Fødevareindustrien

Transcription

Fødevareindustrien

BRUGERHÅNDBOG 2009
Vejledning om diagnostiske undersøgelser
Brugerhåndbog 2009
20. udgave, 1. oplag, august 2009
Copyright: DTU Veterinærinstituttet, Danmarks Tekniske Universitet
Oplag: 2500 eksemplarer
Tryk: Schultz
ISSN 1901-7324
Brugerhåndbogen findes i elektronisk form på adressen:
www.vet.dtu.dk
DTU Veterinærinstituttet
Danmarks Tekniske Universitet
Bülowsvej 27, DK-1790 København V
Tlf. +45 35 88 60 00, fax +45 35 88 60 01
Publikationen kan rekvireres hos:
Tlf. +45 35 88 61 05, fax +45 35 88 63 40
E-post: abru@vet.dtu.dk
Eftertryk og brug af citater er tilladt med kildeangivelse
Revideret af:
Veterinærkonsulent Sven Erik Jorsal
Sektionsleder Anette Bøtner
Dyrlæge Helle Frank Skall
Dyrlæge Anne Sofie Hammer
Dyrlæge Susanne Kabell
Seniorforsker Dorte Lau Baggesen
Afdeling for Veterinær Diagnostik og Forskning
Afdeling for Virologi
Afdeling for Fjerkræ, Fisk, Pelsdyr og Vildt
DTU Fødevareinstituttet
Afdeling for Mikrobiologi og Risikovurdering
1
Forord
Brugerhåndbogen 2009
DTU Veterinærinstituttet udgiver hvert år Brugerhåndbogen med vejledning om diagnostik og overvågning af sygdomme og zoonoser hos husdyr. Formålet med brugerhåndbogen er at give praktiserende dyrlæger indsigt i de diagnostiske metoder, som
DTU Veterinærinstituttets laboratorier bruger.
I Brugerhåndbogen finder du beskrivelser af sygdomskomplekser og diagnostiske
undersøgelser opdelt efter henholdsvis svin, kvæg, får, ged, fjerkræ, pelsdyr og
akvakulturdyr.
Brugerhåndbogen kan tages med og bruges som opslagsværk i det praktiske arbejde i besætningerne, men findes også i elektronisk form på DTU Veterinærinstituttets hjemmeside. Her er det også muligt at hente og udfylde indsendelsesblanketter.
Følg dyrlægens indgang på www.vet.dtu.dk for at finde brugerhåndbogen og indsendelsesblanketter.
Hvis der er ting, der mangler eller DTU Veterinærinstituttet kan gøre bedre, vil vi
gerne have det at vide. Eventuelle kommentarer kan meddeles til vores veterinærkonsulent og andre kontaktpersoner. Forrest i brugerhåndbogen findes en oversigt
over kontaktpersoner i henholdsvis DTU Veterinærinstituttet, DTU Fødevareinstituttet, og i Fødevarestyrelsen.
Med venlig hilsen
Kristian Møller
Institutdirektør
2
Vi har fået nye telefonnumre
DTU Veterinærinstituttet har fået nye telefonnumre den 1. april 2009.
Hovednummer:
35 88 60 00
Særlige numre for diagnostiske undersøgelser
København
Blodprøver:
Andre indsendelser:
35 88 62 50*
35 88 61 80*
Lindholm
Bluetongue:
Mund- og klovesyge / SVD:
Rabies:
Serologi:
Svinepest / BVD:
35 88 78 54
40 60 13 38
35 88 78 56
35 88 78 37
35 88 78 62
Århus
Fisk:
Fjerkræ:
Pelsdyr og Vildt:
Sekretariat:
35 88 68 32*
35 88 68 49*
35 88 68 19*
35 88 68 67* og 35 88 68 69*
* Disse telefoner er bemandet i åbningstiden, og der kan
omstilles til relevante rådgivere.
De nye telefonnumre kan ses på www.vet.dtu.dk.
3
Indholdsfortegnelse
Forord ......................................................................................................................... 1
Indholdsfortegnelse .................................................................................................... 3
Anvendelse af laboratoriediagnostik ..................................................................... 13
Indsendelse af diagnostisk materiale .................................................................... 13
Generelt om materiale til diagnostisk undersøgelse ............................................. 15
Vurdering af diagnostiske tests................................................................................. 19
Praktisk anvendelse af diagnostiske test .............................................................. 21
Anvendelse af stikprøver til diagnostik og sundhedskontrol.................................. 23
Besvarelse og betaling af laboratorieundersøgelser................................................. 25
Vejledninger i valg af antibiotika............................................................................ 26
Aktuelle resistensforhold hos dyrepatogene bakterier .......................................... 26
Registrering af antibiotikaforbrug (Vetstat)............................................................ 26
Anthelmintikaresistens .......................................................................................... 32
Anvendelse af nogle genteknologiske metoder i laboratoriediagnostikken ........... 34
Laboratoriediagnostik ved nogle sygdomskomplekser og zoonoser hos svin........... 36
Luftvejsinfektioner hos svin ................................................................................... 36
Mave-tarmlidelser hos svin ................................................................................... 42
Salmonellainfektioner hos svin.............................................................................. 48
Generaliserede infektioner hos svin ...................................................................... 49
Ledbetændelse hos svin ....................................................................................... 52
Sodeksem (Impetigo contagiosa suis) .................................................................. 53
Parasitter hos svin ................................................................................................ 53
Reproduktionsforstyrrelser hos svin...................................................................... 57
Porcin Reproduktions- og Respirationssygdom (PRRS) ....................................... 59
Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS) ..................................... 61
Centralnervøse lidelser hos svin ........................................................................... 62
Laboratoriediagnostik ved sygdomskomplekser og zoonoser hos drøvtyggere....... 63
Luftvejsinfektioner hos kalve ................................................................................. 63
Enteritis hos kalve og voksent kvæg..................................................................... 65
Paratuberkulose.................................................................................................... 68
Bovin virusdiarré (BVD)......................................................................................... 69
Botulisme hos kvæg.............................................................................................. 70
Q-feber ( Query fever, Coxiellose, Abattoir Fever )............................................... 71
Parasitter hos kvæg .............................................................................................. 72
Abort hos kvæg..................................................................................................... 78
Mastitis hos kvæg ................................................................................................. 79
Centralnervøse lidelser hos drøvtyggere .............................................................. 80
De danske TSE-undersøgelsesprogrammer......................................................... 80
Scrapieresistens hos får........................................................................................ 82
Sygdomme hos får og ged .................................................................................... 83
Parasitter hos får og ged....................................................................................... 83
Abort hos får og ged ............................................................................................. 86
Centralnervøse forstyrrelser hos får og ged.......................................................... 87
Ondartet klovesyge ............................................................................................... 87
Salmonella ............................................................................................................ 88
Laboratoriediagnostik ved nogle sygdomskomplekser og zoonoser hos fjerkræ...... 89
Luftvejslidelser hos fjerkræ ................................................................................... 89
4
Salmonellainfektioner hos fjerkræ......................................................................... 91
Coccidiose hos fjerkræ.......................................................................................... 92
Laboratoriediagnostik ved nogle sygdomskomplekser og zoonoser hos pelsdyr ..... 94
Diarré hos mink..................................................................................................... 94
Nervøse symptomer hos pelsdyr .......................................................................... 95
Rævens dværgbændelorm, Echinococcus multilocularis...................................... 95
Hjerteorm og lungeorm hos hund.......................................................................... 96
Laboratoriediagnostik ved nogle sygdomskomplekser hos akvakulturdyr ............... 98
Epizootisk ulcerativt syndrom (EUS) ..................................................................... 98
Karpens forårsviræmi (SVC))................................................................................ 98
Koi herpesvirus sygdom (KHV) ............................................................................. 99
Anmeldelse af husdyrsygdomme............................................................................ 101
Oversigt over smitsomme husdyrsygdomme, Liste 1 ............................................. 104
Sygdomme hos akvakulturdyr ................................................................................ 117
Undersøgelser med henblik på specifikke sygdomme/infektioner .......................... 121
Stikordsregister....................................................................................................... 161
5
Fælles kaldenummer for alle lokaliteter tlf. 35 88 60 00, fax 35 88 60 01
Telefontid 8.30 - 16.00, lørdag lukket.
Bedste træffetid for forespørgsler kl. 13.00 - 15.00
www.vet.dtu.dk
Kristian Møller
Institutdirektør
Tlf. 35 88 61 89
krmol@vet.dtu.dk
DTU Veterinærinstittuttet, Danmarks Teniske Universitet
Bülowsvej 27, 1790 København V
Særlige numre for diagnostiske undersøgelser:
Blodprøver:
tlf. 35 88 62 50
fax 35 88 62 30
Andre indsendelser:
tlf. 35 88 61 80
fax 35 88 61 81
Disse telefoner er bemandet i åbningstiden, og der kan omstilles til relevante rådgivere.
Vibeke Sørensen
Forskningschef
København
Tlf. 35 88 62 89
Mobil 40 99 84 24
viso@vet.dtu.dk
Joan Klausen
Sektionsleder
Tlf. 35 88 62 46
jokl@vet.dtu.dk
Sven Erik Jorsal
Veterinærkonsulent
Tlf. 35 88 61 87
selj@vet.dtu.dk.
6
Bakteriologi og Patologi
Gitte Larsen
Dyrlæge
Tlf. 35 88 61 78
gitl@vet.dtu.dk
Svend Haugegaard
Dyrlæge
Tlf. 35 88 61 78
svha@vet.dtu.dk
Steen B. Giese
Dyrlæge
Tlf. 35 88 61 94
stgi@vet.dtu.dk
Øystein Angen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 62 01
oang@vet.dtu.dk
Branko Kokotovic
Seniorforsker
Tlf. 35 88 63 63
bkok@vet.dtu.dk
Tim Kåre Jensen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 61 47
tije@vet.dtu.dk
Vivi Bille-Hansen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 61 96
vibi@vet.dtu.dk
Parasitologi
Heidi L. Enemark
Seniorforsker
Tlf. 35 88 62 13
enhi@vet.dtu.dk
Virologi
Charlotte K. Hjulsager
Forsker
Tlf. 35 88 66 26
ckhj@vet.dtu.dk
Lars Erik Larsen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 62 74
Mobil 40 99 84 34
lael@vet.dtu.dk
7
Serodiagnostik og sundhedskontrol
Anna-Bodil Christoffersen
Dyrlæge
Tlf. 35 88 62 26
Mobil 40 99 84 26
anchr@vet.dtu.dk
Elisabeth Holm
Dyrlæge
Tlf. 35 88 62 66
ehol@vet.dtu.dk
Klara Tølbøll Lauritsen
Dyrlæge
Tlf. 35 88 63 72
ktla@vet.dtu.dk
Lars Ole Andresen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 62 82
laoa@vet.dtu.dk
Niels C. Feld
Biolog
Tlf. 35 88 63 20
ncfe@vet.dtu.dk
8
DTU Veterinærinstituttet, Danmarks Tekniske Universitet
Lindholm, 4771 Kalvehave
Bluetongue:
35 88 78 54
Mund- og klovesyge / SVD:
40 60 13 38
Rabies:
35 88 78 56
Serologi:
35 88 78 37
Svinepest / BVD:
35 88 78 62
Thomas Krogh Nielsen
Forskningschef
Lindholm
Tlf. 35 88 78 28
Mobil 22 20 06 50
tkni@vet.dtu.dk
Eksotiske virussygdomme
Anette Bøtner
Sektionsleder
Tlf. 35 88 78 58
aneb@vet.dtu.dk
Åse Uttenthal
Seniorforsker
Tlf. 35 88 79 93
asut@vet.dtu.dk
Bertel Strandbygaard
Dyrlæge
Tlf. 35 88 78 27
bstr@vet.dtu.dk
Thomas Bruun Rasmussen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 78 50
tbrur@vet.dtu.dk
Jens Nielsen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 78 36
jeni@vet.dtu.dk
Lasse Dam Rasmussen
Post Doc
Tlf. 35 88 78 84
ldra@vet.dtu.dk
Kirsten Tjørnehøj
Biosafety officer
Tlf. 35 88 78 57
kitj@vet.dtu.dk
9
Afdeling for Fjerkræ, Fisk, Pelsdyr og Vildt
DTU Veterinærinstituttet, Danmarks Tekniske Universitet
Hangøvej 2, 8200 Århus N
Fisk:
tlf. 35 88 68 32
Fjerkræ:
tlf. 35 88 68 49
fax 35 88 68 48
Pelsdyr og Vildt:
tlf. 35 88 68 19
Sekretariatet::
tlf. 35 88 68 67
Hovednummer:
fax 35 88 69 01
Disse telefoner er bemandet i åbningstiden, og der kan omstilles til relevante rådgivere.
Flemming Bager
Forskningschef
Afdeling for Fjerkræ, Fisk og Pelsdyr
Århus
Tlf. 35 88 68 76
Mobil 21 36 27 42
fbag@vet.dtu.dk
Fjerkræ og fugle
Anne Marie LassenNielsen
Dyrlæge
Tlf. 35 88 68 37
amln@vet.dtu.dk
Steen Nordentoft Nielsen
Dyrlæge
Tlf. 35 88 68 56
snni@vet.dtu.dk
Poul Henrik Jørgensen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 68 25
pojo@vet.dtu.dk
Inge Middelboe
Dyrlæge
Tlf. 35 88 68 54
inmi@vet.dtu.dk
Helle Frank Skall
Dyrlæge
Tlf. 35 88 68 38
hfsk@vet.dtu.dk
Niels Jørgen Olesen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 68 31
njol@vet.dtu.dk
Fisk
Pelsdyr, kaniner, hund, kat og vildt
Anne Sofie Hammer
Seniorforsker
Tlf. 35 88 68 19
ansh@vet.dtu.dk
Trine Hammer Jensen
Dyrlæge
Tlf. 35 88 68 19
trje@vet.dtu.dk
10
DTU Fødevareinstituttet
Tlf. 35 88 70 00, fax 35 88 70 01
Telefontid 8.30 - 16.00, fredag 8.30 - 15.00, lørdag lukket.
www.food.dtu.dk
Henrik C. Wegener
Institutdirektør
Tlf. 35 88 77 01
hcwe@food.dtu.dk
Zoonosediagnostik inkl. Salmonella- og resistensundersøgelser
Bülowsvej 27, 1790 København V
ZoonoseLab Tlf. 35 88 62 00
ZoonoseLab kontor Tlf. 35 88 63 25
Karl Pedersen
Leder af Zoonoselaboratoriet
Tlf. 35 88 61 52
kape@food.dtu.dk
Gitte Sørensen
Dyrlæge
Tlf. 35 88 62 97
gits@food.dtu.dk
Anders Hay Sørensen
Mikrobiolog
Tlf. 35 88 63 42
amhs@food.dtu.dk
Anne Mette Seyfarth
Mikrobiolog
Tlf. 35 88 63 46
amse@food.dtu.dk
Jeppe Boel
Forsker
Tlf. 35 88 62 78
jboe@food.dtu.dk
Dorte Lau Baggesen
Seniorforsker
Tlf. 35 88 62 07
dlba@food.dtu.dk
11
Fødevarestyrelsen
Mørkhøj Bygade 19, 2860 Søborg
Tlf. 33 95 60 00, Fax 33 95 60 01
Telefontid: Mandag - torsdag: kl. 8.30-16.00, Fredag: kl. 8.30-15.00, Lørdag lukket
Veterinærdirektør Jan Mousing
Tlf. 33 95 61 15, Mobil 40 38 02 52
jam@fvst.dk
1. Kontor: Kontor for husdyrsundhed
Husdyrsygdomme generelt
3. Kontor: Kontor for international omsætning
Fødevare, Animalske biprodukter og levende dyr
4. Kontor: Kontor for mikrobiologisk fødevaresikkerhed, hygiejne og zoonose-bekæmpelse
Fødevarebåren zoonosebekæmpelse
5. Kontor: Kontor for kemisk fødevaresikkerhed,
dyrevelfærd og veterinære lægemidler
Anvendelse af lægemidler, dispensation for medicinreglerne.
Dyrevelfærd
Kontorchef Birgit Hendriksen
Telefon 33 95 60 36
Mobil 40 93 58 75
bh@fvst.dk
Kontorchef Jens Munk Ebbesen
Telefon 33 95 62 83
Mobil 21 80 44 98
jme@fvst.dk
Kontorchef Karin Breck
Telefon 33 95 61 90
Mobil 51 72 73 28
kara@fvst.dk
Kontorchef Per Henriksen
Telefon 33 95 60 06
Mobil 40 40 51 71
pesh@fvst.dk
Veterinærchefer
Fødevareregion Nord, Herning
John Larsen
Telefon 72 27 53 15
Fødevareregion Syd, Haderslev
Ole G. Jørgensen
Telefon 72 27 55 30
Fødevareregion Øst, Ringsted
Else Enemark
Telefon 72 27 62 05
12
13
Anvendelse af laboratoriediagnostik
Laboratoriediagnostik er et nødvendigt redskab i klinisk praksis. I nogle tilfælde vil resultatet
af en laboratorieundersøgelse lede til en specifik diagnose. I andre tilfælde er der tale om
fund, der af klinikeren må medtages ved den samlede sagsvurdering.
Diagnostikken af infektiøse sygdomme består enten i påvisning af smitstof, påvisning af
specifikke antistoffer mod smitstoffet eller påvisning af patognomoniske læsioner. Mens
agens normalt bedst påvises tidligt i infektionsforløbet, vil der ofte gå 1-2 uger, før det er muligt at påvise specifikke antistoffer.
Til serologisk diagnostik af almindeligt forekommende infektionssygdomme er det ofte
nødvendigt at undersøge parrede blodprøver udtaget med ca. 2 ugers mellemrum. En stigning i antistoftiter på mindst 2 fortyndingstrin tages normalt som udtryk for resultatet af en
akut infektion, hvilket også er tilfældet, hvis der kun påvises antistoffer i den anden af de 2
prøver dvs. serokonvertering.
Ved de monokausale sygdomme er påvisning af et specifikt agens eller antistof ensbetydende med en specifik diagnose. Som eksempler kan nævnes påvisning af Mycobacterium
bovis (kvægtuberkulose), IBR-virus (infektiøs bovin rhinotracheitis), Bacillus anthracis (miltbrand) og Aujeszky-virus (Aujeszky's sygdom).
I andre tilfælde påvises der ved laboratorieundersøgelse et eller flere agens, hvis tilstedeværelse alene ikke kan forklare et klinisk sygdomsforløb, men hvor smitstoffet kan være en
medvirkende faktor. Dette er karakteristisk for de potentielt patogene mikroorganismer. Den
kliniske betydning af sådanne smitstoffer påvirkes ofte af forhold i dyrenes miljø, såsom klima- og staldforhold samt fodring og pasning.
For den indsendende dyrlæge er det tolkningsmæssigt ukompliceret at modtage et svar på
en monokausal infektiøs sygdom, fordi laboratoriefundet er ensbetydende med en specifik
diagnose.
Anderledes forholder det sig ved fund af potentielt patogene mikroorganismer. I disse tilfælde stilles der krav til den indsendende dyrlæge om tolkning af laboratoriefundet. Hertil
kræves bl.a. indgående indsigt i de potentielt patogene mikroorganismers forekomst og betydning som årsag til sygdom. Endvidere er det nødvendigt, at fundet i hvert enkelt tilfælde
sættes i sammenhæng med andre observationer i besætningen. Ikke sjældent kan påvisning
af potentielt patogene mikroorganismer være indikator på fejl og mangler i dyrenes miljø.
Dette opklaringsarbejde kan kun udføres af fagligt kyndige på stedet. Den praktiserende dyrlæge må derfor have tilstrækkelig faglig viden om de multifaktorielle sygdommes ætiologi,
epidemiologi og forebyggelse for at kunne udføre den nødvendige faglige rådgivning.
Indsendelse af diagnostisk materiale
Af hensyn til Fødevarestyrelsens muligheder for at følge sundhedstilstanden blandt landets
husdyr er det af afgørende betydning, at der ved sygdomsproblemer indsendes materiale til
DTU Fødevareinstituttet og DTU Veterinærinstituttet, som er nationalt referencelaboratorium
for en række husdyrsygdomme.
Enhver indsendelse bør ske på hurtigste måde, gerne nedkølet (specielt om sommeren).
Indsendelser, der indleveres til postvæsenet på fredage bør kun foregå som ekspresforsendelser, hvorved materialet udbringes til institutterne lørdag og lægges på køl.
Almindelige forsendelser udbringes som regel først til institutterne mandag. Prøver,
der skal undersøges i forbindelse med eksport, anbefales indsendt til laboratoriet, så tidligt
det i henhold til gældende bestemmelser er muligt.
Forsendelser skal emballeres forsvarligt og omhyggeligt, og indsendelse af materiale til diagnostisk undersøgelse skal følge regelsættet for transport af klasse 6.2 stoffer (smittefarlige
stoffer), der regulerer transport af farligt gods (ADR 2007, Europæisk konvention om international transport af farligt gods ad vej). I henhold til ADR regelsættet kan diagnostiske prøver
inddeles i prøver til antistof undersøgelser (blod og serum) og materiale til undersøgelse for
smittefarlige stoffer.
14
A. Prøver til antistofundersøgelse
Prøver fra dyr, hvor der er ringe risiko for, at der er patogener til stede, herunder prøver til
antistofundersøgelse, er ikke omfattet af ADR konventionen, hvis prøven transporteres i en
emballage, som sikrer mod enhver lækage og mærkes med ordene ”Undtagen animalsk
prøve” (disse ord henviser til at prøven er undtaget ADR bestemmelserne).
Emballagen skal opfylde følgende krav:
a) Emballagen består af 3 dele:
(i)
En indvendig væsketæt primær beholder
(ii)
En væsketæt sekundær emballage
(iii)
En ydre emballage af passende styrke i forhold til dens kapacitet, masse og brug,
som mindst har én overflade med min. dimensionerne 10 x 10 cm
b)
Ved væsker skal der tilføjes en passende mængde absorberende materiale til at opsamle hele emballagens indhold, mellem den primære og den sekundære emballage, således at enhver lækage af væske under transport ikke vil kunne nå den ydre emballage og
ødelægge denne.
c)
Når flere skrøbelige emballager (f.eks. blodrør) placeres i en enkelt sekundær emballage, skal disse enten pakkes individuelt eller separeres for at hindre kontakt mellem disse.
