
(H2SO4).
• Agua destilada.
• Alcohol etílico absoluto
(C2H5OH).
• Cloruro férrico al 1 %
(FeCl3).
• Cloruro de sodio al 2 %
(NaCl).
• Ferrocianuro de potasio al
1 % (K4Fe(CN)6).
• Hidróxido de amonio al
25 % (NH4OH).
• Hidróxido de potasio 0.5 M
(KOH).
• Hidróxido de potasio al 5 %
(KOH).
• Hidróxido de sodio al 10 %
(NaOH)
• Magnesio metálico (Mg+).
• Reactivo de Rosenthaler.
• Reactivo de gelatina.
• Reactivo de Dragendorff.
• Peróxido de hidrógeno 6 %
(H2O2).
Equipos
• Lámpara UV.
Procedimiento
I. Identificación de flavonoides
1) Disolver 0.5 ml del extracto en 2 ml de C2H5OH absoluto.
2) Numerar 3 tubos de ensayo y colocar 0.5 ml de la disolución anterior. Utilizar el
tercer tubo como testigo.
3) Reacción de Shidona: en el tubo 1, colocar 2 gotas de HCl concentrado.
a) Si se observa una coloración roja, indica la presencia de auronas o chalconas.
b) Si hay cambio, se adiciona un trozo de Mg metálico.
b.1. Coloración naranja-roja: flavonas.
b.2. Coloración roja: flavones.
b.3. Coloración magenta: flavononas.
4) Reacción NaOH 10 %: al tubo 2 se adicionan 3 gotas de NaOH al 10 %.
a) Si se forma una coloración amarilla-roja: xantonas y flavonas.
b) Si se forma coloración café-naranja: flavonoles.
c) Si se forma coloración púrpura-rojiza: chalconas.
d) Si se forma coloración azul: antocianinas.
II. Identificación de saponinas
1) Colocar en 2 tubos de ensayo 0.5 ml de extracto concentrado.
2) En el tubo 1 adicionar 2 gotas del reactivo de Rosenthaler y mezclar.
3) Adicionar 2 gotas de H2SO4 concentrado.
a) Si se forma una coloración violeta, prueba positiva para saponinas y
triterpenoides.
4) en el tubo 2, adicionar 1 ml de agua y agitar por 30 segundos.
a) Si la espuma formada permanece 2 minutos, se le considera prueba positiva
para saponinas.
III. Identificación de taninos
1) Tomar 1 ml del extracto, adicionar 2 ml de agua destilada y 3 gotas de NaCl al 2%.
2) 2.- Calentar a ebullición por un minuto, pasado el tiempo enfriar y filtrar la mezcla.
3) Numerar 4 tubos de ensayo y colocar 0.5 ml de la disolución anterior. Utilizar el
cuarto tubo como testigo.
4) Reacción de gelatina: en el tubo 1, adicionar 2 gotas de reactivo de gelatina.
a) La formación de un precipitado blanco, indica la presencia de taninos.
5) Reacción de cloruro férrico: en el tubo 2, adicionar 1 gota de FeCl3 1 %.
a) Si se forma una coloración azul-negro: presencia de derivados del ácido gálico.
b) Si se forma una coloración verde: presencia de derivados del catecol.
6) Adicionar el tubo 3 en una gota de K4Fe(CN)6 al 1 %.
a) Si se forma una coloración azul: presencia de compuestos fenólicos.
IV. Identificación de quinonas
1) Colocar 2 ml del extracto en una cápsula de porcelana y concentrar a sequedad.
2) Se divide el extracto en 3 tubos de ensayo.
3) Reacción de NH4OH: en el tubo 1, colocar 1 gota de NH4OH concentrado.
25
4)
5)
6)
7)
a) Si se forma una coloración roja en los primeros minutos: prueba positiva para
antraquinonas.
Reacción de H2SO4: en el tubo 2, colocar una gota de H2SO4 concentrado.
a) Si se forma una coloración roja: prueba positiva para antraquinonas.
Reacción de Borntraguer: en el tubo 3, colocar 3 ml de agua destilada, se filtra la
mezcla resultante.
Añadir al filtrado 3 ml de CHCl3 y pasarlo a una perilla de decantación.
Eliminar la fase acuosa y adicionar a la clorofórmica 2 ml de KOH al 5 %.
a) Si se forma una coloración roja: presencia de benzoquinonas.
b) Si se forma una coloración amarillo-verdosa, se le adiciona 1 gota de H2O2 al 6%.
b.1. Si se forma una coloración roja: derivados de antronas.
V. Identificación de cumarinas
1) Evaporar 5 ml del extracto.
2) Disolver en 1 ml de agua hirviendo.
3) Aplicar con microcapilar 2 manchas en el papel filtro.
4) Aplicar en una de las manchas una gota de KOH 0.5 M.
5) Observar fluorescencia (lámpara UV) a una longitud de onda de 366 nm.
VI. Identificación de alcaloides
1) Tomar 2 ml de extracto y adicionar 5 ml de HCl al 10 %.
2) Calentar a ebullición por 5 minutos, dejar enfriar y después filtrar la mezcla.
3) Adicionar a 2 tubos de ensayo 0.5 ml del filtrado.
4) Reacción de Dragendorff: al tubo 1 se adicionan 2 gotas del reactivo de Dragendorff.
a) Si aparece precipitado color marrón: prueba positiva para alcaloides.
5) Reacción de Mayer: al tubo 1 se le adicionan 2 gotas del reactivo de Mayer.
a) Si aparece precipitado color blanco: prueba positiva para alcaloides.
VII. Identificación de emoides
1. Evaporar 5 ml del extracto.
2. Disolver el residuo en 1 ml de NH4OH al 25 %.
a) Si aparece coloración bermeja: prueba positiva para emoides.
26
Actividades
Elabore un diagrama del procedimiento de la práctica.
27
Haga una investigación bibliográfica de los principales principios activos o metabolitos
presentes en la materia vegetal de su estudio.
28
Resultados
Llenar el siguiente cuadro colocando cruces de acuerdo con la cantidad de lo observado:
ABUNDANTE +++
NEGATIVO –
Sustancias
activas
Flavonoides
Saponinas
MODERADO ++
Prueba
ESCASO +
DUDOSO +-
Resultados. Observaciones
Reacción de
Shinoda
Reacción NaOH
10 %
Rosenthaler
Espuma
Gelatina
Taninos
FeCl3
K4Fe(CN)6
Borntraguer
Quinonas
NH4OH cc
H2SO4
Cumarinas
Fluorescencia
Wagner
Alcaloides
Emoides
Mayer
NH4OH 25 %
29
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
30
Práctica Nº 5
Cromatografía de capa fina (TLC)
Fundamento
La cromatografía en capa fina o TLC, por sus siglas en inglés (Thin-layer
chromatography) es un método para la separación y la determinación semicuantitativa
de componentes más o menos complicados en mezclas de casi cualquier tipo; tanto
compuestos orgánicos como inorgánicos, o una mezcla de ambos.
El proceso es similar a la cromatografía de papel, con la ventaja de que se
desarrolla más rápidamente, proporciona mejores separaciones y se puede elegir entre
diferentes adsorbentes.
a) Fase estacionaria: consiste en una capa delgada de un adsorbente (por ejemplo gel
de sílice, alúmina o celulosa) depositada sobre un soporte plano como una placa de
vidrio, una lámina de aluminio o de plástico.
b) Fase móvil: la fase debe de evaporarse antes de ser observada en la luz UV,
adicionalmente no se puede utilizar solventes que tengan absorbancia UV en la
detección de ciertos solutos. El orden de potencia de elusión en gel de sílice va de
un eluente menos polar a uno con mayor polaridad.
n-heptano > n-hexano > n-pentano > ciclohexano > tetracloruro de carbono >
tolueno > dicloromentano > diisopropil éter > butanol terciario > dietileter >
nitrometano > acetonitrilo > 1-butanol > 2-propanol > acetato de etilo > propanol
> acetona > etanol > dioxano > tetrahidrofurano > metanol > piridina > agua.
c) Parámetros de retención en TLC: cuando son visibles, se puede determinar para
cada una de las manchas el valor de Rf (factor de retención), o la distancia que cada
compuesto se desplaza en la placa. Cada compuesto tiene un Rf característico que
depende del disolvente empleado y del tipo de placa de TLC utilizada, pero es
independiente del recorrido del disolvente.
d) Mecanismo de retención: dependerá de las fuerzas de adsorción, partición e
intercambio iónico entre la polaridad de la fase móvil y la presente en la fase
estacionaria.
Es una técnica estándar en el laboratorio de química orgánica. Debido a su simplicidad
y velocidad, se utiliza a menudo para dar seguimiento a las reacciones químicas y
también para el análisis cualitativo de los productos de una reacción, puesto que
permite conocer de manera rápida y sencilla cuántos componentes hay en una mezcla.
31
Objetivo
1. Que el alumno conozca y comprenda el principio y aplicación de la TLC en la
identificación y separación de sustancias activas presentes en los organismos vivos.
Recursos
Material
• Cámara cromatográfica
para TLC.
• 5 placas de gel de sílice
(2 x 5 cm).
• 5 tiras de papel filtro
Whatman (5 x 7 cm).
• Microcapilares.
• Pipetas de 5 ml.
• Perilla.
• Regla de plástico.
• Lápiz de punta suave (HB).
• 1 hoja blanca.
• 1 pinzas de disección
simple.
Reactivos
• Hexano (C6H12).
• Alcohol etílico
(C2H5OH).
• Acetona (C3H6O).
• Agua destilada.
Equipos
• Lámpara UV.
Procedimiento
1. Trazar en una placa de gel de sílice, con ayuda de un lápiz HB, una línea horizontal
muy tenue a una altura de 0.5 cm a partir de la línea inferior.