B. Materiale til undersøgelse for smittefarlige stoffer (organmateriale, fæcesprøver,
blod m.v.)
Materiale til diagnostisk undersøgelse for smittefarlige stoffer, dvs. prøver fra dyr (organmateriale, fæcesprøver, blod m.v.), hvor der er risiko for, at patogener er til stede, henføres til
smittefarlige stoffer kategori B og skal dermed tildeles UN3373 ”Biologisk stof, kategori B”.
For forsendelse af materiale, der skal tildeles UN3373, gælder ADR konventionens pakkeinstruks P650. Pakkeinstruks P650, som gælder for forsendelse af UN3373 kan ses på
www.dianova.dk.
De overordnede regler for pakkeinstruks P650 er:
a) Emballagen består af 3 dele:
(i)
En primær lækagesikker beholder
(ii)
En sekundær lækagesikker emballage
(iii)
En ydre emballage af god kvalitet, som skal være konstrueret og lukket for at
undgå ethvert udslip. Mindst én overflade på den ydre emballage skal have minimum dimensionerne 10 x 10 cm
Enten den sekundære eller den ydre emballage skal være stiv.
b)
Sekundær emballage skal sikres i ydre emballage med passende stødabsorberende materiale. Ved væsker skal der tilføjes en passende mængde absorberende materiale til at
opsamle hele emballagens indhold, mellem den primære og den sekundære emballage,
således at enhver lækage af væske under transport ikke vil kunne nå den ydre emballage og ødelægge denne..
c)
Hvis der anbringes flere primærbeholdere i en enkelt sekundæremballage, skal disse enten pakkes individuelt eller adskilles for at hindre kontakt mellem disse.
d)
Den ydre emballage skal synligt mærkes med det diamantformede mærke UN3373, og
stoffets navn ”Biologisk stof, kategori B” skal påføres den ydre emballage (bogstavhøjde
skal være på minimum 6 mm) i umiddelbar nærhed af det diamantformede mærke.
På Dianovas hjemmeside (www.dianova.dk) er der information om emballering og anskaffelse af egnet emballage.
15
Da den makroskopiske vurdering af f.eks. lunger og tarmsæt kan vanskeliggøres ved indpakning i avispapir og lignende skrøbeligt papirmateriale, bør organer indpakkes i hver sin
plastpose, som først derefter pakkes i rigeligt vandsugende materiale. Fæces- og stibundsprøver skal indsendes i plastikbeholdere med fastsiddende låg og må maksimalt fyldes 2/3
op.
Prøveudtagningsmateriale til fisk- og fjerkrævirologisk undersøgelse kan rekvireres fra
DTU Veterinærinstituttet, Århus. Prøveudtagningsmateriale til udtagning af bl.a. forhudsskylleprøver og vaginaltamponprøver til kvæg kan rekvireres på Ordrekontoret i København.
Det indsendte materiale skal være ledsaget af en skriftlig redegørelse indeholdende oplysninger om arten af det indsendte materiale og baggrunden for indsendelsen, herunder oplysninger om sygdomsforløb, sygdomsbehandling og sektionsfund. Undertiden kan også oplysninger om dyrenes fodring være af betydning. For fjerkræ, prydfugle, fisk og vildt gælder, at
enhver kan indsende materiale til undersøgelse for de almindeligt forekommende sygdomme. I alle tilfælde skal materialet være ledsaget af oplysninger om oprindelsesbesætning
(CHR-nr. samt navn og besætningsadresse), dyrenes art og alder, sygdomsforløb, evt. behandling. I særlige tilfælde vil samdriftserklæring være påkrævet (se eks. kortlægning af salmonellaforekomst hos svin). Besætningsejers adresse skal anføres, hvis den er forskellig fra
besætningsadressen. Dato for udtagelse af prøvematerialet skal altid anføres på indsendelsesblanketten. Ved indsendelse af mærkede blodprøver o.l. skal disse altid ledsages af en
liste med angivelse af prøvernes numre eller mærke. Ved indsendelse af mange prøver samtidig (f.eks. prøver fra ornestationer eller eksportsager) sendes desuden en e-mail til serologi@vet.dtu.dk med en komplet liste over prøvernes mærker. Af hensyn til prøveregistreringen er det afgørende, at rækkefølgen på listen og rækkefølgen af blodprøverne i kassen er
identisk, og at der på listen kun findes mærker vedr. prøver, som er medsendt.
Diverse indsendelsesblanketter er tilgængelige via hjemmesiderne (www.dianova.dk, og
www.vet.dtu.dk). Her findes også blanketter til brug for det danske BSEovervågningsprogram. Prøver fra udlandet skal forsynes med importtilladelse og mærkes
”prøver fra udlandet” udenpå pakken. Forsendelse af sådanne prøver skal i øvrigt følge betingelserne for importtilladelsen.
Vejledning vedrørende indsendelsessted, materiale m.v. for de enkelte undersøgelser
fremgår af de efterfølgende afsnit se også side 122-159.
Generelt om materiale til diagnostisk undersøgelse
Undersøgelse af kadavere og organer
DTU Veterinærinstituttet påtager sig sektion af kalve, føl, får, geder, grise, hunde, katte,
pelsdyr, fjerkræ og andre mindre dyr samt vilde dyr. Ved undersøgelse af dyr eller organer
foretages patologisk-anatomisk, bakteriologisk, parasitologisk og virologisk undersøgelse i
det omfang, det skønnes fornødent. Dersom ejeren ønsker at sikre sig værdien af hud eller
skind, må afhudning foretages før indsendelse. For så vidt angår får og lidt ældre lam bør afhudning altid foretages, da sådanne kadavere ellers meget hurtigt går i forrådnelse.
Når det drejer sig om store dyr, vil det være mest praktisk, at der kun indsendes organer,
idet sektion bør foretages på stedet. Når det drejer sig om pelsdyr, smågrise, fjerkræ og andre mindre dyr, må det anbefales altid at indsende hele, uåbnede kadavere.
Retningslinier for udtagelse af materiale
For så vidt der ikke indsendes hele kadavere, anføres efterfølgende nogle få generelle retningslinier for udtagelse af materiale, idet kliniske observationer og sektionsfund dog i hvert
enkelt tilfælde vil være bestemmende for indsendelsens omfang. Se endvidere side 122159.
Drøvtyggere: Lever, milt, nyre, et stykke uåbnet, ombunden tyndtarm med intakte krøslymfeknuder, et stykke endetarm, hjerte og lunge.
16
Svin: Lever, milt, nyre, et stykke uåbnet, ombunden tyndtarm med intakte krøslymfeknuder,
blind- og stortarm, hjerte og lunge.
Føl og heste: Lever, milt, nyre, et stykke uåbnet, ombunden tyndtarm med intakte krøslymfeknuder, hjerte og lunge.
Fostre af alle dyrearter adskiller sig fra ovennævnte. Se side 57, 78 og 160.
Undersøgelse af fæcesprøver
Fæcesprøver kan indsendes til bakteriologisk, virologisk eller parasitologisk undersøgelse. Det
vil være hensigtsmæssigt at indsende prøver fra flere dyr. Ved akutte diarrétilfælde indsendes
prøver udtaget tidligst muligt (undtagen coccidiose) i sygdomsforløbet fra ubehandlede dyr. Prøverne indsendes i hertil egnet emballage (ikke plasthandsker o.l.). Svaberprøver er kun egnede
til visse bakteriologiske undersøgelser. Fæcesprøver fra enkeltdyr skal så vidt muligt bestå af
mindst 5 gram. For import/eksport prøver til bakteriologisk undersøgelse for Salmonella eller
Yersinia (evt. subklinisk) er den optimale prøvemængde 25 g pr. analyse.
Undersøgelse af svaberprøver, ekssudater, hudskrab o.l.
Hudskrabprøver til parasitologisk undersøgelse bør generelt udtages i kanten af det afficerede
område og/eller på predilektionsstedet. Der bør udtages en skrabeskefuld. Svaberprøver, abscesindhold, slimhindeekssudat, hudskrab o.l. kan indsendes til undersøgelse. Prøverne bør så
vidt muligt udtages aseptisk. Det bør tilstræbes, at udtørring og forringelse af prøver på anden
måde undgås ved hensigtsmæssig forsendelse, evt. under anvendelse af særligt prøveudtagningsmateriale eller forsendelsesmedium. Svaberprøver til virologisk undersøgelse indsendes i
et blodprøveglas uden stabiliseringsmiddel, men med ca. 0,5 ml sterilt fysiologisk saltvand. Sæt
med 2 svabere og 1 glas pakket sammen kan rekvireres på den direkte linie til Ordrekontoret, tlf.
35 88 63 00 eller på fax nr. 35 88 63 01. Gelsvabere, kulsvabere og lignende er ikke egnede til
virologisk undersøgelse. Der henvises i øvrigt til siderne 122-159.
Undersøgelse af bakterielle isolater med henblik på verifikation og typebestemmelse
Isolater kan sendes med kurér som renkultur i transportrør med skråagar af nutrientagar (Salmonella, E. coli) eller efter nærmere aftale. Resultatet af foretagne biokemiske undersøgelser
samt detaljerede oplysninger om oprindelse (isolationskilde) angives.
Blodprøveundersøgelser
Blodprøver kan indsendes til serodiagnostiske undersøgelser samt visse parasitologiske undersøgelser. Såfremt ikke andet er anført, anvendes ustabiliserede blodprøver. Ved indsendelse af mærkede blodprøver skal disse altid listes på indsendelsesblanketten med prøvernes numre eller mærker. Ved indsendelse af mange prøver samdig (f.eks. prøver fra ornestationer eller eksportsager) sendes desuden en e-mail til serologi@vet.dtu.dk med en komplet liste over prøvernes mærker. Af hensyn til prøveregistreringen er det afgørende, at rækkefølgen på listen og rækkefølgen af blodprøverne i kassen er identisk, og at der på listen
kun findes mærker vedr. prøver, som er medsendt.
Fjerkræblodprøver skal indsendes til DTU Veterinærinstituttet, København. Generelt har
fjerkræblodprøver en dårlig holdbarhed, hvorfor indsendelser op til weekender og helligdage
skal undgås, ligesom prøverne bør sendes straks efter udtagningen.
Der må ikke medsendes kanyler, skalpelblade eller lignende utensilier anvendt til udtagning af blodprøverne.
Urinundersøgelser
Urinprøver kan indsendes til bakteriologisk undersøgelse; prøverne skal udtages aseptisk og
forsendes under køling.
Undersøgelse af mælkeprøver i forbindelse med mastitis
Aseptisk udtagne mælkeprøver fra ubehandlede kirtler indsendes normalt til bakteriologisk
undersøgelse og til undersøgelse for indhold af patologisk sekret på Steins Laboratorium,
Holstebro. Undersøgelserne kan også foretages af DTU Veterinærinstituttet, hvor alle under-
17
søgelser af mælk i forbindelse med eksport skal udføres. Prøver indsendes til DTU Veterinærinstituttet, København.
Undersøgelse af sædprøver og forhudsskylleprøver
DTU Veterinærinstituttet foretager rutinemæssigt serologisk og bakteriologisk undersøgelse
af sædprøver fra tyre. Det er nødvendigt, at der indsendes mindst 2,5 ml ufortyndet sperma i
et sterilt glas. Spermaprøverne må være udtaget ved hjælp af en steriliseret kunstig vagina,
som kun må smøres med en ringe mængde steril vaseline. Hvor intet andet er aftalt med laboratoriet, bør kun karakteristiske førsteejakulater indsendes. Indsendelsen sker i termoemballage med is, der sendes ekspres og mrk. “forsigtig” til DTU Veterinærinstituttet, København.
Forhudsskylleprøver undersøges for Trichomonas fetus og Campylobacter fetus i forbindelse med rutinekontrol og eksport af avlstyre. Instrumentarium, 50 ml skyllevæske, 10 ml
transportmedium samt udtagelsesvejledning kan mod betaling rekvireres fra ordrekontoret.
Begge prøveglas sendes mrk. “forsigtig” til DTU Veterinærinstituttet, København.
Såfremt et større antal (>100) skylleprøver ønskes undersøgt samtidigt skal laboratoriet
adviseres minimum 1 uge før prøvetagning. Undersøgelse af sædstrå for BVD-virus i forbindelse med import/eksport foretages af DTU Veterinærinstituttet, Lindholm.
På sædprøver fra andre dyrearter foretages bakteriologisk undersøgelse.
Undersøgelse af vaginaltamponprøver
I forbindelse med visse eksporter af kvæg foretager DTU Veterinærinstituttet undersøgelse af
vaginaltamponprøver for Campylobacter fetus ved agglutination og for Trichomonas fetus ved
mikroskopi og evt. dyrkning. Vaginaltamponer, rør med medium (sterilt fysiologisk saltvand) samt
udtagelsesvejledning kan mod betaling rekvireres fra ordrekontoret. Inden forsendelsen er det
vigtigt at sørge for, at tamponens snor ikke hænger uden for røret med saltvand, idet dette kan
medføre, at væsken løber ud under transporten. Såfremt et større antal prøver (>100) ønskes
undersøgt samtidigt ved såvel mikroskopi som dyrkning for Trichomonas fetus, skal laboratoriet
adviseres minimum 1 uge før prøvetagning.
Fjerkræundersøgelser
Fjerkræmateriale undersøges af DTU Veterinærinstituttet, Århus; dog skal blodprøver sendes til
DTU Veterinærinstituttet, København.
Undersøgelse af fjerkræ omfatter makroskopisk, patologisk-anatomisk bedømmelse af indsendte, uåbnede dyr, og efter indikation suppleres med bakteriologisk, virologisk, parasitologisk og histologisk undersøgelse.
Ved udredning af årsagsforhold i forbindelse med sygdom eller mistanke om sygdom, er
det vigtigt, at der til undersøgelse udvælges enten friske, selvdøde eller aflivede klinisk syge
dyr, der er repræsentative for det pågældende sygdomsproblem. For at forhindre hurtigt indsættende forrådnelse, er det vigtigt, at nyligt aflivede dyr nedkøles inden indpakning til forsendelse.
Der bør altid indsendes uåbnede kadavere til laboratorieundersøgelse ledsaget af anamnestiske oplysninger, der foruden beskrivelse af kliniske symptomer med angivelse af morbiditet og mortalitet også omfatter oplysninger om afvigelser fra aktuelle produktionsparametre
for tilvækst, ægydelse, vand- og foderforbrug samt anvendte vaccinationsprogrammer. Vedrørende overvågning af salmonellaforekomsten i fjerkræ henvises til side 91.
Svaberprøver til fjerkræ-virologisk undersøgelse
Svaberprøver til undersøgelse for Newcastle disease og aviær influenza indsendes til DTU Veterinærinstituttet, Århus. Vejledning i prøveudtagning, podepinde og rør med transportmedium skal
forud for indsendelse rekvireres fra afdelingen.
Undersøgelser af fisk
Fisk undersøges af DTU Veterinærinstituttet, Århus. Undersøgelse af fisk omfatter virologiske,
bakteriologiske og parasitologiske undersøgelser efter indikation.
18
Da fiskeenzymer er aktive selv ved lave temperaturer, vil der hurtigt forekomme autolyse i
udtaget materiale. Det anbefales derfor, at materiale til de fleste undersøgelser udtages
umiddelbart efter aflivning af fisk med sygdomstegn og anbringes i prøverør til virologi, på
svaber til bakteriologi eller formalinfikseres. Hele uåbnede fisk eller materiale fra fisk indsendes ekspres og nedkølet med isposer eller køleelementer. Det anbefales, at alle indsendelser foretages efter aftale med fiskesektionens dyrlæger.
Indsendelserne bør altid være ledsaget af anamnestiske oplysninger med angivelse af kliniske symptomer, mortalitet, størrelse af angrebne fisk, angrebne fiskearter samt oplysninger
om særlige produktionsparametre.
Eksportundersøgelser
Undersøgelser i forbindelse med eksport af levende dyr foretages i henhold til retningslinierne i denne vejledning. Serodiagnostiske undersøgelser, som ikke udføres rutinemæssigt på
DTU Veterinærinstituttet, foranlediges foretaget i udlandet.
19
Vurdering af diagnostiske tests
Princippet i en diagnostisk test
Formålet med en diagnostisk test er at skelne mellem "syge" og "raske" individer. Ved "syge"
forstås her dyr, der har en speciel egenskab, f.eks. forhøjet kropstemperatur, er underernæret eller er inficeret med eller har antistoffer mod et bestemt agens. Dyr, der ikke har egenskaben, betegnes i denne forbindelse som raske dyr.
Hvis en diagnostisk test var ideel, ville alle syge individer give ét resultat og alle raske et
andet resultat i testen. Sådan forholder det sig ikke i virkeligheden, da der er en større eller
mindre gråzone, hvor både syge og raske individer giver samme testresultat. Vi kan derfor
ikke altid med sikkerhed skelne mellem sandt syge og sandt raske dyr. Man kender typisk
normaltemperaturen og det subfebrile temperaturområde for en dyreart. Man taler derfor ikke
om feber, før temperaturen er forhøjet ud over det subfebrile område. Dermed erkender vi, at
der er et temperaturområde (en gråzone), hvor syge og raske dyr kan have samme temperatur. Næsten alle diagnostiske test har denne gråzone af resultater, og det er grunden til, at vi
må vurdere resultaterne af en test i lyset af, at den ikke er perfekt. Ved vurdering af testresultater bør vi derfor tage hensyn til testens evne til at skelne mellem syge og raske dyr. Den
evne måles ved testens sensitivitet og specificitet.
Enkeltdyrsniveau
En tests sensitivitet er defineret som sandsynligheden for, at et sandt positivt individ giver et
positivt testresultat, og opgives som et tal mellem 0 og 1 (eller i procent). Den beregnes som
andelen af test positive, blandt de sandt positive dyr. I en perfekt test, hvor sensitiviteten er
1, påvises alle sandt positive dyr. Når sensitiviteten er mindre end 1, vil nogle sandt positive
dyr fejlagtigt udpeges som negative i testen (falsk negative).
En tests specificitet er defineret som sandsynligheden for, at et sandt negativt individ giver
et negativt testresultat, og opgives som et tal mellem 0 og 1 (eller i procent). Den beregnes
som andelen af test negative, blandt sandt negative dyr (raske dyr). Når specificiteten er 1,
identificeres alle sandt negative dyr med et negativt resultat. Når specificiteten er mindre end
1, vil der forekomme falsk positive testresultater.
Generelt er sensitivitet og specificitet konstante for en diagnostisk test, dvs. at de f.eks. ikke varierer med sygdomshyppigheden. Imidlertid kan sensitiviteten variere med mængden af
agens i dyret (parasitinfektioner)og sværhedsgraden af sygdommen (subklinisk/kli-nisk). Det
mikrobiologiske miljø, som de pågældende dyr befinder sig i kan også influere på specificiteten (serologiske krydsreaktioner). Risikoen for krydsreaktioner kan således være meget forskellig for dyr, der går frit ude sammenlignet med dyr i lukkede produktionssystemer, eller for
dyr i forskellige lande. Grænseværdien der adskiller testpositive og testnegative dyr fra hinanden, den såkaldte ”cut-off værdi”, kan lægges forskelligt, alt efter om man ønsker at prioritere sensitiviteten eller specificiteten. Men det er karakteristisk for de fleste test, at når sensitiviteten øges, falder specificiteten og omvendt.
Situationen i praksis kan f.eks. være, at man står med et resultat af en analyse og ønsker
at kende sandsynligheden for, at et dyr med en positiv test også er eller måske har været
sandt positivt. Det udtrykkes i den positive prædiktive værdi, der beregnes som andelen af
sandt positive (syge dyr) blandt test positive dyr.
Tilsvarende tales om den negative prædiktive værdi, der er sandsynligheden for, at et dyr
med et negativt testresultat også er sandt negativt.
De prædiktive værdier afhænger af den sande sygdomsforekomst (prævalens) i den undersøgte population. Således er den positive prædiktive værdi størst, når sygdommen er
hyppigt forekommende, mens den er lav, når sygdommen er sjælden. Det modsatte gør sig
gældende for den negative prædiktive værdi.
Når testen ikke er helt specifik og en sygdom er sjælden, som f.eks. brucellose hos kvæg
og svin i Danmark, er der derfor en stor risiko for, at et positivt testresultat er falsk positivt.
Når testen ikke er hundrede procent sensitiv og sygdommen er hyppigt forekommende som
f.eks Mycoplasma hyopneumoniae infektion hos svin i konventionelle svinebesætninger, er
der derimod en stor risiko for, at et negativt testresultat er falsk negativt. Dette har stor be-
20
tydning for bekæmpelsesprogrammer fordi de prædiktive værdier vil ændre sig i løbet af programmet. Efterhånden som prævalensen falder, så stiger sandsynligheden for at et positivt
testresultat er falsk positivt.
Definitioner
Sandt positiv = syge dyr
Test positiv
Test negativ
I alt
a
c
a+c
Sandt negativ = raske
dyr
b
d
b+d
I alt
a+b
c+d
a+b+c+d
Sensitivitet: se = a / (a + c)
Specificitet: sp = d / (b + d)
Prævalens: (a + c) / (a + b + c + d)
Den positive prædiktive værdi: a / (a + b) og den negative prædiktive værdi: d / (c + d).
Besætningsniveau
Ofte bruges diagnostiske test til at stille en besætningsdiagnose, dvs. forekommer en sygdom i en besætning, ja eller nej. Man kan da ligesom på enkeltdyrsniveau tale om sensitivitet
og specificitet, men på besætningsniveau. Sensitivitet og specificitet på besætningsniveau
afhænger f.eks af:
x
x
x
x
sensitivitet og specificitet af testen på enkeltdyrsniveau,
antallet af dyr, der testes (stikprøvestørrelsen),
prævalens i besætningen og
antallet af positive enkeltprøver, der kræves, for at en besætning karakteriseres som positiv.