2. En la misma placa, trazar horizontalmente otra línea muy tenue a una medida de
4.7 cm a partir del borde inferior.
3. En la primera línea trazada con ayuda del lápiz, marcar 3 puntos con una separación
de medio centímetro entre éstos.
4. Tome con un microcapilar una cantidad de muestra de cada extracto y colóquela en
cada punto de la placa de gel de sílice.
4.7 cm 0.5 cm 0.5cm 5. Deje secar la placa.
32
6. Tomar 5 ml de la fase móvil en cuestión a evaluar (C6H12, C2H5OH, C3H6O, CHCl3 o
agua destilada) y colocarlos en la cámara cromatográfica para TLC.
7. Colocar la tira de papel filtro (5 x 7 cm) dentro de la cámara, tapar, humedecer la tira
con el mismo medio y dejar reposar 5 minutos.
8. Introduzca la placa cargada en la cámara con el solvente correspondiente y tape la
cámara.
9. Evite que el recorrido del eluente sobrepase la línea superior marcada.
10. Tome el tiempo que tarda en correr cada uno de los eluentes y registre cuántas
bandas se pueden apreciar en cada una de las muestras.
11. Calcular el Rf de cada una de los extractos.
12. Dejar secar la placa y observar en la lámpara UV.
Diagrama de flujo
33
Actividades
a) Mencione otros campos de aplicación de la cromatografía en capa fina (TLC).
b) ¿Qué tipo de fuerza causa el movimiento de la fase móvil en la cromatografía en
capa fina?
c) ¿Por qué no se puede utilizar tinta para marcar la línea de aplicación de muestras
en una cromatoplaca?
d) ¿Qué eluente fue el que presentó mejor corrimiento, con base en lo observado
durante la experimentación?
e) ¿A qué se debe que para este tipo de técnicas se utilicen ciertos eluentes o mezclas
de eluentes?
34
Resultados
35
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
36
Práctica Nº 6
Cromatografía en columna para
la separación y purificación sustancias activas
Fundamento
La cromatografía en columna se utiliza como una manera para separar o fraccionar los
distintos metabolitos presentes en la mezcla proveniente de una materia prima vegetal
o animal; se utiliza una columna de vidrio vertical que es llenada con un soporte sólido
adsorbente o fase estacionaria de nuestra elección, sea gel de sílice (SiO2) o
alúmina (Al2O3).
La fase estacionaria debe quedar perfectamente empaquetada, de manera tal,
que evite la presencia de burbujas que impidan el corrimiento de la muestra. Una vez
empaquetada la columna se llena con un eluente, por lo general, la mezcla, solvente o
mezcla de solventes utilizados en la TLC.
El efecto de la gravedad hace pasar la muestra a través de la columna. Se
establece un equilibrio entre el soluto adsorbido en la fase estacionaria y el disolvente
eluente que fluye por la columna. Debido a que cada uno de los componentes de una
mezcla establecerá interacciones diferentes con la fase estacionaria y la móvil, serán
transportados a diferentes velocidades y se conseguirá su separación.
La polaridad del eluente afectará en las velocidades relativas con que los
diferentes componentes de la mezcla se mueven en la columna. Es decir, si se está
utilizando una mezcla muy polar o un solvente de gran polaridad (agua), ayudará a
desplazar a las moléculas o principios activos con características polares de una
manera más rápida a través de la columna. Esta propiedad no es del todo efectiva,
debido a que si la mayoría de los compuestos presentes en la mezcla es muy polar, la
elución será tan rápida que hará muy difícil la separación de los componentes de
la mezcla.
Por otro lado, si se utiliza un solvente con poca polaridad, la mezcla no avanzará
y por tanto no se podrán separar las fracciones presentes. Así pues, lo ideal antes de
iniciar una separación por columna, es hacer un corrimiento en TLC para conocer no
sólo de cuántas fracciones se compone dicha mezcla, también para saber qué mezcla
de eluente es la más adecuada para ayudar en la construcción de la columna.
Objetivo
1. Que el alumno conozca y aplique uno de los métodos utilizados en la purificación de
las sustancias activas presentes en los productos naturales, con ayuda de una
columna de gel de sílice.
37
Recursos
Material
Reactivos
• Gel de sílice en polvo,
inoxidable.
sin color.
• 2 pipetas Pasteur.
• Acetato de etilo.
• Algodón.
• Hidróxido de amonio.
• Soporte universal.
• Isopropanol.
• Extracto vegetal práctica • Metanol.
1.
• Mangueras de hule.
• Hisopos.
(2 x 5 cm).
• Microcapilares.
• Vaso de precipitado
de 50 ml.
• Cámara para
cromatografía (TLC).
• Vidrio de reloj.
• 6 tubos de ensayo.
Equipos
• Bomba de vacío.
• Lámpara UV.
Procedimiento
1. Tomar una pipeta Pasteur y colocar en la parte interior un pequeño trozo de
algodón.