Den matematiske sammenhæng mellem de ovennævnte faktorer er lidt kompliceret, derfor
fremhæves her nogle vigtige egenskaber:
x
x
x
x
når antallet af udtagne prøver øges, stiger sensitiviteten på besætningsniveau,
når antallet af positive enkeltprøver, der kræves, for at en besætning karakteriseres som
positiv, øges, stiger specificiteten på besætningsniveau,
når sensitivitet på besætningsniveau stiger for en given test, så falder specificiteten på
besætningsniveau, og
sensitivitet og specificitet på enkeltdyrs- og besætningsniveau er ikke det samme.
Påvisning af agens eller antistoffer
For test baseret på isolation af agens, typisk ved bakteriologiske eller parasitologiske undersøgelser, sættes specificiteten som regel til 1. Dermed er der ingen falsk positive dyr, og den
positive prædiktive værdi er 1. Problemet med disse test er, at sensitiviteten kan være lav.
Det kan være svært at sætte tal på sensitivitet og specificitet, fordi vi ofte ikke kender den
sande status, dvs. kan angive om et dyr er sygt eller raskt. I nedenstående eksempel er den
sande status (syg eller rask) derfor defineret som det samlede resultat af 4 forskellige bakteriologiske test, og skøn for testparametre er beregnet for én af disse (MSRV).
"syge" dyr
"raske" dyr
18
0
MSRV-positiv
13
287
MRSV-negativ
31
287
I alt
Kilde: Baggesen og Wegener, Dansk VeteterinærTidsskrift. 1993, 76, 1017-1022.
Sensitivitet = 18/31 = 0,58 og specificitet = 287/287 = 1,00.
Prævalens = 31/318 = 0,10.
I alt
18
300
318
21
Positive prædiktive værdi = 18/18 = 1,00 og negative prædiktive værdi = 287/300 = 0,96.
Eksemplet viser testens fordel ved den høje specificitet og høje positive prædiktive værdi og
samtidig svagheden med den lave sensitivitet.
Test baseret på påvisning af antistoffer har normalt en specificitet mindre end 1, men ofte en
ret høj sensitivitet. Der findes således både falsk positive og falsk negative dyr. Specificiteten
kan være lav, når der er en reel risiko for krydsreaktioner, eller hvis infektionen er overstået.
Det skyldes, at påvisning af antistoffer identificerer dyr, der er eller har været inficeret med
det agens, der har givet anledning til den pågældende antistofdannelse. Serologiske test har
derfor ofte en fordel frem for agenspåvisning ved overvågning for specifikke infektionssygdomme, fordi en prøve fortæller, om et dyr har været udsat for smitte over en periode.
Praktisk anvendelse af diagnostiske test
Sygdomme som brucellose, tuberkulose og enzootisk leukose er udryddet, uden at man har
kendt de præcise tal for sensitivitet og specificitet af de anvendte diagnostiske test, men alene ved at betragte alle testpositive dyr som smittede, uafhængig af testresultaternes aktuelle
(og ukendte) prædiktive værdi.
Der er her en række eksempler på, hvordan man i vurderingen af et test-resultat kan lægge vægt på en høj sensitivitet eller en høj specificitet afhængig af testens formål og forudsætningerne uden dog at kende de eksakte tal for sensitivitet og specificitet.
Generelt ønskes en høj sensitivitet, når det er afgørende at sikre sig mod falsk negative
test-resultater, f.eks. ved import/indkøb af dyr, hvor man ønsker at sikre sig mod indslæbning
af sygdomme til en population (land eller besætning). En høj specificitet ønskes, når falsk
positive testresultater får store konsekvenser, men som oftest kan disse afklares ved anvendelse af andre testmetoder med højere specificitet.
Import: Både tvivlsomme og positive reaktioner bedømmes til at være positive, da der ikke er
mulighed for opfølgende undersøgelser i oprindelsesbesætningen.
Man ønsker ikke import af falsk negative dyr og er interesseret i en høj sensitivitet. Testens sensitivitet øges her ved at betragte en tvivlsom reaktion (gråzonen) som positiv.
Eksport: Positive og tvivlsomme reaktioner hindrer eksport og udløser opfølgende undersøgelser i oprindelsesbesætningen, når der er tale om infektioner, vi ikke forventer at finde
her i landet.
Der er lagt vægt på en høj sensitivitet ved at bedømme tvivlsomme reaktioner som positive. Her kan en lav specificitet give problemer i oprindelsesbesætningen, hvor opfølgende
undersøgelser anvendes for at afsløre falsk positive reagenter.
Avlsdyr (til eller på avlsstationer): Dyr med positiv eller tvivlsom serologisk reaktion udsættes
eller isoleres, og der laves normalt opfølgende besætningsundersøgelser.
Igen sikres en høj sensitivitet ved at bedømme tvivlsomme reaktioner som positive. De opfølgende prøver skal afsløre falsk positive reagenter og kompensere for, at specificiteten kan
være lav.
Karantæne: Anvendes til at observere evt. kliniske symptomer eller ændringer i serologisk
reaktionsmønster hos dyr, der indsættes i et isoleret rum (f.eks. importkarantæne eller besætningskarantæne). I visse tilfælde kan indsættes dyr, der er modtagelige for infektion
(sentinels), for at afsløre tilstedeværelse af infektiøst agens.
Besætningskontrol: Serologiske reagenter giver normalt anledning til opfølgende serologiske
samt kliniske og evt. mikrobiologiske undersøgelser, f.eks. i SPF-kontrollen.
Princippet er, at en test med høj sensitivitet følges op af yderligere undersøgelser med høj
specificitet for at afsløre falsk positive reagenter, og dermed kompensere for, at specificiteten
kan være lav. For mange falsk positive reaktioner vil være generende og økonomisk belastende.
22
Screening: Undersøgelse for infektioner ved på stikprøvebasis at bestemme forekomst og
niveau af agens eller specifikke antistoffer med henblik på evt. iværksættelse af overvågning
eller bekæmpelse.
Overvågning: Systematisk stikprøvebaseret overvågning af hele populationen eller eventuelt
kun højrisikogrupper med henblik på at kunne erklære en besætning, en region eller et land
fri for en infektion med en på forhånd fastsat sandsynlighed.
Bekæmpelse: F.eks. udsætning af seroreagenter, udsætning af hele besætninger og identifikation af frie besætninger. Afhængigt af hvor i forløbet bekæmpelsen befinder sig, ønskes
en høj sensitivitet eller specificitet. Kravene til sensitivitet øges typisk, når bekæmpelsen
nærmer sig afslutningen. Dog vil det være sådan, at hvis sensitiviteten øges f.eks. ved at
ændre cut-off værdien samtidigt med at prævalensen falder som følge af bekæmpelsen, så
falder den positive prædiktive værdi af et testresultat betydeligt.
23
Anvendelse af stikprøver til diagnostik og sundhedskontrol
I forbindelse med akutte udbrud af sygdom kan der ofte stilles en diagnose på klinisk grundlag. Ønskes diagnosen bekræftet, kan indsendelse af materiale fra et enkelt eller få syge dyr
evt. være tilstrækkeligt til at påvise det smitsomme agens.
Anderledes stiller det sig, når der ikke er tegn på klinisk sygdom i besætningen/flokken. I
sådanne tilfælde vil det ofte kun være en mindre del af besætningen/flokken, som er inficeret, hvorfor det vil være nødvendigt at udtage et større antal prøver for at belyse infektionsstatus.
Hvis man ønsker at påvise tilstedeværelse af et smitstof i en besætning/flok eller evt. at
kunne dokumentere/deklarere frihed for et givet smitstof, vil man som regel undersøge en
mindre del, dvs. én eller eventuelt flere stikprøver, der anses for at være repræsentative for
hele besætningen/flokken eller for den del af besætningen/flokken, man vil undersøge. Det
er en forudsætning, at prøverne er udtaget vilkårligt i den pågældende population.
Enhver stikprøve vil være behæftet med en tilfældig variation, som har med selve stikprøvetagningen at gøre, såkaldt stikprøvevariation. Herudover vil der være en biologisk variation
og en metodevariation, som vil have betydning for stikprøvernes samlede variation, jf. afsnit
om vurdering af diagnostiske test.
Ofte drejer det sig om at undersøge, om et specifikt smitstof er til stede i en besætning/flok
eller måske snarere, om en besætning/flok kan anses for at være fri for det pågældende
smitstof. Denne problematik er velkendt indenfor SPF-svineproduktionen og fjerkræproduktionen. Man ønsker f.eks. at udtage det mindste antal prøver, der giver mindst én positiv reagent, når besætningen/flokken er blevet smittet. Antallet af prøver, der skal udtages, vil i sådanne tilfælde ikke blot være afhængig af den sikkerhed, man ønsker på resultatet (f.eks.
sikkerhedsniveau på 95% eller 99%), men også besætningens/flokkens størrelse og sygdommens prævalens har betydning, jf. tabel 3.
Et grundigt kendskab til sygdommens biologi, dens forekomst i den pågældende aldersgruppe m.m. er derfor nødvendigt ved fastlæggelse af stikprøvens størrelse. Af tabel 3 fremgår det antal prøver, der skal udtages, for at finde mindst én positiv ud fra den formodede
prævalens og den ønskede sikkerhed på resultatet. Generelt gælder, at smitstoffer, der optræder med meget lave prævalenser, kræver store stikprøver. Det er vigtigt at være opmærksom på at de beregnede stikprøvestørrelser i tabel 3 forudsætter at den anvendte diagnostiske test er perfekt. De fleste diagnostiske test har imidlertid en individsensitivitet
og/eller en individspecificitet under 100%. Hvis en test med en specificitet på 99% anvendes
på en stikprøve på 100 dyr, vil man fx forvente én (falsk) positiv reaktion per stikprøve, selv
om stikprøven kommer fra en sygdomsfri population. Det er imidlertid også muligt at estimere
stikprøvestørrelser til undersøgelse med diagnostiske metoder der ikke er perfekte, blot testens sensitivitet og specificitet kendes. Beregningerne er komplicerede, men der er udviklet
brugervenligt software der kan løse opgaven.
24
Tabel 3. Beregning af stikprøvestørrelse ved forskellige populationsstørrelser og forventede
prævalenser.
Tabellen anvendes, hvis man ønsker at påvise mindst 1 positiv reagent i besætningen.
Tabellen forudsætter at den anvendte diagnostiske test har en sensitivitet og specificitet på
100%
Sikkerhedsniveau
95%
99%
Forventet prævalens (%)
Populationsstørrelse
10
20
50
100
200
500
1.000
10.000
1
5
10
20
30
50
70
1
5
10
20
30
50
70
11
21
51
99
180
300
368
448
11
20
42
59
73
83
86
90
10
18
29
36
40
42
43
44
9
13
17
19
20
21
21
21
8
10
12
13
13
13
13
14
5
6
7
7
7
7
7
7
4
4
5
5
5
5
5
5
11
21
51
95
155
225
258
294
11
19
35
45
51
56
57
59
10
16
22
25
27
28
29
30
8
10
12
13
14
14
14
14
6
7
8
9
9
9
9
9
4
5
5
5
5
5
5
5
3
3
3
3
3
3
3
3
Anvendt formel: n = (1-(1-a)1/(P*N)*(N-((P*N)-1)/2)
n = stikprøvestørrelse, N = besætningsstørrelse, P = prævalens (antal positive /N), a = konfidensniveau (99% eller 95%)
Eksempel
Hvis man ønsker at påvise mindst 1 positiv prøve i en besætning/flok med 200 dyr og en
formodet prævalens på 30%, skal der udtages 13 prøver, såfremt sikkerhedsniveauet skal
være på 99%, og kun 9 prøver ved et niveau på 95% sikkerhed på resultatet.
Stikprøvestørrelse
25
Besvarelse og betaling af laboratorieundersøgelser
Undersøgelsesresultater besvares skriftligt til rekvirenten. I sager, hvor betydningsfulde delresultater foreligger, bestræber laboratorierne sig på at give midlertidige skriftlige svar. Resultater fra supplerende undersøgelser gives skriftligt, når de foreligger.
Besvarelse via fax
Besvarelse af laboratorieundersøgelser kan ske via fax. Såfremt dette ønskes, bedes det anført på indsendelsesblanketten tillige med eget faxnummer. Rekvirenter, der ønsker at modtage alle besvarelser via fax, kan skriftligt meddele dette til laboratorierne med oplysning om
faxnummer. Det er også muligt at tilmelde sig besvarelser via e-mail. Hertil kræves imidlertid,
at man har anskaffet sig en digital signatur. Tilmelding til e-mail besvarelse kan ske hos Dianova.
Online adgang til oplysninger om dine laboratorieundersøgelser
Fra 1. april 2009 kan du få online adgang til oplysninger om dine laboratorieundersøgelser
hos DTU Veterinærinstituttet og DTU Fødevareinstituttet. Den nye service giver dig både mulighed for at finde oplysninger om igangværende og afsluttede undersøgelser. For igangværende sager er det muligt at se resultaterne, efterhånden som undersøgelserne bliver godkendt af laboratoriet. For alle sager er det desuden muligt at hente laboratoriesvar og fakturaer i PDF-format.
Du får adgang til de oplysninger, vi har registreret på sagerne, bl.a. indsender, besætnings-ejer, dyreart, materialer, antal prøver, prøvemærker samt hvilke undersøgelser, vi udfører. Som hovedregel vil du kunne finde nye sager dagen efter, vi har modtaget prøvematerialet. Herudover vil du kunne søge blandt dine sager. Du kan bl.a. søge på CHR-nummer,
besætningsejerens navn og adresse, dyreart, undersøgelser samt sagens modtagelsesdato.
Det vil være muligt at søge i alle sager, som er registreret i institutternes nyere laboratoriesystem, ”Odin”, som gradvist blev taget i brug i løbet af 2005.
For at få internetadgang til dine laboratoriesvar skal du rekvirere et brugernavn og en adgangskode. Send en e-mail til odinweb@vet.dtu.dk eller brev til: DTU Veterinærinstituttet,
Bülowsvej 27, 1790, København V, Att.: Annette Reichl Hess.
Vi udleverer kun ét brugernavn pr. kunde. Med denne bruger kan du så selv oprette flere
brugere, hvis du har behov for, at flere personer har online adgang til laboratoriesvar i jeres
praksis.
Takster og betaling
Takster findes på DTU Veterinærinstituttets (www.vet.dtu.dk) og Dianovas (www.dianova.dk)
hjemmesider. Takster for undersøgelser, der er omfatet af lovgivning, samt regler for disse
udsendes af Fødevarestyrelsen i "Bekendtgørelse om præparater og undersøgelser ved
Danmarks Tekniske Universitet (tidl. Danmarks Fødevareforskning)".
Betaling for undersøgelse påhviler rekvirenten, medmindre der er truffet aftale om en særlig betalingsordning. Såfremt indsenderen anfører en anden debitor end sig selv, vil Dianova
normalt sende regningen til den pågældende. Ved undersøgelse af stibundsprøver i forbindelse med salmonellakortlægning hos svin fremsendes faktura i henhold til aftale med Den
Danske Dyrlægeforening direkte til besætningsejer.
Såfremt der er indsendere, der direkte fralægger sig økonomisk ansvar, sendes svaret pr.
postopkrævning til faktureringsadressen uden kopi til indsenderen, med mindre der er indgået en skriftlig aftale som nævnt ovenfor.
26
Vejledninger i valg af antibiotika
Anvendelse af antibiotika til dyr, som indgår i fødevareproduktionen, bør foregå hensigtsmæssigt og efter nøje overvejelse af eventuelle bivirkninger.
Tabeller vedrørende valg af antibiotikum til behandling af specifikke sygdomme præsenteres
ikke længere i Brugerhåndbogen, fordi Fødevarestyrelsen nu udarbejder behandlingsvejledninger for ordination af antibiotika i samarbejde med repræsentanter fra Den Danske Dyrlægeforening, Danish Meat Association, KU's Biovidenskabelige Fakultet (tidl. KVL) og DTU
Veterinærinstituttet. Behandlingsvejledninger findes på Fødevarestyrelsens hjemmeside under www.Fødevarestyrelsen.dk - Lægemidler til dyr.
Aktuelle resistensforhold hos dyrepatogene bakterier
De væsentligste bivirkninger ved behandling med antibiotika er påvirkning af værtsorganismens normale bakterieflora samt resistensudvikling. De enkelte antibiotika udviser
forskellig tendens til at selektere for resistens, og forskellige bakteriearter har varierende evne til at optage resistenskodende arvemateriale (f.eks. plasmider). Der udvikles flest resistente bakterier ved langvarig anvendelse.
Resistensudviklingen skal kontrolleres af 3 vigtige grunde: 1) for at bevare muligheden for i
fremtiden at kunne behandle bakterielt forårsagede infektiøse husdyrsygdomme, 2) for at
minimere risikoen for, at zoonotiske bakterier udvikler resistens og dermed forårsager behandlingsmæssige problemer for mennesker og 3) for at begrænse den samlede pool af resistensgener så meget som muligt.
Løbende resistensopgørelser og undersøgelser af resistensudviklingen over tid har vist, at
udviklingen er dynamisk, og at forekomsten af resistens kan være så høj over for visse antibiotika, at det indebærer en mulig risiko for behandlingssvigt ved sygdomsudbrud i husdyrbesætninger og en potentiel risiko for spredning af resistensgener til andre sygdomsfremkaldende bakteriearter. Væsentlig forekomst af resistens er også konstateret blandt betydningsfulde bakterier, som fremkalder sygdom hos mennesker.
I beslutningsprocessen om iværksættelse af antibiotikabehandling er kendskab til bakterieart og resistensmønster væsentlige parametre. Behandling må imidlertid oftest påbegyndes på empirisk grundlag, inden resultater af laboratoriemæssig undersøgelse og resistensbestemmelse foreligger. Som støtte for terapeuten anføres i tabel 1 og 2 resultater af resistensbestemmelser fra 2004 for nogle betydningsfulde dyrepatogene bakteriearter med variabelt eller uforudsigeligt resistensmønster.
Registrering af antibiotikaforbrug (Vetstat)
Registrering af veterinærmedicin
I Vetstat registreres forbruget af receptpligtige lægemidler, incl. sera og vacciner, samt coccidiostatika og vækstfremmere. Ved indberetning af data skelnes mellem lægemidler til produktionsdyr og hobbydyr, der i relation til Vetstat også inkluderer heste.
Indberetning til Vetstat
For produktionsdyr, det vil i denne forbindelse sige svin, kvæg, fjerkræ, mink, aquakultur
samt får og geder, skal registreringen ske på CHR-nummer. Dyreart, alders- og ordinationsgrupper angives med kode. De samlede oplysninger skal fremgå af recepten. Apoteket videresender de af dyrlægen indberettede data til Lægemiddelstyrelsen, der herefter sender dem
til WM-data. De lægemidler, dyrlægen bruger i egen praksis, skal indberettes med samme
detaljeringsgrad som det receptordinerede.
For at dette kan være muligt, skal der etableres de nødvendige indberetningskanaler. I
dag indberetter dyrlæger data fra kvægbesætninger til Kvægdatabasen. Dette sker ved elek-
27
tronisk indberetning direkte, eller for de dyrlæger der benytter papirløsning, via DTU Veterinærinstituttet. Da data til Kvægdatabasen indberettes med en højere detaljeringsgrad, end
hvad der kræves til Vetstat, kan data umiddelbart overføres. For at dyrlægen ikke skal indberette ad flere kanaler afhængig af dyreart, er der truffet aftale om, at data fra andre besætninger end kvægbesætninger kan indrapporteres ad samme kanaler, dvs. elektronisk direkte
til databasen eller ved papirløsning via indtastningsstationerne. Som en alternativ mulighed
kan dyrlægen overføre data elektronisk direkte tilWM-data.
Indberetning af foderlægemidler foregår efter samme retningslinier og med samme detaljeringsgrad som øvrige receptpligtige præparater. Foderstofleverandørerne har ansvaret for
indberetninger til WM-data. Hos WM-data sker herefter en sammenkobling af indrapporterede data til CHR-registret, hvorefter en kopi overføres til Zoonosecentret.
For lægemidler til dyrearter, der ikke er omfattet af CHR, dvs. kæledyr samt heste, er detaljeringsgraden af de indberettede data lavere, idet der for receptordinerede præparater kun
kræves oplysninger om dyreart. For præparater anvendt i praksis vil indberetning af disse
blive foretaget fra apotek uden angivelse af dyreart, -alder eller ordinationsgruppe. Indberetningspligten påhviler alene apoteket, som rapporterer det månedlige forbrug pr. præparat.
Udnyttelse af data
I takt med at Vetstat udbygges, er der mulighed for, at dyrlæger kan udnytte Vetstat i den
daglige rådgivning. Bl.a. er det muligt at sammenligne forbruget pr. måned på en given besætning med det gennemsnitlige landsforbrug på tilsvarende besætninger. Endvidere er der
lavet programmer til hjælp for dyrlægen ved udarbejdelse af årsrapporten.
Der vil generelt være adgang til at se egne registreringer. Dvs. en dyrlæge vil have adgang til opgørelser over ordinationer, som han eller hun selv har foretaget. Besætningsdyrlægen kan se al den medicin, der er registreret på de besætninger, hvor vedkommende har
indgået rådgivningsaftale, men det fremgår dog ikke hvilken dyrlæge, der har ordineret medicinen. Landmanden vil tilsvarende kunne se opgørelser over ordinationer til sin egen besætning. Udvidelser af adgangen vil kunne ske på grundlag af skriftlig fuldmagt. Fødevarestyrelsen og Plantedirektoratet har adgang til alle registreringer, mens offentligheden vil have adgang til statistiske opgørelser.