2. Introducir en la pipeta Pasteur el polvo de gel de sílice poco a poco, presionado
cada tanto con ayuda del hisopo.
3. Llenar la pipeta Pasteur hasta dejar un espacio en el nivel superior de
aproximadamente 1 cm.
4. Adicionar metanol para solvatar la columna de gel de sílice hasta observar una
mezcla homogénea. (nota: si no está bien empaquetada la columna, se cortará y se
tendrá que volver a comenzar el montado).
5. Preparar una mezcla de solventes en las siguientes proporciones: acetato de etilo –
isopropanol - hidróxido de amonio (16:3:1), teniendo un volumen total de 50 ml.
Reservar en un frasco cerrado o tapar el vaso de precipitados con un vidrio de reloj.
6. En la parte superior de la columna colocar un volumen del extracto vegetal, seguido
de un volumen de la mezcla de solventes anteriormente mencionada.
7. Con ayuda de la bomba de vacío, empujar la mezcla cuidando de evitar que se
seque la misma o se fracture el sistema.
8. Recolectar cada una de las fracciones, numerándolas y colocándolas en tubos de
ensayo.
38
9. Una vez terminada la recolección de las fracciones, hacer una placa TLC colocando
1 gota del extracto crudo y 1 gota de cada una de las fracciones obtenidas,
recordando mantener una separación de 0.5 cm entre cada una de las muestras.
10. Tomar el mismo eluente utilizado para el corrimiento de la columna y realizar el
procedimiento tal y cual se realizó en la práctica Nº 4 para el corrimiento en TLC.
11. Calcular el Rf de cada uno de los extractos.
12. Dejar secar la placa y observar en la lámpara UV.
Diagrama de flujo
39
Actividades
a. Explicar de manera breve y concisa cuáles son las aplicaciones de las columnas de
gel de sílice en la actualidad.
b. ¿Qué tipo de sustancias activas podemos encontrar en mayor cantidad en las hojas
verdes?
c. ¿Mediante que otro método podemos purificar las sustancias activas presentes en
los productos naturales (no sólo plantas, en general)?
d. ¿Cuántas fracciones se pudieron purificar del extracto vegetal y cuál de ellas se
encontró en mayor cantidad?
e. Con base en la experiencia adquirida hasta el momento, ¿de qué sustancias activas
se trata?
40
Resultados
41
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
42
Práctica Nº 7
Perfil fitoquímico de plantas con fines medicinales (parte I)
Fundamento
La medicina alternativa se define como «un amplio dominio de recursos curativos que
engloba a todos los sistemas de salud, modalidades prácticas y sus teorías
acompañantes y creencia, diferentes de aquellas intrínsecas al sistema de salud
políticamente dominante de una sociedad o cultura particular en un periodo histórico
dado». Incluye tanto las prácticas e ideas autodefinidas por sus usuarios como los
tratamientos preventivos o curativos, de promoción de salud y bienestar.
La medicina tradicional es uno de los pilares fundamentales de lo que hoy
conocemos como ‘farmacología de los productos naturales’. Durante los inicios de la
selección de los productos naturales, se tiene registro de algunas plantas y venenos a
los cuales les han atribuido no sólo efectos adversos, sino benéficos.
El proceso inicial fue el conocido como «ensayo-error», mediante al cual, gracias
a la observación, nuestros ancestros se dieron cuenta que algunas plantas, frutas y
animales, generaban cierto efecto al ser ingeridos por otros animales y, sobre todo, por
el ser humano.
México se caracteriza por ser una nación rica en el uso de medicina alternativa,
desde las zonas norte del país hasta las entrañas de la zona suroeste, donde la
medicina alternativa o tradicional tiene el mismo valor que el ir a una consulta médica.
No obstante, mucha de esa medicina alternativa no es del todo efectiva. Esto es
debido a que el principio activo que aparentemente tiene actividad benéfica biológica
presente en nuestra materia prima, va a de la mano de diversas sustancias que no
tienen actividad biológica (en el mejor de los casos), o cuya actividad es nociva para
la salud.
Éste es el motivo principal por el cual se debe hacer un perfil fitoquímico del
producto natural de nuestro interés, antes de sugerir su uso.
Objetivos
1. Que el alumno aplique los conocimientos adquiridos durante este curso, en el
procesamiento de una especie vegetal de interés medicinal.
2. Que el alumno conozca el principio y métodos para el uso del liofilizador.
43
Recursos
Material
• Parte de la planta problema.
seguridad.
• Papel periódico o estraza.
• Frasco de vidrio color ámbar
con tapa y boca ancha.
• Charolas para pesar, de
medidas 15 x 10 cm.
• Espátula de acero inoxidable.
• Etiquetas autoadheribles,
plumón.
• Embudo de vástago corto.
• Frasco de vidrio color ámbar
de 250 ml de capacidad.
Reactivos
• Solvente de
extracción elegido
(etanol, metanol,
propanol).
Equipos
• Liofilizador.