*
**
***
#
##
Repræsenterer fluoroquinoloner
Repræsenterer makrolider (tylosin)
Repræsenterer tetracykliner (herunder doxycyklin)
To isolater fandtes resistente
Et isolat fandtes resistent
S. suis type
A. pleuroAgens:
pneumoniae P. multocida
2
(antal isolater)
(396)
(135)
(30)
Ampicillin/
Amoxycillin
99
99
100
Apramycin
Ceftiofur
100
100
100
Ciprofloxacin*
100
100
100
Colistin
Erythromycin**
57
Florfenicol
100
100
Gentamicin
Lincomycin
Neomycin
Penicillin
99
99
100
Spectinomycin
99
98
97
Streptomycin
77
Tetracyklin***
97
98
27
Tiamulin
99
10
97
Tilmicosin
95
78
TMP + sulfa
100
100
100
Tulathromycin
100
100
Valnemulin
100
100
99
0
0
98
96
20
71
56
53
54
99
68
34
64
45
25
30
71
85
98
100
61
85
B. bronchiseptica
E. coli O 149
(53)
(137)
19
S. hyicus
(91)
49
75
30
43
100
100
42
(134)
E. coli
(sepsis)
93##
86#
52
B. hyodysenteriae
(29)
Tabel 1. Antibiotikafølsomhed for nogle bakteriearter isoleret i forbindelse med sygdom hos svin. Procent følsommme isolater (2006-2008)
SVIN
88##
91
55
B. pilosicoli
(85)
28
Repræsenterer fluoroquinoloner
100
100
100
100
100
26
30
59
96
96
100
100
100
E. coli, sepsis
(27)
96
26
P. multocida
(11)
** Repræsenterer tetracykliner (herunder doxycyklin)
*
Agens:
(antal isolater)
Amoxycillin + Clavulanat
Ampicillin/Amoxycillin
Apramycin
Ceftiofur
Ciprofloxacin*
Colistin
Florfenicol
Neomycin
Penicillin
Streptomycin
Tetracyklin**
TMP + sulfa
Tulathromycin
30
24
65
90
100
100
E. coli, F5+
(K99+)
(212)
83
11
93
37
80
100
100
100
S. Dublin
(65)
97
80
100
37
41
93
100
100
S. Typhimurium
(70)
84
40
100
Tabel 2. Antibiotikafølsomhed for nogle bakteriearter isoleret i forbindelse med sygdom hos kvæg. Procent følsomme isolater (2006-2008)
KVÆG
29
30
MIC bestemmelse
MIC-bestemmelse er er en international anerkendt og standardiseret metode til kvantitativ
bestemmelse af en bakteries følsomhed overfor et antibiotikum. MIC står for Minimal Inhibitory Concentration og defineres som den laveste koncentration af antibiotika, der fuldstændig
hæmmer vækst af bakterien.
MIC-bestemmelse på DTU Fødevareinstituttet/DTU Veterinærinstituttet udføres med et
kommercielt system, Sensititre Trek Diagnostic Systems Ltd., England). Bakterien dyrkes i
en mikrotiterbakke med udvalgte antibiotika i to-foldsfortyndinger. Metoden følger international standard for følsomhedsbestemmelse og er akkrediteret efter den europæiske standard
for kvalitet DS/ENISO/IEC 17025.
Følsomhedsbestemmelse af Brachyspira hyodysenteriae og Brachyspira pilosicoli udføres
ved DTU Veterinærinstituttet som en modificeret MIC-bestemmelse for tiamulin, valnemulin
og lincomycin. I 2007 evalueres brug af VetMic til resistensbestemmelse af Brachyspira spp.,
og dette system vil antageligt blive implementeret i 2008. Her vil der blive undersøgt for tiamutin, lincomycin, tylosin og doxycyclin.
Antibiotika paneler
MIC-bestemmelse omfatter et fast udvalg af tepapeutiske antibiotika. Der anvendes forskellige paneler afhængigt af det bakteriologiske fund (se oversigt næste side). Der vil dog være
visse dyreartsbetingede forskelle mellem paneler anvendt ved laboratorierne i København og
i Århus. Det er vigtigt at notere sig, at:
- Ampicillin repræsenterer også amoxycillin
- Cefoxitin repræsenterer cephalosporiner, heriblandt ceftiofur
- Cephalothin repræsenterer 1. generations cephalosporiner, heriblandt cephadroxil
- Ciprofloxacin repræsenterer fluorokinoloner, heriblandt enrofloxacin
- Clindamycin repræsenterer lincomycin
- Erythromycin repræsenterer også makroliderne spiramycin og tylosin
- Penicillin repræsenterer ampicillin og amoxycillin ved streptokokker og stafylokokker
- Tetracyclin repræsenterer også øvrige tetracycliner, heriblandt doxycyclin
- resistens overfor kombinationspræparatet trimethoprim-sulfa må konkluderes, hvis der forekommer resistens overfor både trimethoprim og sulfamethoxazol.
Besvarelse
Ved besvarelse anføres MIC-værdi samt følsomhedskategori. Kategorien ”følsom” angiver, at
en infektion forårsaget af den pågældende bakterie kan behandles ved normal dosering af
det antibiotikum, der anbefales mod den pågældende type infektion/bakterie. Kategorien
”moderat følsom” angiver, at bakterien kan hæmmes ved maksimal eller forhøjet dosering af
visse antibiotika (forudsat høj farmakotoksisk tolerance) eller kan anvendes mod infektioner i
kropsområder, hvor antibiotika fysiologisk koncentreres f.eks. i urinvejene for visse stoffer.
Kategorien ”resistent” angiver, at bakterien ikke vil blive hæmmet ved normal dosering, og at
der må forventes behandlingssvigt ved evt. anvendelse.
Ved besvarelse for kvæg og svin vil der principielt kun blive meddelt resultater for antibiotika, der er registrerede til dyrearten. Ved MIC-bestemmelse af salmonella vil der dog blive
meddelt resultater for samtlige antibiotika på panelet med henblik på at overvåge multiresistens. Ved besvarelse for andre dyrearter vil der kunne optræde antibiotika, der ikke er registrerede til den pågældende dyreart.
Undersøgelse for visse antibiotika foretages kun af hensyn til overvågning. Resultaterne vil
ikke indgå i besvarelsen, og der er taget hensyn til dette ved prisberegningen.
31
Antibiotika paneler til MIC-bestemmelse med Sensititre
DTU Fødevareinstituttet/DTU Veterinærinstituttet, København (svin, kvæg, får, ged, hest)
Enterobakterier m.m.
HAMP-gruppen*
Grampositive bakterier)
(E.coli, Salmonella, Pseu(streptokokker, stafylokokker,
domonas, Bordetella.)
Listeria)
Amoxycillin + clavulanat
Ampicillin
Cefoxitin
Ampicillin
Ceftiofur
Chloramphenicol
Apramycin
Ciprofloxacin
Ciprofloxacin
Cefotaxime*
Erythromycin
Erythromycin
Ceftiofur
Florfenicol
Florfenicol
Chloramphenicol
Penicillin
Gentamicin
Ciprofloxacin
Spectinomycin
Penicillin
Colistin
Tetracyklin
Spectinomycin
Florfenicol
Tiamulin
Streptomycin
Gentamicin
Tilmicosin
Sulfamethoxazol
Nalidixan
Trimethoprim + sulfa
Tetracyklin
Neomycin
Tulathromycin
Tiamulin
Spectinomycin
Trimethoprim
Streptomycin
Sulfamethoxazol
Tetracyklin
Trimethoprim
*: HAMP-gruppen består af Haemophilus (nu Histophilus), Actinobacillus, Mannheimia og
Pasteurella.
DTU Veterinærinstituttet, Århus (fjerkræ, fisk, pelsdyr, hund, kat)
Enterobakterier
(E. coli og Salmonella)
Øvrige gramnegative
bakterier
Grampositive bakterier (bl.a.
streptokokker og stafylokokker)
Ampicillin
Apramycin
Cefotaxime*
Ceftiofur
Cephalothin**
Chloramphenicol
Ciprofloxacin
Colistin
Florfenicol
Gentamicin
Nalidixan
Neomycin
Spectinomycin
Streptomycin
Sulfamethoxazol
Tetracyklin
Trimethoprim
Ampicillin
Cephalothin
Chloramphenicol
Clindamycin
Colistin
Enrofloxacin
Erythromycin
Gentamicin
Kanamycin
Penicillin
Spectinomycin
Tetracyklin
Ampicillin
Cephalothin
Chloramphenicol
Clindamycin
Enrofloxacin
Erythromycin
Fucidin
Kanamycin
Penicillin
Spectinomycin
Tetracyklin
* Cefotaxime erstatter Cefpodoxime pr. 1.12.2007.
** Inkluderes ved test af enterobacteriaceae isolater fra hund og kat.
For de fleste fiskepatogene bakterier udføres resistensbestemmelse ved tabletmetoden ved brug af
følgende antibiotika: Amoxycillin, Florfenicol, Oxolinsyre, Tetracyklin og Trimethoprim + sulfa. For Flavobacterium psychrophilum og for Renibacterium salmoninarum udføres der ikke resistensbestemmelse.
32
Anthelmintikaresistens
Anthelmintikaresistens (AR) defineres som en signifikant forøgelse af en ormepopulations
evne til at tolerere doser af et anthelmintikum, som ellers er letal for en normal følsom ormepopulation af samme art. AR er en arvelig egenskab hos ormeparasitter. Fænomenet viser
sig i praksis som en manglende effekt af en korrekt udført anthelmintisk behandling, dvs. at
ormemidlet skal være indgivet i den korrekte og anbefalede dosis, og hele den tildelte
mængde skal være optaget af dyret. AR findes udbredt i stort set alle lande, hvor anthelmintika anvendes i bekæmpelse og kontrol af helminther. Ved nyligt afsluttede landsdækkende
undersøgelser er der i Danmark påvist AR hos vigtige tabsvoldende helminther hos hest, får,
ged og svin. I udlandet er der også påvist AR hos kvægets løbe-tarmorm. Dette er dog endnu ikke påvist i Danmark.
Moderne bredspektrede anthelmintika opdeles på basis af virkningsmekanismen i 3 grupper:
Gruppe I:
Gruppe II:
Gruppe III:
Benzimidazoler og pro-benzimidazoler
Nikotin-acetylcholinreceptor agonister
Avermectiner og milbemyciner
Effekten af gruppe I midler opstår som følge af inhibition af den intracellulære dannelse af
mikrotubuli, cellernes indre struktur nedbrydes, og parasitten går til grunde. Virkningsmekanismen for midler i gruppe II (levamisol, pyrantel/morantel) består i en irreversibel binding af
stof til nikotin-acetylcholinreceptorer, hvorved parasittens muskelceller bringes i en konstant
depolarisering med en spastisk paralyse til følge. Ormene mister herved evne til lokalisation
på predilektionsstedet og elimineres fra værten. Midlerne i gruppe III bindes til en særlig
avermectinreceptor, hvor muskelcellemembranen hyperpolariseres. Parasitten lammes i en
afslappet paralyse og kvitteres fra værten. Er der opstået resistens mod et af midlerne i en
gruppe, må man regne med samtidig udviklet resistens over for de øvrige midler i gruppen.
Dette benævnes sideresistens. I praksis medfører fænomenet, at alle midler i den gruppe,
hvor der er påvist resistens, ikke kan anvendes i fremtidig ormebekæmpelse. Man må regne
med, at en udviklet resistens ikke forsvinder igen.
Bestemmelse af AR på besætningsplan
Den vigtigste metode til påvisning af AR er den såkaldte Faecal Egg Count Reduction Test
(FECRT). Metoden kan måle effekten af hvilket som helst ormemiddel på udskillelsen af parasitæg i forbindelse med behandling. Metoden kan anvendes på alle dyrearter. Testen er
baseret på ægtælling (McMastermetoden) i fæces udtaget rektalt af ubehandlede kontroldyr
samt behandlede dyr 10-14 dage efter behandling. Testen udføres som følger:
De dyr, der skal indgå i testen, skal være naturligt inficerede med indvoldsorm og må ikke
være behandlet med ormemidler indenfor de seneste 8-12 uger.
Hvis legemsvægten ikke kendes rimeligt nøjagtigt, vejes det tungeste dyr i en gruppe, og
alle dyr doseres derefter i henhold til dette dyrs vægt, dvs. doseringsapparatet indstilles efter
denne vægt. Heste kan doseres individuelt, efter legemsvægten er bestemt med f.eks.
båndmål. Det er meget vigtigt, at der ikke finder underdosering sted, idet testen så kan give
falsk positive resultater.
Dyrene skal fordeles tilfældigt til en ubehandlet kontrolgruppe og til en behandlingsgruppe
for hvert ormemiddel, der ønskes testet. Hver gruppe skal indeholde 5-10 dyr. F.eks. doseres
hvert andet dyr under behandlingsprocessen. Dyrene i hver gruppe identificeres med en farve, således at behandlings- og kontroldyr kan identificeres, når der skal udtages gødningsprøver 10-14 dage efter behandling.
10-14 dage efter behandling udtages rektale fæcesprøver fra alle dyr i kontrol- og behandlingsgruppen/erne. Fæcesprøverne anbringes i plastdåser, som påskrives dyrets identifikation (behandlings-/kontroldyr, evt. nummer eller navn). Det er vigtigt at skabe anaerobe forhold i prøven ved at fylde dåsen helt op, inden låg sættes på. For at undgå klækning af ormeæggene er det en fordel at nedkøle prøverne inden forsendelse til laboratoriet. Prøverne
sendes så hurtigt som muligt. De må aldrig forsendes over en weekend. Derfor er sidste afsendelsesdag i ugen altid torsdag.
33
På laboratoriet foretages ægtælling ved anvendelse af McMastermetoden. Der suppleres
evt. med en larvedyrkning med henblik på artsdifferentiering.
Den gennemsnitlige reduktion i ægudskillelsen fra dag 0 til dag 10-14 kan beregnes efter
følgende formel:
Den gennemsnitlige ægudskillelse i kontrolgruppen X k , minus den gennemsnitslige
ægudskillelse i behandlingsgruppen X b divideret med
X (AR, % =
k
Xk Xb
Xk
*100% .
Internationalt er det vedtaget, at AR er påvist, hvis den gennemsnitlige reduktion i ægudskillelsen er <95%.
34
Anvendelse af nogle genteknologiske metoder i laboratoriediagnostikken
DTU Veterinærinstituttet har igennem de seneste 10 år i stigende omfang benyttet genteknologiske metoder til påvisning af infektiøse agens. Det drejer sig f.eks. om Polymerase Chain
Reaction (PCR), Fluorescens In Situ Hybridisering (FISH) og DNA/RNA-sekventering til identifikation af bakterier og virus. Disse metoder beskrives ganske kort i det følgende.
PCR
PCR (Polymerase Chain Reaction) er en kædereaktion, hvorved genetisk arvemateriale
(DNA eller RNA) hurtigt kan opformeres til mængder, der kan detekteres. PCR detektion er
ofte et hurtigere og mere følsomt alternativ til påvisning ved de traditionelle dyrkningsmetoder. Patogene organismer som virus, bakterier og parasitter, indeholder alle DNA eller RNA,
som er specifikt for det pågældende patogen. Ved hjælp af PCR kan man derfor detektere og
skelne mellem forskellige patogener.
Ved PCR opformeres et lille stykke af den patogene organismes arvemateriale ud fra to
korte syntetisk fremstillede DNA stykker (primere). Primerne er designet således, at de kun
kan genkende netop den patogene organisme, eller gruppe af patogener, der ønskes undersøgt for. PCR foregår typisk ved at RNA eller DNA først extraheres fra det prøvemateriale,
der ønskes undersøgt, f.eks. lungevæv, svabere eller serum. Dernæst blandes DNA/RNA
med bl.a. primerne, og der tilsættes et enzym (polymerasen), som katalyserer kædereaktionen ved relativt høj temperatur (ca. 70oC). Ved at regulere temperaturen op og ned 30-40
gange, vil DNA-stykket beliggende mellem de to specifikke primere (PCR produktet) blive opformeret til mængder, som kan synliggøres i et gel-elektroforese system, hvor PCR produkter
farves og adskilles efter størrelse. Hvis et prøvemateriale ikke indeholder DNA eller RNA, der
passer til primerne, vil der ikke kunne ske en opformering af DNA/RNA, og prøven vil fremstå
negativ.
En anden, og i dag mere anvendt metode til detektion ved PCR, er ”real-time PCR”, hvor
reaktionen følges over tid. Ved real-time PCR tilsættes fluoroforer, enten i form af korte stykker DNA mærket med fluoroscensmolekyler, som specifikt kan binde sig til PCR produktet,
eller i form af et fluorescerende farvestof, der binder sig til PCR produktet. Under PCR reaktionen udsendes fluorescens, som måles løbende i en real-time PCR maskine. Ved positive
prøver vil flourescensen oversstige en defineret cut-off værdi efter et vist antal cyklusser,
som bl.a. afhænger af mængden/koncentrationen af DNA i prøven. Metoden kan derved indstilles til at give et kvantitativt mål for indholdet af det pågældende patogen i prøvematerialet.
Dette kan være afgørende for at stille en diagnose. Et eksempel herpå er PCV2 virus, som
kan findes i raske grise, og som kun associeres med sygdom, når der er massive mængder
af virus tilstede.
På DTU Veterinærinstituttet benyttes efterhånden real-time PCR til de fleste af de PCRtest, som anvendes i rutinediagnostikken i større omfang, og Instituttet råder over ekspertise
i udvikling af nye PCR-test til anvendelse indenfor både diagnostik og forskning.
FISH
På DTU Veterinærinstituttet bliver FISH fortrinsvis benyttet til identifikation af bakterier. Metoden har den fordel, at den er uafhængig af dyrkning af bakterien i laboratoriet og bakterierne kan detekteres som enkelt celler eller mikrokolonier ved mikroskopi.
FISH bygger på hybridisering, hvor man udnytter at enkelt-strengede DNA sekvenser kan
binde til en tilført sekvens af DNA eller RNA og danne et nyt dobbeltstrenget molekyle, hvis
sekvenserne passer sammen, dvs hvis sekvensen er komplementær. Ved FISH benytter
man små stykker enkelt-strengede RNA- prober, der er mærket med et fluorescerende molekyle. RNA proben, der typisk er mellem 17-24 baser lang, er syntetisk fremstillet og designet
således at den binder til en unik sekvens i bakteriens ribosomale RNA (rRNA). rRNA deltager i syntesen af proteiner og er derfor et molekyle, der er tilstede i alle levende organismer.
Forskellige dele af rRNA har udviklet sig med forskellig hastighed gennem tiden. Hovedparten af genet er meget velkonserveret og med meget få sekvensvariationer mellem de forskellige grupper af bakterier. Disse konserverede områder er gode til prober, der er rettet mod
35
overordnede grupper af bakterier. Andre områder af genet er mere variabelt og kan benyttes
til prober rettet mod arter af bakterier. Da der i aktivt voksende celler kan findes mere end
100.000 kopier af rRNA og dermed mere end 100.000 kopier hvortil en fluorescens-mærket
probe kan hybridisere til, er det muligt at få et signal fra enkelt-celler som kan ses i et fluorescens-mikroskop.
DTU Veterinærinstituttet råder over en ”bank” med cirka 200 forskellige prober rettet mod
bakterier, der er vigtige i veterinær sammenhæng. For at undgå indvækst af forureningsbakterier og bevare materialet bør den praktiserende dyrlæge indsende formalin-fikserede
vævsstykker af inficeret væv. Vævsstykket bliver indstøbt i paraffin og derefter skåret til 3 Pm
tykke vævsnit, som monteres på objektglas.
Et eksempel på brug af FISH i diagnostik er identifikation af medlemmer af Brachyspira
familien som forårsager diarre og tarmsygdomme i svin.
Sekventering
Ved sekventering bestemmes rækkefølgen af baser (A,T,C og G) i et stykke DNA. En bakterie har typisk 1000-1500 gener. De koder alle for en funktion, og nogle gener giver særlig
godt udtryk for slægtsskabsforholdet mellem bakterier. Sekvensen af ribosomalt RNA (rRNA)
anvendes i den moderne taksonomi. På DTU Veterinærinstituttet benyttes genet for 16S
rRNA til identifikation af ukendte bakterier ved at rækkefølgen af baser bestemmes ved sekventering af genet.
rRNA deltager i syntesen af bakteriens proteiner. Proteiner udgør mere end halvdelen af
cellens tørvægt og er nødvendig i alle cellens livsfaser. Forskellige dele af genet har udviklet
sig med forskellig hastighed. Hovedparten af genet er meget velkonserveret, og derfor er forskellene ikke så store. De områder er således gode til at fastslå slægtskabet af fjernt beslægtede bakterier. Omvendt findes der også flere variable områder af genet, hvor der er
langt flere forskelle, og sammenligning af disse områder kan bruges til at adskille nært beslægtede bakterier
Ved hjælp af PCR primere rettet mod de velkonserverede områder kan genet fra en ukendt
bakterie opformeres,og dette PCR produkt kan sekvensbestemmes på automatiseret sekvensudstyr. Der findes store offentligt tilgængelige internationale databaser til sekvenssammenligning for eksempel den amerikanske GenBank eller den europæiske EMBLdatabase. I disse databaser findes 16S RNA gen-sekvensen for langt over 100.000 forskellige bakterier, som kan bruges til sammenligning af sekvenser, hvorved slægtskabet kan fastlægges.
Ved denne metode er det muligt at bestemme et isolat til slægtsniveau, og i kombination
med andre resultater (morfologi, biokemiske undersøgelser) vil det normalt være muligt at
bestemme til artsniveau. En undersøgelse af denne type kan udføres på få dage og kan derfor være en hjælp til identifikation af bakterier, der ikke umiddelbart lader sig bestemme ved
traditionelle metoder. I nogle tilfælde har det vist sig, at 16S rRNA sekvensen ikke adskiller
sig blandt forskellige arter. I disse tilfælde kan det være nødvendigt at benytte genet for 23S
rRNA, som er et større og mere variabelt gen med samme funktion.
36
Laboratoriediagnostik ved nogle sygdomskomplekser og zoonoser
hos svin
Luftvejsinfektioner hos svin
Klinisk kan der differentieres mellem nysesyge, lungebetændelse og hoste. For nærmere belysning af årsagsforhold er det nødvendigt at udføre patologisk-anatomiske, mikrobiologiske
eller serologiske undersøgelser.