• Refrigerador.
Procedimiento
1.
2.
3.
4.
Seleccionar la parte de la planta utilizada para fines medicinales.
Hacer la investigación bibliográfica completa de la planta.
Pesar la parte del vegetal fresco en estudio.
Introducirlo en la cámara de secado del liofilizador; dicha cámara debe contar con un
sensor de temperatura.
5. El tiempo de permanencia para el secado es de 15 minutos.
6. Abrir la cámara de secado y después de retirar el vegetal seco, proceda a pesarlo.
7. Por diferencia de peso, encontramos el porcentaje de agua que se sublimó.
44
Actividades
Transcriba lo más importante de la Investigación bibliográfica del vegetal que eligió para
el desarrollo de la práctica.
45
Investigue qué es liofilización, en qué consiste, ventajas y desventajas de este
procedimiento.
46
Resultados
Llenar el siguiente cuadro colocando cruces de acuerdo con la cantidad de lo observado:
ABUNDANTE +++
NEGATIVO –
Sustancias
activas
Flavonoides
Saponinas
MODERADO ++
Prueba
ESCASO +
DUDOSO +-
Resultados. Observaciones
Reacción de
Shinoda
Reacción NaOH
10 %
Rosenthaler
Espuma
Gelatina
Taninos
FeCl3
K4Fe(CN)6
Borntraguer
Quinonas
NH4OH cc
H2SO4
Cumarinas
Fluorescencia
Wagner
Alcaloides
Emoides
Mayer
NH4OH 25 %
47
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
48
Práctica Nº 8
Perfil fitoquímico de plantas con fines medicinales (parte II)
Objetivos
1. Que el alumno identifique de una manera cualitativa la presencia de sustancias
activas presentes en la planta problema, de acuerdo con lo mencionado en la
bibliografía.
Recursos
Material
seguridad.
ámbar de 250 ml de
capacidad.
• Matraz de una boca.
• Embudo de vidrio.
• Cápsula de porcelana.
• Mechero de Bunsen.
• Perilla.
• 15 tubos de ensayo
(12 mm x 75 mm).
• Perilla de decantación.
• Pinzas de sujeción para
tubos de ensayo.
• Extracto vegetal.
Reactivos
• Ácido clorhídrico concentrado
(HCl).
(H2SO4).
• Agua destilada.
(C2H5OH).
• Cloruro férrico al 1 % (FeCl3).
• Cloruro de sodio al 2 % (NaCl).
• Ferrocianuro de potasio al 1 %
(K4Fe(CN)6).
• Hidróxido de amonio al 25 %
(NH4OH).
(KOH).
(KOH).
(NaOH).
(H2O2).
Equipos
• Refrigerador.
• Rotavapor.
49
Procedimiento
1. Efectuar el perfil fitoquímico de la planta para encontrar sus
principios activos, de acuerdo con los métodos propuestos.
Actividades
Desarrolle su diagrama de flujo.
50
Resultados
51
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno:
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
52
Práctica Nº 9
Perfil fitoquímico de plantas con fines medicinales (parte III)
Objetivo
1. Que el alumno, con base en la investigación bibliográfica, proponga un método para
la purificación de principios activos presente en su planta problema.
Recursos
Material
• Cámara cromatográfica
para TLC.
(2 x 5 cm).
• 5 tiras de papel filtro
Whatman (5 x 7 cm).
• Microcapilares.
• Pipetas de 5 ml.
• Perilla.
• Regla de plástico.
• Lápiz de punta suave (HB).
• 1 hoja blanca.
• Pinzas de disección simple.
Reactivos
• Hexano (C6H12).
• Alcohol etílico
(C2H5OH).
• Acetona (C3H6O).
• Agua destilada.
Equipos
• Lámpara UV.
Procedimiento
1.
2.
3.
4.
Hacer corrimiento por TLC con base en lo expuesto en prácticas anteriores.
Proponer sistemas de solventes para TLC correspondiente a la fase móvil.
Discutir los resultados obtenidos.
Elaborar conclusiones.
53
Actividades
Investigar sistemas de revelado para TLC para alcaloides, quinonas y flavonoides.
54
Resultados
55
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
56
Práctica Nº 10
Preparación de pomada artesanal de árnica
Fundamento
Una vez que el estudiante de la carrera de Químico Farmacobiólogo domina aspectos
relacionados con procesos de recolección, secado, extracción y purificación de
metabolitos activos de plantas medicinales, puede preparar productos fitoterapéuticos,
en diversas formas farmacéuticas; aplicando los conocimientos adquiridos en
Tecnología Farmacéutica.
Los medicamentos fitoterapéuticos son aquellos cuyos ingredientes activos están
constituidos por productos de origen vegetal, convenientemente preparados, y con la
forma farmacéutica más adecuada para su administración al paciente.
La fitoterapia, etimológicamente «terapéutica con plantas», se define como «la
ciencia que estudia la utilización de los productos de origen vegetal con finalidad
terapéutica, ya sea para prevenir, para atenuar o para curar un estado patológico».