Nysesyge
De kliniske tegn på nysesyge er skæve og korte tryner, nysen evt. med næseblod. I alvorlige
tilfælde ses væksthæmning. Patologisk-anatomisk ses varierende grader af atrofi af conchae. Grise over 12 uger er bedst egnede til patologisk-anatomisk undersøgelse. Yngre grise
kan have Bordetella bronchiseptica-betinget atrofi, som er reversibel. Toksinproducerende
Pasteurella multocida er en nødvendig ætiologisk faktor ved væksthæmmende nysesyge
("Pasteurella nysesyge"). Herudover spiller en lang række andre forhold såsom klima- og
staldforhold en rolle for sygdommens forekomst og udbredelse.
Prøvemateriale
Næsesvaberprøver fra 4-12 uger gamle grise. Det anbefales at indsende 10-20 prøver pr.
epidemiologisk enhed. Prøveudtagningsmateriale kan rekvireres på DTU Veterinærinstituttet.
Evt. kan hoveder af aflivede grise indsendes til undersøgelse.
Laboratorieundersøgelse
Såfremt specielle ønsker ikke anføres, undersøges materialet for forekomst af toksinproducerende P. multocida samt for Bordetella bronchiseptica. Resistensundersøgelse udføres på
ét isolat pr. indsendelse. Analysetid: ca. 1 uge.
Vurdering af laboratoriefund
Påvisning af toksinproducerende P. multocida betyder, at besætningen enten er angrebet af
klinisk nysesyge eller er i potentiel risiko for at udvikle klinisk sygdom. Dyr fra smittede besætninger kan påføre andre besætninger infektionen/sygdommen.
P. multocida toksin (PMT) påvises ved ELISA på bakterieekstrakt fra primære dyrkninger.
Såfremt testen er positiv, subkultiveres P. multocida-lignende kolonier med henblik på resistensundersøgelse. Forinden foretages PMT-ELISA på de pågældende isolater. I enkelte tilfælde, hvor toksinproducerende P. multocida har udgjort en meget lille del af den mikrobielle
flora i prøverne, kan det mislykkes at isolere disse i renkultur. Et sådant fund bør give anledning til supplerende undersøgelser i besætningen (klinisk undersøgelse og undersøgelse af
supplerende næsesvaberprøver). Isolation af toksinproducerende P. multocida i SPF besætninger medfører statusskifte uanset forekomst af kliniske symptomer, og uanset om
isolatet hidrører fra næsehule eller lunge. Imidlertid er isolater af P. multocida fra lunger ofte
ikke toksinproducerende.
Sundhedsovervågning
Toksinproducerende P. multocida kan være til stede i begrænset omfang i svinebesætninger
uden at give anledning til klinisk nysesyge. Ved sundhedsovervågning kan der opnås sikkerhed for, at der ikke er væsentlig forekomst af klinisk nysesyge i en svinebesætning. Dette
kan dels ske ved regelmæssig klinisk kontrol og dels ved infektionskontrol på grundlag af
næsesvaberprøver. En væsentlig indikation for meget lavt smittepres er frihed for klinisk nysesyge i en årrække. I sådanne besætninger vil der være meget få grise med toksinproducerende P. multocida i næsehulen. Ved omsætning af dyr mellem besætninger er det vigtigt
at kende nysesyge-status i leverandørbesætningerne.
37
1. Klinisk overvågning
Der kan være betydelige sæsonvariationer i forekomsten af nysesyge. Gennemsnitligt er der
hyppigst forekomst af klinisk nysesyge hos slagtesvin om sommeren, hvilket hænger sammen med et forøget smittepres hos smågrisene i vintermånederne. I forbindelse med overvågning på klinisk grundlag vil det derfor være hensigtsmæssigt med mindst 1 års observationsperiode. Der bør foretages registrering af dyr med karakteristiske symptomer i form af
skæve og/eller afkortede tryner, nysen og næseblødning. De kliniske observationer kan evt.
suppleres med vurdering af concha-atrofi på slagtesvin eller obducerede grise.
2. Infektionsovervågning
Overvågning af prævalensen af grise, som er inficerede med toksinproducerende P. multocida, giver ikke alene information om forekomsten af nysesyge i en besætning, men giver tillige mulighed for en vurdering af risikoen for udvikling af klinisk nysesyge.
Bakteriologisk undersøgelse kan foretages på henholdsvis obducerede grise, hoveder fra
slagtede svin eller næsesvaberprøver udtaget fra 4-12 ugers grise i besætningen. Der kan
være forskellige indikationer for at foretage mikrobiologisk undersøgelse:
Påvisning og isolation af toksinproducerende P. multocida og B. bronchiseptica samt resistensbestemmelse med henblik på bekæmpelsesprogram.
Vurdering af bekæmpelsesprogram.
Vurdering af risiko for at få et nysesygeproblem i besætningen.
Forekomst af toksinproducerende P. multocida medfører risiko for udvikling af klinisk nysesyge ved 8 ugers alderen eller senere. Der er sammenhæng mellem høj isolationsrate af
toksinproducerende P. multocida og forekomst af klinisk nysesyge. Infektionsstatus i den enkelte besætning kan undersøges ved indsendelse af næsesvaberprøver fra 4-12 uger gamle
grise udtaget i perioden december-marts. Ved årlige undersøgelser vil der være mulighed for
at afsløre nysesygeinfektioner, inden de kliniske symptomer giver sig til kende og dermed
komme et besætningsudbrud i forkøbet. Profylakse i form af et vedvarende vaccinationsprogram vælges imidlertid ofte i stedet for systematisk mikrobiologisk overvågning.
Tolkning af resultater
Ved negative prøver er der stor sikkerhed for, at nysesyge ikke vil blive et problem i de
kommende måneder. Lav infektionsrate vil give anledning til afventen og evt. yderligere klinisk og mikrobiologisk overvågning. Høj infektionsrate (>30%) bør give anledning til iværksættelse af profylaktiske tiltag (vaccination).
Lungebetændelse hos svin
Lungebetændelse er som regel et problem, der ses efter fravænning. Klinisk kan billedet være præget af hoste og pusten. Forløbet kan være akut med dødsfald, mere protraheret eller
kronisk. De vigtigste former for lungesyge er ondartet lungesyge, mykoplasmalungesyge og
influenza. Andre luftvejsinfektioner kan imidlertid også være involverede jf. afsnit om PRRSV
og PMWS/PCV2 side 59 - 61.
Ondartet lungesyge
Akut forløb kan ses i alle aldersgrupper, hvor ingen eller ringe immunitet er til stede. Kroniske
tilfælde ses i besætninger med partiel immunitet. Patologisk-anatomisk ses typisk fibrinonekrotiserende pneumoni og fibrinøs pleuritis med prædilektion dorso-caudalt i diafragmalapperne. I kroniske tilfælde ses indkapslede nekroser og fibrøs pleuritis. Actinobacillus pleuropneumoniae (Ap) er årsag til ondartet lungesyge. Der er beskrevet 15 serotyper, der alle er
patogene, men erfaringer fra praksis har vist, at der kan være virulens- og patogenitetsforskelle mellem serotyper.
Prøvemateriale
Lunger og evt. tonsiller fra selvdøde/aflivede grise. Besætningsstatus kan belyses ved undersøgelse af blodprøver fra ca. 20 dyr pr. epidemiologisk enhed.
38
Organmateriale: Dyrkningsundersøgelse for Ap. Serotypebestemmelse varer normalt 2 dage.
I enkelte tilfælde kan serotypebestemmelse ikke foretages ved den sædvanlige rutinemetode
(objektglas-agglutination), hvorfor PCR typning eller immunodiffusion anvendes. I sådanne
tilfælde vil serotypebestemmelsen vare 2-8 dage, afhængig af serotypen. Der er udviklet
PCR-test til påvisning af serotype 1, 2, 3,
5. 6. 7, 8 og 12. Metoden kan også anvendes til direkte påvisning af disse serotyper i tonsiller/tonsilskrab.
Blodprøver: ELISA for serotyperne 2, 5, 6, 7, 8, 10 og 12 eller komplementbindingstest
(CF-test) for serotyperne 1, 3, 4, 9 og 11. Såfremt specielle ønsker ikke anføres, undersøges
der ved klinisk mistanke om ondartet lungesyge for serotype 2 og serotype 6. Undersøgelsen
varer 2-8 dage. I 2007 er der også introduceret Mix-ELISA til samtidig undersøgelse for serotyperne 2, 6 og 12.
Behov for kendskab til forekomst af de forskellige serotyper afhænger af besætningsstatus
og må derfor vurderes i hvert enkelt tilfælde. Serotype 2 er langt den hyppigste og mest betydningsfulde serotype i Danmark. Den sikreste måde at påvise hvilken serotype, der er involveret i en besætning, er ved dyrkning fra forandret lungevæv. Undersøgelse af tonsiller/tonsilskrab ved PCR kan være relevant, hvis der optræder enkelte seroagenter i SPFbesætninger. Det anbefales at kontakte laboratoriet for nærmere aftale inden prøveudtagning.
Serologisk undersøgelse kan indirekte belyse, hvilken serotype der findes i en besætning,
infektionens udbredelse samt grad af immunitet. CF-titre >10 regnes for positive. Grænseværdier for ELISA afhænger af serotypen.
Kendskab til serotype er nødvendig ved valg af vacciner baseret på helceller, fordi vaccination kun giver beskyttelse mod homolog serotype. Det er derimod ikke nødvendigt ved anvendelse af vacciner baseret på virulensfaktorer, der er fælles for serotyperne. De serotypespecifikke serologiske metoder kan ikke anvendes til at vurdere vaccinationsrespons.
I Danmark er der isoleret 10 af de 15 forskellige Ap-serotyper fra lungemateriale. Oprindelig
var serotype 2 helt dominerende i Danmark, men for mange år siden skete der en forskydning mod andre serotyper, ligesom nye blev introduceret, antagelig ved import af avlsdyr fra
udlandet. Kendskab til Ap-serotyperne har stor betydning i epidemiologisk og profylaktisk
henseende. Den relative forekomst af Ap-serotyper på materiale indsendt til DFVF i 2007
fremgår af tabel 4. Fordelingen mellem serotyper har været ret stabil de seneste 15 år.
Tabel 4. Forekomst af Ap-serotyper i Danmark i 2007
Serotype
Antal isolater
% af isolater
1
2
240
68
3
4
5
7
2
6
85
24
7
6
2
8
5
1
9
10
11
12
10
3
13
14
15
Immunitetsforhold
Naturlig infektion med én serotype kan beskytte mod andre serotyper. Denne immunitet er
ikke absolut og vil være aftagende med tiden, hvorfor der på et tidspunkt kan ske infektion
med en anden eller evt. samme serotype.
I forbindelse med gennemførelse af et vaccinationsprogram mod ondartet lungesyge er det
gavnligt at have kendskab til forekomst af de forskellige serotyper i besætningen.
Smittespredning mellem besætninger sker i overvejende grad med inficerede dyr, og Ap
findes i udstrakt grad på tonsillerne hos raske svin. Det er derfor vigtigt at kende Ap-status i
såvel leverandør- som modtagerbesætning. Introduktion af en ny serotype i en besætning
indebærer risiko for udbrud af ondartet lungesyge, hvilket kan få alvorlige produktionsmæssige og dermed økonomiske konsekvenser.
39
Sundhedsdeklaration
SPF-systemet var oprindeligt fri for alle Ap-typer, men gennem årene er de fleste SPFbesætninger blevet inficeret med én eller flere serotyper. Der er stadig besætninger (især
avlsbesætninger, rød SPF), som er fri for alle serotyper, men de fleste SPFproduktionsbesætninger er inficerede med Ap serotype 6 og 12, som i praksis har vist sig
mindre patogene end serotype 2. Forekomst af en eller flere Ap-typer fremgår af besætningens SPF-statusbetegnelse. Serotyperne 3, 4, 9, 11 og 13 er ikke påvist i Danmark.
Det er ikke muligt på klinisk grundlag alene at få et sikkert mål for Ap-status i en besætning. Bemærkninger fra slagteriet giver en vis information om infektionsniveauet, og høje frekvenser af brysthindear (30-50 %) på slagtetidspunktet ses ofte i problembesætninger.
Serologisk overvågning er et vigtigt redskab til kontrol for specifikke serotyper i besætningerne. Intensiteten for prøveudtagning må fastlægges efter behovet i det enkelte tilfælde;
men eksempelvis vil undersøgelse af 20 blodprøver kunne give et rimeligt indtryk af infektionsstatus, jf. afsnit om stikprøvestørrelser side 24. I SPF-systemet er der fastlagt klare retningslinier for blodprøveomfang.
Serologiske reaktioner bør suppleres med undersøgelser af lunger fra enten selvdøde/aflivede dyr eller fra slagterimateriale. Dette skyldes bl.a. det forhold, at der forekommer
serologiske krydsreaktioner mellem serotyperne 3, 6 og 8, mellem 4 og 7 samt mellem 1, 9
og 11. Ligeledes kan der ikke forventes høj seroprævalens for alle serotyper, hvis besætningen er inficeret med mere end én serotype. Typebestemmelse af Ap, som er isoleret fra
pneumoniske lunger er derimod serotypespecifik. Tonsiller eller tonsilskrab kan undersøges
ved serotypespecifik PCR for serotyperne 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8 og 12. I den forbindelse bør man
være opmærksom på kontaminationsrisiko, hvis materialet udtages på slagteriet.
Mykoplasmalungesyge
Kliniske tegn er hoste og enzootisk optrædende lungebetændelse hos svin efter fravænning.
Patologisk-anatomisk ses katarrhalsk bronchopneumoni i cranio-ventrale lungeafsnit. Mycoplasma hyopneumoniae, som er svinespecifik, er årsag til enzootisk pneumoni. Pneumoni
forværres ofte med samtidig bakteriel infektion, især med Pasteurella multocida og Ap.
Prøvemateriale
Fortættet lungevæv fra angrebne grise eller ca. 20 blodprøver pr. epidemiologisk enhed .
Såfremt specielle ønsker ikke anføres, udføres følgende undersøgelser rutimenæssigt: Lunger fra SPF-besætninger undersøges for M. hyopneumoniae ved immunofluorescens (IF).
Dyrkning udføres på materiale fra røde SPF-besætninger. (Besætningsstatus: "Rød
SPF-besætning" skal fremgå af indsendelsesblanketten). Ved dyrkningsundersøgelse vil evt.
forekomst af Mycoplasma hyorhinis eller Mycoplasma flocculare blive identificeret.
Materiale fra konventionelle svinebesætninger og mykoplasma-inficerede SPFbesætninger (tidligere MS-besætninger) undersøges ikke rutinemæssigt for M. hyopneumoniae. IF-test vil dog blive udført, såfremt specifikt ønske herom anføres. Immunofluorescensundersøgelsen tager 2-4 døgn, mens undersøgelsestiden ved dyrkning er 2-4 uger.
Vurdering af infektionsniveauet i en besætning kan foretages ved gennemførelse af ”udvidet sundhedskontrol” (USK) af lunger fra slagtesvin. Dyrlægen anmoder slagteriet om at
sende lunger fra besætningen til DTU Veterinærinstituttet, som foretager registrering af de
patologiske forandringer og sender en samlet oversigt over resultaterne til besætningsdyrlægen. Se endvidere vejledning om indsendelse og priser for USK under Dyrlægens indgang
på DTU Veterinærinstituttets hjemmeside. www.vet.dtu.dk/Dyrlægens indgang/USK Udvidet
Sundhedskontrol.
Blodprøver: Undersøgelse for antistoffer mod M. hyopneumoniae ved ELISA. Undersøgelsen tager 2-8 dage.
M. hyopneumoniae findes vidt udbredt i konventionelle svinebesætninger. SPF-besætninger
er fri for M. hyopneumoniae og overvåges for frihed ved hjælp af klinisk observation (hoste)
og ved løbende serologiske undersøgelser. M. hyopneumoniae er den hyppigste rein-
40
fektionsårsag i SPF-besætninger og en af årsagerne kan være, at der kan gå lang tid, fra infektionen introduceres i besætningen, til M. hyopneumoniae påvises.
Infektion med M. hyopneumoniae forværrer forløbet af andre luftvejsinfektioner og disponerer for sekundær bakteriel pneumoni, oftest fremkaldt af P. multocida men også streptokokker, stafylokokker, arkanobacterium pyogenes og Ap påvises hyppigt.
Mykoplasmalungesyge kan optræde i forøget omfang i besætninger med udbrud af svineinfluenza og PRRS. Det vil bl.a. af differentialdiagnostiske grunde være fordelagtigt at kende
prævalensen af mykoplasmasmittede dyr i besætningen. Ligeledes vil det være væsentligt at
kende prævalensen af pneumonier forårsaget af M. hyopneumoniae hos ungsvin samt forekomst af sekundære bakterielle infektioner. Herigennem muliggøres samtidig overvågning af
resistensmønstre for de hyppigst forekommende bakterier ved pneumoni hos ungsvin.
Ved regelmæssige serologiske undersøgelser samt undersøgelser af lunger fra slagtesvin
(USK) kan der opnås kendskab til infektionsniveauet, hvilket kan have betydning i forbindelse
med omsætning af avlsdyr. I specielle situationer, hvor mykoplasmalungesyge søges forebygget eller helt elimineret, vil det være vigtigt at overvåge forekomsten af smittede dyr. Vurdering af infektionsniveauet er blevet aktualiseret efter markedsføring af vacciner mod M.
hyopneumoniae i Danmark.
Svineinfluenza
De kliniske symptomer ved akut svineinfluenza er feber, anoreksi, konjunktivitis og hoste af
4-6 dages varighed i ukomplicerede tilfælde. Derudover kan der i sobesætninger forekomme
reproduktionsproblemer med abort i den akutte fase, omløbning og manglende brunst i en
periode på op til 2 måneder. Infektionen er her i landet oftest forårsaget af 3 subtyper af svineinfluenzavirus (H1N1, H1N2 og H3N2). Den H1N2, der findes i Danmark er forskellig fra
de H1N2 subtyper, der er fundet i England og andre europæiske lande, og er formodentlig
dannet ved reassortment mellem danske H1N1 og H3N2 typer. Virus optages og udskilles
via luftveje, hvor infektionen hovedsagelig begrænser sig til det respiratoriske epithel i bronchioler og alveoler. Patologisk-anatomisk ses lobulære pulmonale fortætninger med interstitielt ødem og svulst af de lokale lymfeknuder.
Svin, der er udsat for stresspåvirkninger, er meget modtagelige for infektionen. De forskellige influenzavirus subtyper giver ikke fuld beskyttelse over for hinanden.
Akut udbrud, med hurtig spredning og med reproduktionsproblemer i soholdet, ses i besætninger uden specifik immunitet. Virus vil kunne persistere i enkelte dyr, som herefter vil
smitte nyindkøbte grise (slagtesvinebesætninger) uden specifik immunitet. Resultatet kan
blive et atypisk "kronisk" forløb, hvor kun enkelte aldersgrupper af dyr bliver klinisk syge (typisk 4-6 måneder gamle slagtesvin uden maternelle antistoffer). Influenzavirus har en immunosuppressiv effekt og kan derved give anledning til opblomstring af infektioner med andre
luftvejspatogener.
Prøvemateriale
Det bedst egnede materiale er lungevæv (diafragmalappen) fra akut syge dyr, alternativt
næsesvaberprøver fra 5-8 akut syge grise. Svaberne anbringes mindst 2-3 minutter i næsehulen og forsendes i ca. 1 ml fysiologisk saltvandsopløsning. Blodprøver fra ca. 20 slagtesvin (4-6 måneder gamle), eller parrede blodprøver fra søer udtaget med 2-3 ugers mellemrum. Det kan være vanskeligt at adskille de forskellige subtyper ved serologi grundet krydsreaktioner.
Lungemateriale, næsesvaberprøver: Påvisning af virus ved real-time RT-PCR. Positive isolater kan subtypes ved RT-PCR. Blodprøver: Påvisning af antistoffer overfor H1N1 og H3N2
ved hæmagglutinations-inhibitions (HI) test. Undersøgelse for H1N2 ved HI test foretages
også, hvis rekvirenten anfører specifikt ønske om dette. Analysetid for RT-PCR er 2-5 dage
og for antistofpåvisning 3-8 dage.
41
Påvisning af virus i lungemateriale eller næsesvabere er udtryk for en aktiv infektion. Antistoffer i enkeltblodprøver fra søer kan ikke med sikkerhed relateres til et akut udbrud på
grund af infektionens almindelige udbredelse. I stedet kan anvendes parrede blodprøver, udtaget med 2-3 ugers mellemrum. Anderledes forholder det sig med blodprøver fra 4-6 måneder gamle svin, hvor man kan se bort fra evt. tilstedeværende maternelle antistoffer, der er
forsvundet omkring 16 ugers alderen. Serumtitre >64 i denne aldersgruppe kan anses for at
være resultat af en aktiv infektion. Vedrørende parrede blodprøver vurderes en stigning i antistoftiter på mindst 4-fold normalt som tegn på en akut infektion. PRRS-virus er en differentialdiagnostisk mulighed i relation til influenza, og undersøgelse for PRRS bør overvejes ved
klinisk mistanke om influenza.
PCR-luftvejspakke til undersøgelse for virus og mykoplasmer
Veterinærinstitutttet tilbyder en PCR-luftvejspakke til undersøgelse af lungeinfektioner hos
svin. Pakken indeholder undersøgelser for:
Svineinfluenza virus (SIV)
Porcint circovirus type 2 (PCV2)
Mycoplasma hyopneumonia
og hvis det tilvælges aktivt:
Porcint reproduktions og respirationssyndrom virus (PRRSV, EU og US type)
Agens påvises ved PCR, dvs. påvisning af specifikke sekvenser af RNA/DNA. Der anvendes
real-time PCR, som i forhold til traditionel PCR er hurtigere, billigere, mere sikker, og som giver mulighed for kvantitative eller semi-kvantitative resultater. Dette indebærer, at der kan
opnås en lavere pris pr. analyse ved et større antal prøver. Luftvejspakken udføres på prøver
fra 3, 6 eller 9 dyr pr. besætning.
De fire luftvejsagens er udvalgt, fordi det er specifikke agens af differential diagnostisk betydning, og de kan ikke erkendes med sikkerhed ved almindelig makroskopisk undersøgelse.