Si bien los productos fitoterapéuticos suelen tener márgenes terapéuticos más
amplios y suelen dar menos efectos secundarios que los fármacos sintéticos, no
olvidemos que ‘natural’ no es sinónimo de ‘inocuo’.
Las flores de árnica son conocidas en medicina tradicional por su efecto
antiinflamatorio, analgésico, antiagregante plaquetario, antihistamínico y antibacteriano.
Se recomienda exclusivamente para uso tópico, en secuelas de traumatismos
(hematomas, torceduras, contusiones y edemas por fractura).
Con esta práctica, concluimos el desarrollo del manual; no sin antes reiterar que
la medicina alternativa no es mala, nos referimos a cualquier terapia diferente de la
terapia alópata. Lo malo siempre será el desconocimiento del contenido de los
productos naturales y la acción de éstos en nuestro organismo.
Objetivos
1. Que el alumno elabore una forma farmacéutica a partir de las de las flores de árnica.
2. Que el alumno aplique los conocimientos adquiridos en este curso para realizar un
perfil fitoquímico del extracto de árnica.
57
Recursos
Material
• Vaselina.
• Embudo.
• Frasco ámbar de vidrio
con tapa.
inoxidable.
• 250 g de flores de árnica.
Reactivos
• Alcohol etílico (96°)
(C2H5OH).
• Ácido clorhídrico
concentrado (HCl).
(H2SO4).
• Agua destilada.
(C2H5OH).
• Cloruro férrico al 1 % (FeCl3).
• Cloruro de sodio al 2 %
(NaCl).
• Ferrocianuro de potasio
al 1 % (K4Fe(CN)6).
• Hidróxido de amonio al 25 %
(NH4OH).
(KOH).
(KOH).
(NaOH).
(H2O2).
Equipos
• Lámpara UV.
• Refrigerador.
Procedimiento
1. En casa, obtener el extracto de árnica a partir de las flores, pesando 250 g de
materia prima y 500 ml de alcohol de 96° (tapa roja). Deben estar en contacto una
semana. Agitar diariamente 100 veces.
2. Investigar los principios activos del árnica y sugerir las pruebas a efectuar en el perfil
fitoquímico.
3. En el laboratorio, hacer el filtrado y las pruebas fitoquímicas.
4. Preparar la pomada de manera manual, tal como se hizo en las prácticas de
Tecnología Farmacéutica I.
58
Diagrama de flujo
59
Actividades
1. Transcribir la información bibliográfica del árnica.
60
Resultados
61
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
62
Práctica Nº 11
Preparación de tintura homeopática
de Matricaria chamomilla y de Allium cepa (parte I)
Fundamento
La homeopatía es un método terapéutico que consiste en dar al enfermo dosis bajas de
la misma sustancia que, administrada en dosis grandes y a sujetos sanos, provoca en
ellos síntomas semejantes o parecidos a los del enfermo.
La homeopatía define la potencia de sus remedios de acuerdo al número de
diluciones: cuanto más diluidos estén, más potentes las considera. El proceso de
dilución se llama ‘potenciación’. La ‘potencia’ es un número entero, de modo que cuanto
más alto sea el número, la dilución es mayor. Por ejemplo, 30X está más diluido (por lo
tanto, de acuerdo con la homeopatía, es más potente) que 10X. Esto contrasta con los
postulados básicos de la medicina convencional y la bioquímica, que establecen que
cuanto más ingrediente activo esté presente en un medicamento, más fuertes serán los
efectos fisiológicos (positivos y negativos).
Las tinturas madre se preparan a partir de una especie. Estas tinturas madre son
tinturas semejantes a las alopáticas, pero preparadas según la técnica homeopática. Se
preparan de maneras diversas: por trituración, maceración, percolación y extracción de
títulos alcohólicos comprendidos normalmente entre 45 y 60º.
Una de las plantas más utilizadas en homeopatía es la manzanilla, por sus
propiedades terapéuticas. La manzanilla se ha utilizado en la medicina desde hace
siglos. Es un remedio especialmente indicado para niños con problemas de dentición.
Para elaborar la tintura se utiliza toda la planta fresca.
Cuidados especiales al hacer preparaciones homeopáticas
1. Colectar la planta fuera de la luna nueva. No colectar en días de lluvia. Horario ideal:
7:00 a 10:00 hrs.
2. Luego de filtrar la tintura, guardar en frascos oscuros y bien tapados,
preferiblemente con tapa de rosca, o bien envolver el frasco en papel aluminio o
papel muy oscuro. No olvide rotular (identificar).
3. Guardar los frascos con la tintura (preparación básica) o con las demás
preparaciones homeopáticas en lugar fresco, siempre en oscuro.
63
Objetivo
1. Que el alumno elabore una tintura madre homeopática de Matricaria chamomilla
(manzanilla) y de Allium cepa (cebolla morada).
Recursos
Material
• Embudo.
• Frasco ámbar de vidrio con
tapa.
• 120 g de manzanilla fresca.
• 1 cebolla morada mediana.
Reactivos
(C2H5OH).
• Agua destilada.
Equipos
• Densímetro.
Procedimiento
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Inicie con un lavado de toda la planta y el bulbo de cebolla con agua de la llave.
Preparar 1 l de alcohol al 60 % (ajustar con el densímetro).
En un frasco oscuro y limpio, coloque 40 % de la planta y 60% de solución.
Agitar diariamente 100 veces, por un periodo de 15 días.
En un frasco oscuro y limpio, coloque 30 % de la cebolla y 70 % de alcohol
Agitar diariamente 100 veces por un período de 30 días.
Diagrama de flujo del procesamiento Matricaria chamomilla
64
Diagrama de flujo del procesamiento Allium cepa
Actividades
a) Explique los cuatro pilares de la homeopatía.
b) Mencione tres usos de la tintura de Allium cepa.
65
c) Mencione tres usos de la tintura de Matricaria chamomilla.
d) Fundamente bibliográficamente las consideraciones especiales al momento de la
colecta.
66
Resultados
Observaciones
Conclusiones
67
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
68
Práctica Nº 12
Preparación de tintura homeopática de
Matricaria chamomilla y de Allium cepa (parte II)
Objetivos
1. Que el alumno, a partir de una tintura madre, comprenda y aplique el principio de
dinamización para la primera, segunda, tercera y cuarta centesimal.
2. Que el alumno dosifique las dinamizaciones en las formas de administración
farmacéutica homeopática.
Recursos
Material
• 6 frascos de vidrio color
ámbar de 30 ml.
• 2 frascos de vidrio color
ámbar de 100 ml.
• Goteros de plástico con
tapa.
• Bulbos homeopáticos
del Nº 10.
• Frasco opaco de
plástico de 10 ml.
Reactivos
(C2H5OH).
• Agua destilada.
• Tinturas madre preparadas.
Equipos
Balanza analítica.
Procedimiento
1. Filtrar la tintura madre, descartando las hojas o raíces para conservar sólo el líquido.
2. Rotular el frasco de tintura madre: nombre vulgar de la planta, nombre científico,
parte de la planta utilizada, lugar donde se colectó, quién proporcionó la planta,
fecha de recolección y preparación, y nombre de la persona que preparó la tintura.
3. hacer la dilución del extracto tomando un frasco con capacidad de 100 ml, colocar
99 ml de alcohol al 70 % y 1 ml de la tintura madre.
4. Agite el frasco al mismo ritmo 100 veces (100 agitaciones). Ésta es la primera
centesimal (1CH).
5. Para la dinamización (2CH), tomar un nuevo frasco y colocar 99 ml de alcohol al
70 % y 1 ml de la 1CH; hacer la agitación (agitar 100 veces).
6. De la 2CH se hace la 3CH; de la 3CH se hace la 4CH.
69
7. Etiquetar (rotular) el frasco con el nombre de su preparación básica (tintura), la
fecha y la centesimal correspondiente.
8. Llenar el frasco opaco de plástico con los bulbos homeopáticos del Nº 10.
9. Impregnarlos con 1 ml de la cuarta o tercera centesimal.
11. Para los frascos goteros, medir 10 ml de la tercera centesimal.
Diagrama de flujo
70
Actividades
a) Investigue las diferentes formas farmacéuticas de los medicamentos homeopáticos.
b) ¿Cuál es la vía de administración más usada y por qué?
71
Resultados
72
Observaciones
Conclusiones
Título
1.-
Autor
Página
Editorial
2.3.-
Nombre del alumno
Fecha
Grado/grupo/turno
Calificación
73
Bibliografía
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microphylla with respect to seasons». Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine,
2(3), s1392–s1395.
Bonamin, LV; Kawakami, AP; Sato, C. & Cardoso, TN (2011). «Inflammatory process
modulation by homeopathic Arnica montana 6CH: The role of individual variation».
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Carvajal-Rojas, L.; Hata-Uribe, Y.; Sierra-Martínez, N. & Rueda-Niño, D. (2009).
«Análisis fitoquímico preliminar de hojas, tallos y semillas de cupatá (Strychnos
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Chabner, BA & Horwitz, SB (1990). «Plant alkaloids». Cancer Chemotherapy and
Biological Response Modifiers, 11, 74–81.
Craciunescu, O.; Constantin, D.; Gaspar, A.; Toma, L.; Utoiu, E. & Moldovan, L. (2012).
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Zollman, C. & Vickers, A (1999). «What is a complementary medicine». BMJ, 319,
693-696.
75
Anexo I
Reactivos específicos para perfil fitoquímico básico
Solución de FeCl3 al 1 %
•
•
•
Pesar 1.25 g de FeCl3.
Disolver en 25 ml de agua.
Aforar a 50 ml con CH3OH.