Luftvejspakken kan derfor være et nyttigt værktøj til belysning af årsagsfaktorer ved akutte
luftvejslidelser. Ved at undersøge lungevæv fra et større antal dyr opnås en betydelig større
sikkerhed for at påvise de involverede infektioner.
Prøvemateriale
Lungestykker, ca. 3x3x3 cm, udtaget fra den cranioventrale del og emballeret i hvert sit bæger eller i egnede prøverør. Sendes nedkølet eller gerne frosset.
Såfremt der også ønskes bakteriologisk undersøgelse, anbefales indsendelse af hele lunger
eller større lungedele. Laboratoriet vil så udtage egnede stykker til henholdsvis PCR og bakteriologisk undersøgelse. Frysning af materiale er ikke fordelagtigt til den bakteriologiske undersøgelse.
Undersøgelser for virus og M. hyopneumoniae foretages ved real-time PCR. Indholdet af
PCV2 foretages som kvantitativ PCR og angives som henholdsvis massiv, moderat, lav eller
ikke påvist. Undersøgelsen for Influenza inkluderer ikke typebestemmelse, men dette kan rekvireres efterfølgende. PRRS virus differentieres i EU- og US-type. Svartid for luftvejspakken
er 1-3 dage.
Bakteriologisk undersøgelse udføres ved traditionel dyrkning og resistensbestemmelse af
påviste patogene bakterier. Hvis relevant undersøges der tillige for Haemophilus parasuis
ved PCR. De bakteriologiske undersøgelser faktureres særskilt.
Husk at afkrydse, hvis du ønsker prøven undersøgt for PRRSV. PRRSV-undersøgelse faktureres til Fødevarestyrelsen, som i givet fald modtager kopi af laboratoriesvaret, jf. PRRSbekendtgørelsen, BEK nr. 314 af 26.04.1994.
42
Mave-tarmlidelser hos svin
Diarré hos pattegrise
Diarré hos pattegrise vil ofte være infektiøst betinget, og de vigtigste agens er Escherichia
coli, Clostridium perfringens type C og A, rotavirus og Isospora suis.
Patologisk-anatomisk ses ved infektioner med enterotoksigene E. coli (ETEC) katarrhalsk eller evt. hæmorrhagisk enteritis. Spædgrise vil som regel have mælkefyldt ventrikel. Hæmorrhagisk nekrotiserende enteritis hos spædgrise vil ofte være patognomonisk for tarmbrand
forårsaget af C. perfringens type C. Subakut til kronisk nekrotiserende enteritis kan forårsages af C. perfringens type C hos pattegrise op til ca. 3 ugers alder. Betydning af C. perfringens type A er mere usikker, da bakterien er almindeligt forekommende i tarmen hos raske
grise i alle aldersgrupper. C. perfringens type A påvises imidlertid jævnligt i forbindelse med
spædgrisediarré, hvor andre årsager ikke har kunnet identificeres.
I. suis kan fremkalde gullig, fedtet diarré og utrivelighed (coccidiose) hos grise i alderen 14 uger, dog hyppigst i 2.-3. leveuge. I samme aldersgruppe kan Cryptosporidium spp. optræde som et potentielt patogen, hvis betydning dog stadig er usikker. Prævalensen af cryptosporidier er størst i 3-6 ugers alderen, men den kliniske betydning er begrænset i denne
alder, hvorimod grise i 1-2 ugers alderen kan få diarre med et alvorligere forløb.
Prøvemateriale
Der indsendes hele kadavere af 2-4 ubehandlede grise med karakteristisk sygdomsforløb.
Rectumprøver fra 2-4 dyr eller stiprøver fra 5-10 kuld kan anvendes. Svaberprøver kan kun
benyttes til undersøgelse for E. coli, men tarmsæt eller hele kadavere anbefales.
Ved indsendelser til laboratorieundersøgelse, skal det anføres hvilke agens, der ønskes undersøgt for, idet prisen afhænger af antallet af analyser. Fra januar 2006 gælder dette både
for småprøver og kadavere/organer. Såfremt der ved undersøgelse af organmateriale opstår
behov for at foretage andre analyser end forventet, vil laboratoriet orientere indsender herom. Af tabel 5 fremgår de mest relevante aldersgrupper for de forskellige agens af betydning
for diarré hos grise. E. coli isoleres ved dyrkning. Ved renkultur eller ved massiv forekomst af
colibakterier udføres serotypning på rendyrkede isolater (typerne O8, O45, O64, O101,
O138, O139, O141, O149 og O157). På enteropatogene serotyper udføres resistensbestemmelse. Foruden den rutinemæssige O-typning kan laboratoriet efter aftale undersøge for
følgende E. coli virulensfaktorer ved PCR: Fimbrietyperne F4, F5, F6, F18, F41 og enterotoksinerne LT og ST (varmelabilt og varmestabilt toksin) samt verotoksinet VT2e.
Tarmbrand (C. perfringens type C) påvises ved dyrkning samt toksinpåvisning ved ELISA
eller PCR. Efter anmodning fra indsender kan der undersøges for C. perfringens type A ved
dyrkning og toksintypning ved PCR.
Rotavirus påvises ved ELISA.
I. suis påvises ved flotation af fæcesprøver/tarmindhold (McMaster teknik). Optimal aldersgruppe for laboratorieundersøgelse for I. suis er 10-14 dage, bedst fra grise med diarré.
For en afklaring af evt. forekomst af I. suis i besætningen bør der tages fæcesprøver fra 3-5
forskellige kuld og fra 3-5 grise pr. kuld (fæcespool pr kuld). Der undersøges kun for cryptosporidier efter specifik anmodning.
Analysetid er:
E. coli inkl. serotypning og MIC
E. coli virulensfaktorer
C. perfringens inkl. toksintypning
Isospora suis
Rotavirus
2-5 dage
2-8 dage
2-5 dage
2-3 dage
2-5 dage
43
I nogle tilfælde vil laboratorieundersøgelsen lede til en konklusiv diagnose. I andre tilfælde vil
der være tale om laboratoriefund, der af klinikeren skal sættes ind i en helhed. Falsk negativt
laboratorieresultat kan fremkomme ved insufficient materiale, som f.eks. efter antibiotikabehandling. Tarmbrand (Cl. perfringens type C) undersøges som hovedregel kun på organmateriale, fordi det er hensigtsmæssigt at vurdere patologi og bakteriologi samlet.
Enteropatogene E. coli tilhører særlige serogrupper, hvoraf der undersøges for de mest
almindelige, som er typerne O8, O45, O64, O138, O139, O141, O149 og O157. Isolater af E.
coli, som ikke tilhører disse serogrupper, betegnes som type - (type minus). Virulensfaktorundersøgelse ved PCR er imidlertid en mere præcis metode til vurdering af E. coli isolaters
potentielle patogenitet. E. coli diarré hos pattegrise forårsages hyppigst af F4-positive E. coli,
først og fremmest serogruppe O149, som imidlertid også er meget hyppigt forekommende
ved fravænningsdiarré. Fimbrietype F18 forekommer derimod næsten udelukkende efter fravænning (type O138, O139, O141). Fimbrietyperne F5, F6 og F41 er betydeligt sjældnere.
F5 og F6 forekommer næsten udelukkende hos spædgrise. Virulensundersøgelse af E. coli
fra pattegrise foretages kun, såfremt det rekvireres af indsender.
Tabel 5. Oversigt over de mest relevante aldersgrupper
Agens
C. perfringens type A
C. perfringens type C
E. coli
Salmonella
Lawsonia
Brachyspira spp.
Coccidier
Rotavirus
Alder
< 7 dage
1 dag – 3 uger
< 8 uger (evt. ældre)
> 8 uger
> 8 uger (evt. yngre)
> 8 uger
5 dage til 3 uger
3 dage - 3 uger og efter fravænning
E. coli fravænningsdiarré og ødemsyge
E. coli betinget diarré er et hyppigt problem hos grise i første og anden uge efter fravænning.
Der ses vandig diarré, dehydrering, nedstemthed og dødsfald. Ødemsyge optræder også typisk i samme periode, men er dog noget sjældnere forekommende i Danmark. Typiske
symptomer ved ødemsyge er hævede øjenlåg og subcutane ødemer i hoved- og halsregion.
Der optræder CNS-forstyrrelser varierende fra usikker stiv bevægelse og slingerhed til kramper og lammelse. Både ved fravænningsdiarré og ødemsyge kan der optræde perakutte tilfælde med dødsfald, inden karakteristiske symptomer når at vise sig. Begge lidelser kan også forekomme hos ældre grise, helt op til 30-35 kg i forbindelse med foderskift og flytning.
Fravænningsdiarré og ødemsyge skyldes opformering i tarmen af enterotoksigene E. coli
(ETEC), som er beslægtede, men som har forskellige kombinationer af virulensfaktorer
(fimbrier og toksiner). Fimbrietyperne F4 eller F18 bevirker adhæsion til tarmepithelet, enterotoksinerne LT og ST forårsager diarré mens verotoksin 2e (VT2e) er ansvarlig for udvikling
af ødemsyge. En række disponerende faktorer har betydning for forekomst af disse sygdomme, som kan være meget tabsvoldende.
Prøvemateriale
Ved fravænningsdiarré indsendes hele kadavere, tarmstykker eller fæcesprøver. Der vil ofte
være massiv vækst af ETEC, men i forbindelse med antibiotikabehandling kan undersøgelsen kompromitteres. Ved ødemsyge indsendes kadavere eller hele tarmsæt inkl. tyktarm,
idet der ofte er relativ svag vækst af verotoksigene E. coli i tarmen, som nogle gange isoleres
fra tyndtarm og andre gange fra tyktarm. Meningitis er en differentialdiagnostisk mulighed til
ødemsyge, hvilket indebærer, at hele kadavere kan være at foretrække til laboratorieundersøgelse.
Patologisk-anatomisk vurdering, aerob bakteriologisk dyrkning, serotypning og MIC af patogene E. coli. Der undersøges for serogrupperne O8, O45, O64, O138, O139, O141, O149 og
44
O157. Ved mistanke om ødemsyge er det nødvendigt for en afklaring, at der foretages virulensfaktorundersøgelse ved PCR for fimbrietype F18 og toksinerne LT, ST1, ST2 og VT2e.
Fravænningsdiarré skyldes opformering i tarmen, som producerer fimbrietype F4 eller F18
samt enterotoksin LT og/eller ST. Den hyppigste type er O149, dernæst følger O138. Der
ses akut vandig diarré og pludselige dødsfald. Patologisk-anatomisk ses kataralsk - eller kataralsk-hæmoragisk enteritis.
Ødemsyge skyldes opformering i tarmen med E. coli, som producerer fimbrietype F18 og
verotoksin VT2e. Den mest almindelige O-type ved denne sygdom er O139 og i sjældne tilfælde O138, O141 eller andre. Der ses pludselige dødsfald, slingerhed og ataksi og ofte
ødem i pande og øjelåg. Patologisk-anatomisk kan der ses ødem i ventrikelvæg og i colonspiralens krøs, men disse "patognomoniske" forandringer er ikke konstante. E. coli, som
producerer både F18 fimbrier, verotoksin VT2e samt enterotoksiner (LT og/eller ST) vil som
regel medføre diarré og kun sjældent kliniske tegn på ødemsyge. Specielt E. coli O138 og
O141 er ofte positive for både F18, VT2e og LT/ST, og det kliniske billede vil typisk være diarré.
Ved mistanke om ødemsyge er det nødvendigt at foretage virulensfaktorundersøgelse,
fordi der ved typisk ødemsyge kun påvises F18 og VT2e (negativ for LT/ST). Det skal bemærkes, at man i SPF-sundhedskontrollen definerer ødemsyge som forekomst af E. coli, der
er positive for F18 og VT2e og negative for LT/ST. I besætninger, hvor der optræder E. coli,
som både har egenskaberne F18, VT2e og enterotoksin LT/ST (oftest O138 eller O141), vil
der kunne forekomme symptomer på ødemsyge, men det dominerende kliniske billede vil
som regel være diarré.
Analysetid for dyrkning, serotypning og resistensbestemmelse er 2-5 dage og for virulensfaktorundersøgelse yderligere 2-4 dage.
Ungsvin, slagtesvin og avlsdyr
De hyppigste tarmlidelser hos slagtesvin og avlsdyr er af infektiøs/smitsom art. Det drejer sig
om svinedysenteri, proliferativ enteropati, intestinal spirokætose og salmonellose. Tarmlidelser kan endvidere være diætetisk betinget som f.eks. i forbindelse med blødende mavesår
og uspecifik diarré, eller af ukendt årsag som f.eks. universel tarmblødning.
Svinedysenteri og spirokætal diarre
Svinedysenteri forårsages af Brachyspira (tidligere Serpulina) hyodysenteriae, der hyppigst
angriber ung- og slagtesvin; men bakterien kan dog også forekomme hos grise helt ned til 3
ugers alderen. Ved akutte udbrud er de kliniske symptomer tynd, grålig fæces med blod- og
slimtilblanding, utrivelighed og dehydrering evt. afsluttende med død. I kronisk inficerede besætninger er symptomerne vanskeligere at erkende. Ofte er kun enkelte grise påvirkede med
løs fæces og let utrivelighed, reduceret tilvækst og foderudnyttelse. Patologisk-anatomisk
ses fibrinøs eller nekrotiserende typhlo-colitis med forøget slimbelægning på mucosa. Tarmindholdet kan være mere eller mindre blodtilblandet. Brachyspira pilosicoli kan forårsage en
mildere form for diarre, der typisk er uden blod- og slimtilblanding. Patologisk-anatomisk ses
kataralsk colitis.
Prøvemateriale
Organmateriale skal omfatte colon og coecum. Rectalsvaberprøver (kulsvabre) eller fæcesprøver kan også anvendes til dyrkningsundersøgelse. Tarm og fæces bør nedkøles før
og under forsendelse. Såfremt der ønskes undersøgelse ved FISH (flourescens in situ hybridisering) skal der udtages stykker af colon på ca. 2 x 2 cm kort efter aflivning af grisen. Disse
tarmstykker lægges i formalin og indsendes sammen med tarmsæt/tyktarm til DTU Veterinærinstituttet, som derefter kan foretage både dyrkning og undersøgelse ved FISH.
45
Dyrkning og isolation af B. hyodysenteriae og B. pilosicoli (6-10 dage) efterfulgt af resistensbestemmelse (2-4 dage). Svagt hæmolyserende spirokæter vokser på de samme substrater,
og ved fund af disse foretages differentiering mellem B. hyodysenteriae og B. pilosicoli ved
PCR. I nogle tilfælde optræder der blandingskulturer, som gør det vanskeligt at rendyrke spirochæterne. Dette kan medføre forlængelse af undersøgelsestiden. På formalinfikseret colon foretages undersøgelse ved FISH for B. hyodysenteriae og B. pilosicoli, i undtagelsestilfælde evt. også B. intermedius og B. innocens. Undersøgelsestiden er 4-10 dage.
Ved påvisning af kraftigt hæmolyserende B. hyodysenteriae er besætningen inficeret med
svinedysenteri. Spirokæter kan ved biokemiske metoder inddeles i 4 grupper: gruppe I =
Brachyspira hyodysenteriae (svinedysenteri), gruppe II = Brachyspira intermedia med usikker betydning, gruppe III som anses for at være apatogene (indeholder bl.a. Brachyspira innocens) og gruppe IV = Brachyspira pilosicoli. Ved anvendelse af FISH kan spirochæternes
mængde og placering i vævet vurderes, og der kan også ved denne metode differentieres
mellem de forskellige typer af spirochæter. Ved de rutinemæssige undersøgelser skelnes der
mellem B. hyodysenteriae, B. pilosicoli og fund af disse anføres specifikt i laboratoriesvaret.
Kun ved massiv forekomst af andre svagt hæmolyserende spirochæter end B. pilosicoli, vil
disse blive analyseret nærmere ved FISH eller PCR og anført i laboratoriesvar.
B. hyodysenteriae kan være til stede i en kronisk inficeret besætning uden at give sig tydeligt
til kende med kliniske symptomer. Dårlig foderudnyttelse og lav tilvækst samt let løs fæces
hos enkelte grise kan være de eneste symptomer.
Den vigtigste smittekilde er introduktion af latente smittebærere i en besætning. Ved introduktion af sunde grise til en inficeret besætning kan der ses akut udbrud af svinedysenteri
hos de nyankomne grise. I forbindelse med handel med grise er det derfor vigtigt at kende
både leverandør- og modtagerbesætningens status med hensyn til svinedysenteri.
Besætningens status må vurderes over en længere periode f.eks. 6 måneder. I observationsperioden foretages klinisk registrering af diarré, prøveudtagning og obduktion af døde
grise. Der tages jævnligt prøver fra grise i aldersgruppen 2-6 måneder (fæcesprøver eller
rectalkulsvabere). Prøverne tages så vidt muligt fra grise med diarré eller løs fæces. Colon
og coecum indsendes fra døde grise. Ved vurdering af en besætnings status er det vigtigt at
tage højde for evt. forudgående behandling. Undersøgelse for dysenteri vil ofte være problematisk 2-3 uger efter behandling af grisene. Ved mistanke om dysenteri i en SPFbesætning gælder der særlige regler for afklaring af besætningens status.
Proliferativ enteropati (regional tarmlidelse)
Proliferativ enteropati er en fællesbetegnelse for en gruppe af lidelser forårsaget af Lawsonia
intracellularis. Lidelserne kan inddeles i 4 grupper efter de patologiske forandringer: a) porcin
intestinal adenomatose (PIA), b) nekrotiserende enteritis (NE), c) regional ileitis (RI) og d)
proliferativ haemorrhagisk enteropati (PHE). Proliferativ enteropati afficerer som hovedregel
de bagerste 1-2 meter af tyndtarmen. Fælles for de forskellige manifestationer af sygdommen er en fortykket adenomatøs slimhinde, hvori Lawsonia intracellularis kan påvises intracellulært i tarmepithelcellerne ved immunhistokemisk undersøgelse. Der kan desuden påvises specifikke antistoffer mod bakterien i blodprøver ved ELISA. Bakterier kan ikke dyrkes på
traditionelle dyrkningsmedier, men kan dyrkes i cellekultur til eksperimentelle undersøgelser.
Bakterien er vidt udbredt i danske svinebesætninger, men forhold omkring smitte, epidemiologi og bekæmpelse er endnu relativt uafklarede.
Porcin intestinal adenomatose (PIA), nekrotiserende enteritis (NE) og regional ileitis
(RI)
Sygdommen rammer især aldersgruppen fra 1½ - 5 måneder. Der ses utrivelighed og vekslende grålig diarré hos enkelte eller flere grise i en sti (PIA). I lettere tilfælde kan de makroskopiske forandringer være meget begrænsede, og det kan være nødvendigt at foretage histologiske undersøgelser for at bekræfte diagnosen. I andre tilfælde er der makroskopisk er-
46
kendelig proliferation af mucosa, og hvis tilstanden er kompliceret med nekrose i slimhinden,
ses kraftigere symptomer og kronisk utrivelighed evt. med blodtilblandet fæces med små
stykker nekrotisk slimhinde (NE), og ofte forekommer der dødsfald. Regional ileitis (RI) er betegnelsen for en tilstand, ved hvilken ileum er kraftigt fortykket som følge af hypertrofi af muskellaget. Der er formentlig tale om en afhelet form for profilerativ enteritis. Tilstanden optræder som et tilfældigt slagtefund.
Proliferativ haemorrhagisk enteropati (PHE)
Klinisk karakteriseret ved akut optræden, evt. let forhøjet temperatur og blodige tarmudtømmelser med blodkoagler. Optræder fortrinsvis hos gylte og 1. lægs søer, men kan også
forekomme hos yngre grise. Der er ansamling af koaguleret blod i den bageste del af jejunum og i ileum samt evt. også i coecum og colon. Ileumslimhinden er mere eller mindre fortykket, og der er epithelcelleproliferation. Da blødningerne kun er lokaliseret til den bageste
del af tyndtarmen og evt. coecum-colon, bruger man som dansk navn for sygdommen betegnelsen regional tarmblødning.
Prøvemateriale
Det anbefales at indsende både ileum, coecum og colon samt gerne formalinfikserede tarmstykker (stykker på 2 cm. afklippet 3 forskellige steder). Til serologisk undersøgelse sendes
ustabiliserede blodprøver, og det anbefales at indsende 20 blodprøver udtaget fra forskellige
aldersgrupper (8-15 uger) i besætningen.
Laboratorieundersøgelser
Patologisk og histologisk undersøgelse af tarm, herunder påvisning af Lawsonia intracellularis ved immunhistokemi. Lawsonia intracellularis kan endvidere påvises ved PCR (polymerase chain reaction) på tarmindhold og fæces. Serologisk undersøgelse af blodprøver foretages ved ELISA.
De nævnte tilstande har som fælles træk de adenomatøse forandringer og apikalt lejrede
bakterier i ileumslimhindens kryptepithel. De opfattes derfor som forskellige manifestationer
af samme sygdom, mellem hvilke der er overgangsformer. Forandringer ses ligeledes ofte i
bageste del af jejunum samt i coecum og colon.
Ved histologisk undersøgelse ses proliferative forandringer i mucosa og sølvpositive, intracellulært beliggende stavbakterier. Lawsonia intracellularis påvises ved immunofluorescensfarvning af tarmsnit ved brug af monoklonale antistoffer. Ved PCR på fæces kan klinisk- og
subklinisk inficerede dyr udpeges.
I nogle tilfælde kan der forekomme lignende fortykkelser af slimhinden, med eller uden
nekrose, uden samtidig forekomst af Lawsonia intracellularis. Nyere undersøgelser på DTU
Veterinærinstituttet har vist, at tarmen i sådanne tilfælde kan være massivt inficeret med procint circovirus type 2 (PCV2), som også er involveret i sygdommene PMWS og PDNS. Ved
fund af nævnte slimhindeforandringer uden forekomst af Lawsonia intracellularis, vil der som
hovedregel blive foretaget undersøgelse for PCV2. Det anbefales dog, at indsender rekvirerer PCV2 specifikt på indsendelsesblanketten.
Ved serologisk undersøgelse af grise i forskellige aldersgrupper kan der opnås en antistof-profil, som kan klarlægge tidspunkt for smittespredning. Dette er vigtigt i forbindelse med
fastlæggelse af optimalt tidspunkt for vaccination eller medicinsk behandling. Grisene udvikler antistoffer mod Lawsonia intracellularis 2-3 uger efter infektion.
Universel tarmblødning
Ætiologien ved universel tarmblødning/intestinal haemorrhagisk syndrom er ukendt, men muligvis associeret med foderets sammensætning og/eller dårlig hygiejne i fodertrug og rørsystem. Universel tarmblødning rammer grise i alderen 4-6 måneder. Klinisk viser sygdommen
sig ved kraftig kolik og et perakut forløb, hvor grisen dør indenfor få timer. Ved obduktion ses
hele tyndtarmen højrød, luftudspilet (ballongris) og med ukoaguleret blod i hele tyndtarmens
længde samt i tyktarmen. Tyndtarmsslimhinden er ikke fortykket, men slap og tynd. Ventriklen er oftest fyldt.
47
Prøvemateriale
Tarmsæt inkl. ventrikel.
Diagnosen stilles på grundlag af patologiske forandringer og anamnesen. Da de makroskopiske forandringer i nogle tilfælde kan ligne forandringerne ved proliferativ enteropati, kan der
foretages undersøgelse for Lawsonia intracellularis ved PCR på fæces og immunohistokemi
på formalinfikserede tarmsnit.
PCR-diarrepakke til undersøgelse for patogener hos smågrise og ungsvin
Veterinærinstituttet tilbyder fra den 1. juni 2009 en diarrepakke til undersøgelse af fæcesprøver i forbindelse med diarreproblemer blandt fravænnede grise og ungsvin. Undersøgelserne
udføres ved kvantitativ PCR på fire fæcesprøver og indeholder undersøgelse for følgende
agens:
x
x
x
x
x
E. coli fimbrietype F4 (tidl. K88)
E. coli fimbrietype F18
Lawsonia intracellularis
Brachyspira pilosicoli
Porcint circovirus type 2 (PCV2)
Agens påvises ved PCR, dvs. påvisning af specifikke sekvenser af DNA/RNA direkte fra fæcesprøverne. Der anvendes en Real-time PCR, der i forhold til traditionel PCR er hurtigere,
billigere og mere sikker. Dette indebærer, at der kan opnås en lavere pris pr. analyse ved et
større antal prøver. Endvidere har vi udviklet og valideret disse PCR til at kunne angive kvantitative mål for indhold af de pågældende agenser i fæces.
Prøvemateriale
4 fæcesprøver á minimum 5 gram, udtaget fra rectum eller som frisk afsat gødning opsamlet
fra stibunden
Kvantitative real-time PCR (q-PCR). De kvantitative mål vil blive anført i laboratoriesvarene
ved fire muligheder: Massiv forekomst, moderat forekomst, lavgradig forekomst eller ikke påvist. Der vil således dels være kvantitative mål for hvert agens i hver prøve, men også kvantitative mål i kraft af en stikprøve på fire prøver (eller evt. x gange fire prøver).
Hvis prøverne bliver positive for E. coli F4 eller F18, kan der bestilles dyrkningsundersøgelse
med henblik på resistensbestemmelse. Dette vil blive faktureret særskilt.
Såfremt der ønskes undersøgelse for Brachyspira hyodysenteriae skal dette rekvireres separat, og det vil i givet fald blive foretaget ved dyrkningsundersøgelse og derfor også blive faktureret særskilt. Undersøgelsestiden vil være 2-4 dage.
Mavesår
Ulcus ventriculi viser sig ved bleghed, blodtilblandet eller sort, tjæreagtig fæces og med
pludselige dødsfald i perakutte tilfælde. I kroniske tilfælde ses nedsat foderoptagelse, nedsat
tilvækst, utrivelighed og anæmi. Årsagen til sygdommen er ukendt, men strukturfattigt foder
og stress er medvirkende faktorer.
Patologisk undersøgelse. Såfremt der ønskes en kvantitativ vurdering af forekomst af mavesår i forbindelse med et besætningsproblem, anbefales det at få foretaget en udvidet sundhedskontrol (USK) på slagtehusmateriale. Se vejledning om indsendelse og priser for USK
under Dyrlægens indgang på DTU Veterinærinstituttets hjemmeside:
www.vet.dtu.dk/Dyrlægens indgang/USK Udvidet Sundhedskontrol.
48
Uspecifik diætetisk diarré
Ved fravær af specifikke patogener og patologiske forandringer må muligheden for diarré
som følge af for stærk fodring (især protein) eller fejl ved foderet overvejes.
Salmonellainfektioner hos svin
Salmonellainfektioner kan hos svin forekomme som klinisk salmonellose, men optræder i de
fleste tilfælde subklinisk. DTU Fødevareinstituttet og DTU Veterinærinstituttet indberetter alle
fund af salmonellabakterier fra husdyrbesætninger til den lokale beredskabschef og Fødevarestyrelsen ved en kopi af laboratoriesvaret.
Salmonellose
Ved klinisk salmonellose ses ofte gullig, vællingagtig diarré. Endvidere ses forstyrret almenbefindende med nedstemthed og feber. Ved klinisk udbrud er Salmonella enterica subspecies enterica serovar Typhimurium hyppigst forekommende. Salmonellose er omfattet af lov
om husdyrsygdomme, Liste 2, hvilket indebærer, at der skal indsendes materiale til laboratoriemæssig undersøgelse ved mistanke. Ved opklaringsarbejde i besætningen anvendes
blodprøver og stibundsprøver.
Prøvemateriale
Fæces (om muligt minimum 5 g) fra enkeltdyr samt stibundsprøver (min. 25 g). Blodprøver.
Organmateriale (minimum 5 g pr. organtype) (tarm med krøslymfeknuder, lever, milt og lunge).
Bakteriologisk undersøgelse med typebestemmelse samt resistensundersøgelse. Ved påvisning af Salmonella Typhimurium foretages endvidere fagtypning.
Serologisk undersøgelse ved Mix-ELISA for antistoffer mod Salmonella. Serologisk undersøgelse anvendes til sundhedsovervågning og ved undersøgelse af smittebelastning på besætningsniveau. Der indsendes ustabiliserede blodprøver.
Subklinisk salmonellainfektion i svinebesætninger
Slagtedyr, der er subklinisk inficerede, medfører risiko for kontamination af slagteriet og den
efterfølgende fødevareproduktion. Bekæmpelse af salmonella i levnedsmidler tager udgangspunkt i bekæmpelse af infektioner i primærproduktionen. Der gennemføres således en
kontinuerlig overvågning af besætninger med henblik på udpegning af de leverandører, der
udgør en særlig risiko.
Overvågningen gennemføres ved påvisning af antistoffer i kødsaft (mix-ELISA). Anvendelsen af denne test muliggør løbende overvågning af landets besætninger, idet der på slagteriet udtages en stikprøve, hvis størrelse afhænger af leverandørens årlige produktion. På
baggrund af kødsaftanalyserne inddeles besætningerne i tre kategorier:
Niveau 1:
Niveau 2:
Niveau 3:
Besætninger med ingen eller et meget lavt niveau af salmonellainfektion.
Besætninger med salmonellainfektion på moderat niveau.
Besætninger med et så højt niveau af salmonellainfektion, at dyrene slagtes
under særlige smittebegrænsende hensyn.
Resultatet af kødsaftundersøgelsen meddeles landmanden via slagteriet. Besætninger i niveau 2 og 3 pålægges ifølge bekendtgørelse fra Fødevarestyrelsen (Bekendtgørelse nr. 112
om Salmonella hos kvæg og svin m.m. af 24.02.2005) at udtage og indsende stibundsprøver
og evt. blodprøver til kortlægning af salmonellaforekomsten i besætningen.
Ved kortlægningsundersøgelsen udtages stibundsprøver, således at alle stalde/sektioner/hold i besætningen eller på ejendommen er repræsenteret. Der er størst sandsynlighed for påvisning af salmonellabakterier fra ung- og slagtesvin samt fra polte, hvorfor
der især i slagtesvinebesætninger og avls- og opformeringsbesætninger bør fokuseres på
49
disse aldersgrupper ved f.eks. at udtage halvdelen af prøverne fra disse afsnit. Herigennem
klarlægges infektionens type og udbredelse. En stibundsprøve udtages som en samleprøve
af 5 x 5 g frisk gødning opsamlet fra bunden af en sti. Den bakteriologiske undersøgelse
gennemføres på DTU Fødevareinstituttet, og isolerede bakteriestammer karakteriseres. Ved
kortlægning af infektionens udbredelse i besætningen kan stibundsprøver evt. suppleres
med blodprøver fra ung- og slagtesvinestald, idet det dog skal påtænkes, at blodprøver skal
tages fra dyr, der har været opstaldet i afsnittet i mindst 4 uger.
Antallet af prøver er afgørende for sikkerheden af undersøgelsens resultat. Ved kortlægningsundersøgelser i besætninger med mere end 400 grise (søer, polte, slagtesvin, fravænningsgrise mv. dog undtaget pattegrise) skal der indsendes minimum 20 stibundsprøver ud
taget i hele produktionssystemet. For mindre besætninger kan der indsendes et mindre antal
stibundsprøver:
0 - 100 svin
100 - 200 svin
200 - 300 svin
300 - 400 svin
4 stibundsprøver
8 stibundsprøver
12 stibundsprøver
16 stibundsprøver
Ved indsendelse skal adresse og CHR-nummer på besætningen, hvor prøverne er udtaget,
angives sammen med bemærkningen “kortlægning af salmonellaforekomst” og/eller K149.
Prøvemærkning anføres både på prøvebægre og indsendelsesblanket. På laboratoriet foretages pooling af prøverne, højst 4 stibundsprøver kan indgå i en pool-prøve. Ønsker omkring
hvilke prøver, der skal pooles sammen, skal fremgå af indsendelsessedlen, ellers vil laboratoriet poole prøverne vilkårligt. For besætninger, der har samdrift godkendt af Fødevarestyrelsen, kan de påbudte stibundsprøver fordeles på flere CHR numre. Det skal tydeligt fremgå
af indsendelsesblanketten hvilke stibundsprøver, der er udtaget på hvilke CHR nr., ligesom
kopi af samdriftserklæringen fra Fødevarestyrelsen skal vedlægges.
Som hovedregel foretages kun fuld identifikation og typning af en Salmonella suspekt
prøve. Resultatet for prøver ved en salmonellakortlægning kan derfor være:
1. Salmonella ikke påvist
2. Salmonella påvist med angivelse af serotype og ved Salmonella Typhimurium desuden
angivelse af fagtype og resistensbestemmelse.
3. Salmonella suspekt. Alle salmonella suspekte isolater bliver screenet for chloramphenicolresistens for at finde eventuelle multiresistente Salmonella Typhimurium
DT104. Alle chloramphenicolresistente isolater vil blive serotypet, ved Salmonella
Typhimurium desuden fagtypet og resistensbestemt.
I forbindelse med intensivering af salmonellabekæmpelsen i svineproduktionen i 1998 er
overvågningen af salmonella i avls- og opformeringsbesætninger (A&O-besætninger) blevet
omfattet af bekæmpelsesprogrammet, hvilket betyder, at A&O-besætninger med et salmonellaindeks >5 påbydes kortlægning, mens et salmonellaindeks >15 giver anledning til
salgsstop. Der er desuden indført en obligatorisk kortlægning af salmonellaforekomst i smågriseproducerende besætninger, der leverer til niveau 2 og 3 slagtesvinebesætninger.
Kortlægning af salmonellaforekomst i A&O-besætninger og smågriseproducerende besætninger gennemføres efter de samme principper som angivet for slagtesvinebesætninger.
Ved indsendelse til laboratoriet skal årsagen til salmonellakortlægningen, besætningstypen
samt CHR-nr. angives.
Generaliserede infektioner hos svin
Fælles for disse er et ofte kort klinisk forløb. Vigtige differentialdiagnoser gør laboratorieundersøgelser nødvendige. Hos spædgrise er den hyppigst diagnosticerede generaliserede
infektion septikæmi forårsaget af Escherichia coli. Septikæmi forårsaget af beta-hæmolytiske
50
streptokokker og Streptococcus suis påvises også i en del tilfælde. Andre generaliserede infektioner er Glässers sygdom og rødsyge.
E. coli-septikæmi
Septikæmi forårsaget af E. coli ses især hos 0-3 uger gamle grise. Sygdommen optræder ofte sporadisk, men kan i perioder være et besætningsproblem medførende stor dødelighed.
Grise i gyltekuld og grise født af ældre søer angribes hyppigst. Sygdomsforløbet er meget
akut. Ofte findes grisene døde, evt. er feber og centralnervøse symptomer observeret. Ved
sektionen ses tegn på septikæmi, f.eks. lever- og miltsvulst, fibrinudsvedninger (hvidligt fibrin) på serøse hinder samt evt. i led og på hjernehinder.
Prøvemateriale
Hele kadavere.
Non-hæmolytiske E. coli påvises ved dyrkning. Der udføres resistensbestemmelse på isolerede stammer. Invasive E. coli stammer er ofte multiresistente. Undersøgelsen varer 2-4 dage.
Diagnosen E. coli septikæmi stilles på grundlag af fund af non-hæmolytiske E. coli i renkultur
fra flere organer af grise med makroskopiske tegn på septikæmi. I sjældne tilfælde ses septikæmi med hæmolytiske E. coli. På grund af det akutte forløb og den udbredte resistens vil
antibiotikabehandling ofte være lidet effektiv. Ved negativt biologisk fund i forbindelse med fibrinøs polyserositis hos pattegrise/smågrise kan infektion med Mycoplasma hyorhinis være
en differentialdiagnostisk mulighed.
Streptokok-septikæmi
Septikæmi forårsaget af beta-hæmolytiske streptokokker (hyppigst serogruppe C og L) eller
S. suis kan ikke på klinisk eller patologisk-anatomisk grundlag med sikkerhed adskilles fra
septikæmier forårsaget af E. coli. Der findes en lang række serotyper af S. suis, hvoraf type
2 er den hyppigste under danske forhold. De kliniske symptomer ved streptokok-septikæmi
er præget af feber og centralnervøse forstyrrelser. Forløbet er ofte kortvarigt med død i løbet
af 2-3 timer. Ved sektion ses lever- og miltsvulst og varierende grader af fibrinudsvedninger
på serøse hinder samt evt. hjernehinder. I nogle tilfælde ses verrucøs endocarditis.
Prøvemateriale
Hele kadavere eller organer inkl. hoved med ubeskadiget hjerne.
Beta-hæmolytiske streptokokker påvises ved dyrkning, og serologisk gruppebestemmelse
udføres efter Lancefields system. Undersøgelsen varer 3-5 dage. S. suis påvises ved dyrkning, og der foretages serotype- og resistensbestemmelse. Der foretages typning for serotyperne 1-9, øvrige serotyper besvares som type - (minus). Undersøgelsen varer 4-6 dage.
Både beta-hæmolytiske streptokokker og S. suis er almindeligt forekommende i danske svinebesætninger. Gruppe L-streptokokker og Streptococcus dysgalactiae subspecies equisimilis (gruppe C) er de hyppigste beta-hæmolytiske streptokokker hos svin. Specielt for S. suis
serotype 2 gælder, at væsentlige faktorer ved udbrud af sygdom er fravænning, blanding af
grise, overbelægning og andre belastende faktorer. Akut syge grise kan med held behandles
tidligt i forløbet. Forebyggende antibiotikabehandling har ringe effekt. En rationel profylakse
må derfor tage udgangspunkt i forbedring af miljøforholdene.
Risikoen for smitte til mennesker med S. suis serotype 2, f.eks. via sår, må erindres. Human infektion er sjælden; men forløbet er ofte akut og alvorligt.
51
Glässers sygdom
Glässers sygdom er synonym for transportsyge. Sygdommen forårsages af Hæmophilus parasuis. Betegnelsen transportsyge er misvisende for nutidens svineproduktion, hvor Glässers
sygdom kan optræde som en regulær infektionssygdom. Sygdommen kan angribe alle aldersgrupper af svin og er en akut og højfebril lidelse ofte med ledaffektion og evt. med hjernesymptomer. Patologisk-anatomisk ses fibrinøs polyserositis (tykt, gulligt fibrin), leptomeningitis og arthritis.
Prøvemateriale
Hele kadaveret, subsidiært uåbnede led, hoved, lunge, hjerte, lever og nyre. Blodprøver til
antistofbestemmelse. Parrede blodprøver, udtaget ved akut sygdom og igen 2-3 uger senere, giver det sikreste resultat.
Organer: H. parasuis undersøges ved dyrkning og ved PCR. Undersøgelsen varer 3-6 dage.
Fra 2007 foretages der undersøgelse ved PCR på sager, hvor de er mistanke til H. parasuis.
Der foretages altid bakteriologisk undersøgelse ved dyrkning, men når denne er negativ allerede ved aflæsning af primærudsæd, foretages der undersøgelse ved PCR på udtaget væv,
ledvæske m.m. Dette har øget detektionsraten betydeligt for H. parasuis.
Blodprøver: Påvisning af antistoffer ved komplementbinding. Analysetid: 2-8 dage.
Dyrkning af H. parasuis er vanskelig. På grund af svag og langsom vækst foretages der ikke
rutinemæssigt resistensbestemmelse. Dette er heller ikke muligt, når H. parasuis påvises
ved PCR. Ved PCR er det muligt at påvise både levende og døde bakterier i materialet. Ved
serologisk undersøgelse er titre > 10 positive. Påvisning af titerstigning i parrede blodprøver
har den største diagnostiske værdi. Udbrud af Glässers sygdom skyldes ofte manglende
immunitet mod H. parasuis. Lukket besætningsdrift kan bevirke lavt infektionspres med mange seronegative dyr. Immunitet kan etableres i risikogrupper ved vaccination, f.eks. i forbindelse med flytning af grise fra en smittefri besætning til en besætning med ukendt infektionsstatus.
Foruden de allerede nævnte generaliserede infektioner er rødsyge og infektion med Mycoplasma hyosynoviae samt evt. osteochondrose væsentlige differentialdiagnoser.
Rødsyge
Rødsyge fremkaldes af Erysipelothrix rhusiopathiae, der er ubikvitært forekommende. Der er
beskrevet 26 serotyper; men den mest almindelige serotype i forbindelse med sygdom hos
svin i Danmark er type 2. Der er virulensforskelle både indenfor og mellem serotyper. Akut
rødsyge er en septikæmisk tilstand. Knuderosen er en subakut form med typiske rhombeformede læsioner i huden. Polyarthritis og endocarditis er de vigtigste kroniske former, som ofte
optræder hos ungsvin.
Prøvemateriale
Smågrise døde af septikæmi eller organer (lever, milt, nyre, hjerte, lunge og uåbnede forandrede led) fra grise kan indsendes. Ved knuderosen kan der evt. udtages hudbiopsi, som
sendes i et glas med sterilt vand for at hindre udtørring. Næsesvaberprøver, urin eller fæces
kan indsendes fra ubehandlede dyr med akut rødsyge.
E. rhusiopathiae påvises ved dyrkning, mikroskopi samt undersøgelse af om isolatet tilhører
serotype 1, 2 eller 10. Analysetid: 2-5 dage.
Diagnosen rødsyge kan stilles ved isolation af E. rhusiopathiae i renkultur fra et eller flere
organer eller ved massiv forekomst i sekretprøver. Knuderosen er en klinisk diagnose; men
biopsier kan undersøges bakteriologisk incl. typebestemmelse. Rødsyge kan forebygges ved
vaccination.
52
Ledbetændelse hos svin
Ledbetændelser optræder hos svin i alle aldersgrupper og kan være forårsaget af en række
forskellige bakterier samt mykoplasmer.
Bakterielt betingede ledbetændelser
Ledbetændelser forårsaget af forskellige bakterier forekommer hyppigst hos pattegrise. Der
ses ledhævelser, halthed og utrivelighed. De bakterier, der hyppigst isoleres fra grise i forbindelse med ledbetændelse, er beta-hæmolytiske streptokokker (især gruppe L og gruppe
C), Staphylococcus aureus og Arcanobacterium (Actinomyces) pyogenes. Sidstnævnte påvises især ved kroniske tilstande. Sjældnere påvises Streptococcus suis, Staphylococcus hyicus, Escherichia coli, Erysipelothrix rhusiopathiae og Hæmophilus parasuis.
Prøvemateriale
Hele kadavere (pattegrise), uåbnede led, sterilt udtagne ledprøver.
Beta-hæmolytiske streptokokker påvises ved dyrkning, og serologisk gruppebestemmelse foretages efter Lancefields system. Staphylococcus spp. bestemmes ved morfologi og biokemiske test. Der foretages resistensundersøgelse, og undersøgelserne varer 3-5 dage. Undersøgelser af E. rhusiopathiae og S. suis inkluderer serotypebestemmelse for E. rhusiopathiae serotype 1, 2 eller 10 og for S. suis serotyperne 1-9 og varer 4-6 dage.
Beta-hæmolytiske streptokokker og til dels S. aureus påvises hyppigst hos pattegrise i alderen 1-3 uger. A. pyogenes findes ved kronisk purulent arthritis hos forskellige aldersgrupper.
E. rhusiopathiae isoleres ved kronisk proliferativ og deformerende arthritis (rødsyge-arthritis)
hos grise fortrinsvis i alderen 2-4 måneder. S. suis kan ligeledes påvises hos forskellige aldersgrupper. E. coli påvises især i forbindelse med septikæmi, og H. parasuis er et sjældent
laboratoriefund. Antibiotikabehandling iværksat tidligt i forløbet vil ofte være effektiv; men der
bør fokuseres på forbedring af disponerende forhold ved nærmiljø og driftsform, og endvidere kan vaccination være en mulighed (E. rhusiopathiae , H. parasuis).