Reactivo de Mayer
•
•
•
•
Disolver 0.68 g de HgCl en 30 ml de agua (solución A).
Disolver 2.5 g de KI en 5 ml de agua (solución B).
Trasvasar las soluciones A y B en un matraz aforado de 50 ml y aforar con agua.
Transferir 25 ml a un gotero.
Reactivo de Dragendorff
•
•
•
•
Disolver 4 g Bi(NO3)25H2O en 10 ml de HNO3 al 30 % (solución A).
Disolver 13.6 g de KI en 25 ml de agua (solución B).
Mezclar solución A y B y dejar en reposo 24 horas.
Decantar la solución y aforar con agua a 50 ml.
Reactivo de Rosenthaler
•
•
Pesar 0.5 g de vainillina.
Aforar a 50 ml en un matraz con etanol absoluto.
Solución de gelatina
•
•
Pesar 0.5 g de grenetina.
Aforar a 50 ml con agua.
77
Anexo II
Reactivos para perfil fitoquímico específico
Cardiotónicos
Tomar una alícuota de 10 ml del extracto etanólico en tubo de centrífuga de 15 ml. Se
añaden 2 ml de suspensión acuosa, que contenga aproximadamente 0.75 g de
hidróxido de plomo recientemente precipitado. La mezcla se agita, luego se centrifuga
20 minutos a 2500 rpm. El sobrenadante claro se decanta a un vaso de precipitados de
20 ml, se evapora a sequedad sobre baño de agua. El residuo se suspende en 0.2 a
0.3 ml de etanol al 80 %. Se coloca una gota de esta solución sobre una placa de gel de
sílice y se corre la cromatografía con cloruro de metileno-metanol-formamida (80:19:1)
v/v o cloruro de metileno-metanol-agua (87:12:1). El agente cromogénico es una
combinación reciente de un volumen igual de una solución al 2 % de 3,5 dinitrobenzoico
en metanol y una solución de hidróxido de potasio 0.5 N en agua. La placa se observa
con luz ultravioleta. También se puede utilizar como revelador una solución de tricloruro
de antimonio en cloroformo.
Triterpenos
Después de evaporar el solvente de extracción, disolver una porción del residuo con un
reactivo preparado con anhídrido acético-ácido sulfúrico-cloroformo (10:1:25) v/v
durante 1-2 minutos. La aparición de colores rojos, rosa, púrpura, o azul se considera
prueba positiva.
Aceites esenciales
Triturar alrededor de 5 g de la planta fresca y se huelen los aceites liberados. También
se puede determinar al hacer hervir 2 o 3 hojas de la planta en agua, debe observar si
hay incremento de aroma y la formación de gotas aceitosas en el agua.
79
Anexo III
Recomendaciones
Dentro de los laboratorios del Centro Universitario Uteg, durante el desarrollo de
prácticas generamos residuos peligrosos biológicos infecciosos, los cuales deben
identificarse y separarse de acuerdo con sus características físicas y biológicas
infecciosas, conforme al siguiente cuadro.
Tipo de
residuos
Estado
físico
Envasado
Color
Sangre
Líquidos
Recipientes herméticos
Rojo
Cultivos de
cepas de
agentes
infecciosos
Sólidos
Bolsa de polietileno
Rojo
Sólidos
Amarillo
Líquidos
Amarillo
Sólidos
Líquidos
Rojo
Rojo
Recipientes rígidos
herméticos
Rojo
Patológicos
Residuos no
anatómicos
Objetos
Sólidos
punzocortantes
Los residuos de medicamentos son considerados residuos no anatómicos. Dentro de
los residuos patológicos consideramos heces, orina, tejidos, guantes, torundas de
algodón, papel y material desechable que hayan estado en contacto con cualquier
muestra potencialmente infecciosa.
El envasado de los residuos generados peligrosos biológicos infecciosos no deberá
mezclarse con ningún otro tipo de residuos municipales o peligrosos.
Se recomienda a todo el personal docente, técnico y estudiantil a fomentar el
manejo correcto y efectivo de este tipo de residuos, cumpliendo con lo estipulado por
las normas respectivas.
El procedimiento de envasado debe cumplir con lo siguiente: •
•
Las bolsas deberán ser de polietileno de color rojo traslúcido, de calibre mínimo 200
y de color amarillo traslúcido de calibre mínimo 300, impermeables y con un
contenido de metales pesados de no más de una parte por millón y libres de cloro.
Además deberán estar marcadas con el símbolo universal de riesgo biológico y la
leyenda «residuos peligrosos biológico infecciosos», y deberán cumplir los valores
mínimos de los parámetros indicados en la Norma Oficial vigente correspondiente.
Los recipientes de los residuos peligrosos punzocortantes deberán ser rígidos, de
polipropileno color rojo, con un contenido de metales pesados de no más de una
81
Prod
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os Naturale
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El generador del residu
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e acuerdo con
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Manual de Prácticas de Laboratorio de Productos Farmacéuticos Naturales

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