Mykoplasma-ledbetændelser
Ledbetændelser hos ungsvin og slagtesvin forårsaget af Mycoplasma hyosynoviae kan være
et betydeligt problem i visse svinebesætninger. Lidelsen forekommer hyppigt 1-3 uger efter
indsættelse i et staldafsnit, og den viser sig ved varierende halthed på et eller flere ben samt
hævelse af led og subcutane bursae ud for haser, albuer og forknæ. Hos pattegrise kan Mycoplasma hyo-rhinis være årsag til generel polyserositis med arthritis.
Prøvemateriale
Uåbnede led eller sterilt udtaget ledvæske fra ubehandlede, akut syge grise. Sterile
ledsvabre udtaget ved obduktion eller ledvæske forsendes i transportmedium (M-rør), som
kan rekvireres på ordrekontoret. Prøver i mykoplasma-transportmedium kan ikke undersøges
bakteriologisk, fordi dette indeholder antibiotika.
Et supplement til undersøgelse af led kan være bloddyrkning fra nogle grise fra samme sti.
Ca. 2 ml heparinstabiliseret blodprøve + 1 ml mykoplasma-transportmedium blandes og sendes til DTU Veterinærinstituttet på køl. Såfremt problemet ses hos ældre slagtesvin, kan
uåbnede led fra angrebne grise evt. udtages ved USK på slagteriet og sendes til DTU Veterinærinstituttet.
Dyrkningsundersøgelse for mykoplasmer. Undersøgelsen kan kompromitteres af bakteriel
forurening.
53
Karakteristiske ledforandringer er varierende grader af ødem, fortykkelse, hyperæmi og evt.
gullig/brunlig misfarvning af synovialmembranen. Der ses forøget mængde synovi, som kan
være serohæmorhagisk, serofibrinøs eller mahognifavet. Der ses typisk ikke bruskforandringer og ringe fibrosering af ledkapsel. Af differentialdiagnostiske hensyn foretages der som
hovedregel også bakteriologisk undersøgelse af indsendte led - specielt med henblik på kontrol for rødsyge. Osteochondrose er ligeledes en differentialdiagnostisk mulighed hos grise i
denne aldersgruppe.
I generalisationsfasen hos akut syge grise kan mykoplasmen dyrkes fra blodet, men positiv bloddyrkning kan dog også forekomme fra dyr, som ikke udvikler ledbetændelse.
Mykoplasma-ledbetændelse kan behandles med tiamulin eller lincomycin - eventuelt tylosin eller tetracyclin. Resistensudvikling mod tylosin er påvist i de seneste år. Resistensundersøgelse foretages ikke rutinemæssigt. Behandling tidligt i sygdomsforløbet er afgørende
for en god effekt.
Sodeksem (Impetigo contagiosa suis)
Sodeksem eller sort eksem er en universel ekssudativ epidermitis som forårsages af Staphylococcus hyicus. Sporadiske tilfælde begrænser sig som regel til farestalden, hvorimod epidemiske udbrud kan forekomme i såvel farestald som fravænningsstald - dog ofte ikke samtidigt. Problemet ses specielt i nyetablerede besætninger eller i besætninger med høj gylteprocent.
Prøvemateriale
Hele kadavere eller hudstykker med typiske forandringer fra ubehandlede grise. Såfremt der
indsendes hudstykker, bør disse emballeres omhyggeligt i egnede containere eller plastposer, således at der ikke sker udtørring af materialet.
Staphylococcus hyicus påvises ved dyrkning og supplerende biokemisk typning af 10 isolater. Der foretages resistensbestemmelse på en pool af de påviste isolater. Såfremt der ønskes fremstillet autovaccine, bliver der foretaget toksintypning ved PCR. Fra modtagelse af
materiale til leverance af vaccine skal der påregnes 2-4 uger.
Diagnosen sodeksem baseres på kliniske og patologiske fund med efterfølgende laboratoriemæssig bekræftelse. Den skadevoldende effekt af S. hyicus skyldes forskellige typer af
dermo-toksiner (type A, B, C og D). Sodeksem hos pattegrise kan forebygges ved at vaccinere søerne med en autovaccine, som efter anmodning fremstilles på DTU Veterinærinstituttet. Forud for fremstilling af autovaccine foretages toksintypning af flere isolater. Hvis flere
toksintyper påvises i den samme indsendelse, benyttes et isolat af hver toksintype til vaccineproduktion. Ved eventuel vaccinesvigt bør ny undersøgelse af toksintyper overvejes.
Parasitter hos svin
Parasitter med væsentlig klinisk og produktionsmæssig betydning for svin er begrænset til
Ascaris suum (spolorm), Oesophagostomum spp. (knudeorm), Trichuris suis (piskeorm),
Isospora suis, Eimeria spp (coccidier) og Sarcoptes scabiei var. suis (skabmider).
Ascaris suum
Ascaris suums udviklingscyklus i svinet varer ca. 2 måneder. Smitten optages som infektive
æg, som klækker i tyndtarmen. De udklækkede larver borer sig gennem slimhinden i caecum
og den forreste del af colon. Herefter foregår en omfattende vandring i værten. Klinisk vil
massive infektioner kunne manifestere sig ved lungesymptomer, hvorimod migration af larver
54
i leveren ikke synes at påvirke dyrene klinisk. Et stort antal orm i tyndtarmen kan medføre diarré. Infektioner med spolorm giver hurtigt anledning til udvikling af immunitet.
Prøvemateriale
Fæcesprøver fra 3-6 måneder gamle grise samt fra gylte og søer.
Modificeret McMaster metode med registrering af æg pr. g fæces (EPG).
Følgende graduering anvendes ved fund af A. suum æg:
Lavgradig udskillelse
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
EPG <500
EPG 500 - 5000
EPG >5000
De gjorte fund vil indenfor visse grænser være indikation på antallet af orm i det enkelte dyr.
Ved undersøgelse af fæcesprøver fra 5-10 dyr i hver aldersgruppe vil observationerne kunne
afspejle infektionsniveauet i den pågældende besætning. Dette under forudsætning af at dyrene er ældre end 2 måneder, idet præpatenstiden for A. suum er 6-8 uger.
Oesophagostomum spp.
Svinet er vært for 2 forskellige Oesophagostomum arter med en udviklingstid på 3-5 uger,
hvorunder de i en periode opholder sig indboret i tyktarmens slimhinde. Dette medfører en
værtsreaktion med dannelse af såkaldte ormeknuder. Klinisk vil massive infektioner kunne
manifestere sig ved diarré og/eller utrivelighed. I modsætning til A. suum udvikles der formentlig ingen eller kun ringe immunitet overfor infektioner med Oesophagostomum spp. I en
inficeret besætning vil infektionsniveauet derfor typisk være højest hos de ældste søer og orner.
Prøvemateriale
Individuelle fæcesprøver fra 5-10 dyr fra hver aldersgruppe. Erfaringsmæssigt vil udskillelse
af æg af knudeorm være sjældent forekommende blandt dyr, der er yngre end 2-3 måneder.
Æg af Oesophagostomum spp. klækkes relativt hurtigt ved temperaturer over 10-15qC. Dette
kan forhindres ved dels at skabe anaerobe forhold i forsendelsesmaterialet dels ved nedkøling under forsendelse. Anaerobe forhold kan etableres ved at fylde en prøvedåse helt op,
inden låget presses på.
Fæcesprøver undersøges for indhold af strongylideæg med en modificeret McMaster teknik
med registrering af EPG. Ved post mortem undersøgelse observeres ormeknuder i tyktarmens slimhinde, ved kraftige infektioner vil der være tegn på hæmorrhagi og fortykkelse af
tarmvæggen.
Følgende graduering anvendes anvendes ved fund af Oesophagostomum spp. æg i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
EPG < 200
EPG 200 - 2000
EPG >2000
Trichuris suis
Trichuris suis (piskeormen) er en helminth, som for nyligt har påkaldt sig fornyet opmærksomhed. Under staldforhold volder denne parasit sædvanligvis ikke problemer, men i udendørs svinehold kan den være årsag til alvorlig sygdom. Ormen er lokaliseret til tyktarmen,
hvor den med sit hoved hæfter sig fast i submukosa. Parasitten er formentlig blodsugende.
55
Ved kraftige infektioner kan der opstå typhlo-colitis med diarre og evt. dysenteri til følge. I
værste fald kan der opstå dødsfald, som det er set i enkelte udegående besætninger i Danmark. Infektion sker ved optagelse af infektive ormeæg. Disse æg er uhyre resistente over
for en række ydre påvirkninger, og det betyder, at infektive æg let overlever i jordbunden i op
til 5-10 år. Infektionen efterlader almindeligvis en solid immunitet i løbet af 4-5 uger.
Fæcesprøver undersøges ved hjælp af McMaster flotationsmetoden for indhold af karakteristiske citronformede æg med registrering af EPG. Ved post mortem undersøgelse observeres synlige orm, hvis tynde forende er hæftet ned i mukosa og submukosa. Ved kraftige infektioner vil der være tegn på hæmorrhagi.
Følgende graduering anvendes anvendes ved fund af Trichuris suis æg i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
EPG < 200
EPG 200 - 2000
EPG >2000
Coccidier
Isospora suis er årsag til coccidiose hos pattegrise. Se afsnittet om diarré hos smågrise.
Eimeria. Der påvises lejlighedsvis Eimeria arter i varierende, af og til massiv, mængde. Den
kliniske betydning angives generelt at være lav, men der foreligger ikke mange undersøgelser heraf internationalt, og ingen i Danmark. Eimeria påvises, ligesom I. suis, ved McMaster
teknik.
Sarcoptes scabiei var. suis
Infektioner med Sarcoptes scabiei var. suis, svinets skabmide, manifesterer sig ved kløende
hudforandringer, der sjældent ses hos dyr yngre end 3-4 uger. Skab hos svin optræder dels i
en kronisk form, karakteriseret ved skorpeagtige belægninger i ører og hasebøjninger, dels i
en form,
som synes at være en følge af allergiske reaktioner. Disse viser sig bl.a. ved røde punktformede pletter f.eks. på bugvæggen.
Prøvemateriale
Skrabprøver udtaget fra øregrubens dybeste del samt fra områder med skorpeagtige belægninger. Der bør skrabes rigeligt materiale med skrabeskeen, idet en negativ diagnose kræver
undersøgelse af minimum 1 cm3. Materiale fremsendes til laboratoriet i glas med skruelåg
uden tilsætning af nogen art.
Direkte observation samt mikroskopisk undersøgelse af skrab efter behandling med KOHopløsning efterfulgt af flotation.
Følgende graduering anvendes ved fund af skabmider:
Lavgradig infektion
<5 mider + æg
Moderat infektion 5 - 25 mider + æg
Massiv infektion
>25 mider + æg
Påvisning af levende mider vil selvsagt være indikation på en aktiv infektion. Observation af
æg eller af ikke-bevægelige mider med tydelige indre strukturer tolkes i de fleste tilfælde ligeledes som indikation på en aktiv infektion.
56
Øvrige parasitter
Infektioner med maveorm, lungeorm og trådorm forekommer kun sporadisk og som lavgradige infektioner. Ved driftsformer, hvor dyrene har adgang til permanente udendørs arealer
(folde o.lign.), kan der opbygges betydende infektionsniveauer med en eller flere af disse parasitter.
Overvågning af parasitstatus
Parasitære infektioner synes kun i begrænset omfang at manifestere sig ved tydelige kliniske
symptomer, bortset fra infektioner med I. suis. Infektioner med A. suum, Oesophagostomum
spp., I. suis og S. scabiei var. suis er almindeligt forekommende blandt svin her i landet. Infektionsniveauet vil imidlertid variere betydeligt fra besætning til besætning. Betydning i denne sammenhæng har driftsform, besætningsstørrelse, hygiejne, udformning af staldbund,
orme- og skabbehandlingsprogrammer m.m.
Spolorm og knudeorm
Undersøgelser har vist, at transmission af smitte med spol- og knudeorm i veldrevne besætninger kan være meget ringe. I sådanne besætninger vil det være en fordel at foretage regelmæssige undersøgelser af udskillelsen af ormeæg med fæces for herved at kunne vurdere berettigelse og omfang af rutinemæssig medicinering.
Prøver fra 3-6 måneder gamle dyr kan med fordel være repræsenteret af kuld-/holdprøver,
mens prøver fra ældre dyr bør omfatte materiale fra enkeltdyr. Æg af Oesophagostomum
spp. klækkes relativt hurtigt ved temperaturer over 10-15qC. Materiale, der ikke undersøges
samme dag, bør derfor nedkøles til køleskabstemperatur, og forsendelse bør ske i isolerende emballage. Det vil være tilrådeligt at gentage undersøgelserne med passende intervaller,
f.eks. 2 gange om året.
Tolkning af resultater
1. Påvises ingen parasitæg i de undersøgte prøver, er der rimelig stor sikkerhed for, at infektionsniveauet i besætningen er meget lavt og næppe vil kunne opbygges til et betydende niveau i løbet af de kommende måneder. Ormebehandling er derfor overflødig.
2. Ved fund af lavt EPG i nogle få prøver er behandling heller ikke nødvendig. Nye prøver til
undersøgelse bør dog udtages allerede i løbet af 2-3 måneder.
3. Ved påvisning af et højt EPG i en eller flere prøver eller ved fund af mange positive prøver
bør ormebehandling gennemføres. Nye prøver undersøges i løbet af 2-3 måneder.
Isospora suis/coccidier: Der henvises til afsnittet om diarré hos smågrise.
Skab
Klinisk erkendelse af skab baseres på fund af typiske dermatologiske forandringer eller ved
forekomst af kløe blandt dyrene. Den endelige diagnose stilles ved påvisning af skabmider i
skrabprøver fra et eller flere dyr i besætningen. Ved lavgradigt infektionsniveau i en besætning vil hudforandringerne sædvanligvis kun være lidet udtalte.
Sundhedskontrol baseres på undersøgelser af skrabprøver fra øregruben fra et passende
antal dyr i besætningen. Det er i denne forbindelse vigtigt, at skrabprøverne udtages fra den
dybeste del af øregruben, men ikke nødvendigvis dybt i huden, fordi skabmider i øregruben
hos svin hovedsageligt er lokaliseret i cerumenmassen. Det er vigtigt, at der udtages tilstrækkeligt materiale, dvs. en skrabeske-fuld.
Tolkning af fund
Påvisning af S. scabiei i en eller flere af de undersøgte prøver viser, at besætningen er inficeret med skab. Døde mider vil dog kunne være til stede i cerumenmassen i op til flere måneder efter en i øvrigt vellykket sanering for skab.
57
Reproduktionsforstyrrelser hos svin
Abort defineres som udstødelse af fostre mellem implantation (dag 14) og 109. drægtighedsdag. Ved fosterdød indtil 40. drægtighedsdag kan der ske absorption af fostre og fosterhinder. Efter denne periode vil der ved død af enkelte fostre oftest ses mumifikation, og ved død
af alle fostre ses abort. Som hovedregel skal der mindst 4 levende fostre til at opretholde en
drægtighed.
I Danmark regnes 1-2% aborter som acceptabelt. Enkelte besætninger kan have periodiske eller vedvarende højere frekvenser af aborter. I de senere år er der ved laboratoriemæssig undersøgelse kun påvist infektiøst agens af mulig ætiologisk betydning ved ca. 10%
af indsendelserne af abortmateriale fra svin. Dette forhold kan bl.a. forklares ved, at en væsentlig del af aborterne skyldes maternelle fejl (infektiøse og non-infektiøse), som det ikke er
muligt at påvise på fostermateriale.
Akutte infektionstilstande med feber og evt. intoksikation som f.eks. ved rødsyge, ondartet
lungesyge, Glässers sygdom, salmonellose og influenza kan medføre abort. Ved sådanne
tilstande vil fostrene oftest ikke være inficerede, hvorfor agens ikke, eller i det mindste sjældent, påvises i fostermateriale.
Porcint parvovirus (PPV) forekommer udbredt i alle svinebesætninger. Efter introduktion af
PPV-vaccine for mange år siden har frekvensen af indsendelser med fund af PPV været meget lav. Symptomerne afhænger af fostrenes alder på infektionstidspunktet. Der ses typisk
mumifikation, dødfødte/svagtfødte grise eller omløbning (embryonal død). Abort skyldes
sjældent PPV-infektion.
Porcin reproduktions- og respirations-sygdom (PRRS) kan give anledning til forskellige
symptomer i soholdet, men oftest ses forøget antal dødfødte/svagtfødte grise, aborter i de
sidste uger før termin samt mælkemangel hos søer, som farer til normal termin. Forekomst af
nedstemthed og feber hos søer varierer, og søer med såkaldte "blå ører" ses kun sjældent.
Se i øvrigt særskilt afsnit om PRRS.
I de seneste år har der været øget fokus på porcint circovirus type 2 (PCV2) som årsag til
reproduktionsproblemer. PCV2 har ved eksperimentelle undersøgelser givet anledning til
dødfødsel og mumifikation. I Danmark er der ved undersøgelser for PCV2 i et stort antal indsendelser med fostre gennem de seneste par år påvist PCV2 fra nogle få besætninger med
forøget antal dødfødte grise. Undersøgelser i flere lande tyder imidlertid på, at det er et problem, som har relativt begrænset omfang.
Leptospirer er påvist som årsag til aborter i nogle få besætninger i de seneste år, hvor det
dominerende kliniske billede har været aborter i sidste trimester af drægtigheden, herunder
aborter med mumifikation af nogle af fostrene. De fleste udbrud har været lokaliseret til Lolland og skyldtes her Leptospira pomona, der har Brandmus som mellemvært. Denne museart findes i Danmark kun på Lolland, Falster og Møn. I 2000 blev der påvist Leptospira tarassovi i én besætning i Vendsyssel og året efter fandtes Leptospira bataviae i én besætning
i Sydjylland. Baggrunden for disse enkeltstående udbrud kendes ikke. Leptospira spp. af
ukendt serovar er siden 2002 påvist ved IF-test på organmateriale fra enkelte besætninger i
hhv. Østjylland og Vestsjælland.
I forbindelse med klinisk overvågning af brucellose er det vigtigt at være opmærksom på,
at udendørs svinebesætninger repræsenterer en særlig risikogruppe, specielt i de områder af
landet, hvor der tidligere er påvist brucellose hos harer. Dette gælder aktuelt for Himmerland,
hvor der i 1994 og 1999 blev påvist Brucella suis biovar 2 hos svin, og i 1995, 1997 og 2002
hos vildtlevende harer. I dette område bør reproduktionsforstyrrelser, aborter eller forstørrede testikler hos udegående svin give anledning til mistanke om brucellose.
Prøvemateriale
Mindst 2 fostre med fosterhinder. Det bør tilstræbes at indsende friskt materiale. Undersøgelser af kønsorganer fra udsættersøer fra besætninger med reproduktionsproblemer kan i
nogle tilfælde bidrage til belysning af potentielle årsagsfaktorer. Se i øvrigt vedrørende USK
på hjemmesiden www.vet.dtu.dk under Dyrlægens Indgang. Oplysninger fra sokort vedrørende løbning, faring og evt. kliniske symptomer bør følge med de enkelte organer til laboratoriet. Ved mistanke om urinvejsinfektioner medsendes nyrer og urinblære. I forbindelse med
serologiske undersøgelser kræves i nogle tilfælde parrede prøver til påvisning af titerstigning.
58
Ved særlige problemer kan det anbefales at kontakte DTU Veterinærinstituttet, København
med henblik på valg af materiale og laboratorieundersøgelser.
På indsendelsesblanketten bedes anført hvilke undersøgelser, der ønskes foretaget. Det
skal bemærkes, at prisen for undersøgelser af fostre afhænger af antallet af analyser, og det
kan derfor i nogle tilfælde være hensigtsmæssigt at kontakte laboratoriet med henblik på
drøftelse af relevante analyser. Den rutinemæssige undersøgelse vil omfatte pato-anatomisk
vurdering, aerob bakteriologisk undersøgelse og undersøgelse for uspecifikke antistoffer i
pleuravæske (IgG og IgM) ved ELISA på immunkompetente fostre (>70. drægtighedsdag).
Supplerende undersøgelser skal anføres på indsendelsesblanketten og vil blive faktureret
ekstra i henhold til gældende takster.
Mumificerede fostre og dødfødte grise bør undersøges for porcint parvovirus (antigen- og
antistof) og undersøgelse for leptospirer ved IF-test kan også overvejes. Virologisk undersøgelse for PRRSV og PCV2 bør også overvejes. Disse undersøgelser foretages ved henholdsvis PCR og immunhistokemi. I nogle tilfælde kan det være relevant at foretage histologisk undersøgelse. Ved mistanke om og undersøgelse for PRRS, leptospirose og brucellose
sendes kopi af svar til Fødevarerestyrelsen, da det er indberetningspligtige sygdomme.
På kønsorganer fra udsættersøer foretages makroskopisk vurdering og evt. bakteriologisk
undersøgelse, hvis det skønnes relevant i henhold til de patologiske forandringer. Der kan
eventuelt foretages IF-test for leptospirer efter nærmere aftale. Undersøgelse af vaginalsvaberprøver fra søer har ringe diagnostisk værdi. Ved mistanke om urinvejsinfektioner anbefales undersøgelser af urinprøver og/eller nyrer og blærer.
Serologisk undersøgelse for brucellose og leptospirose kan evt. foretages på blodprøver
fra søer i problembesætninger. For leptospirer skal det i givet fald anføres, hvilke serogrupper, der ønskes undersøgt for. Det anbefales at undersøge mindst 10 blodprøver. Ved mistanke om brucellose anbefales ca. 70 blodprøver, fordi infektionen kan optræde med lav
prævalens: Alle aktive orner, 30 søer og 30 ungdyr. Normalt må der regnes med følgende
analysetider:
Bakteriologi 2 - 4 dage
Serologi
2 - 8 dage
Virologi
5 - 14 dage
Histologi
5 - 14 dage
Påvisning af PPV-antigen i fostre er et sikkert tegn på fosterinfektion med porcint parvovirus.
PPV-antistof kan påvises i immunkompetente fostre (ca. 70.-115. drægtighedsdag).
Leptospirer kan påvises på organmateriale ved IF-test, men metoden kan ikke differentiere
mellem forskellige serogrupper. Serologisk undersøgelse af blodprøver fra søer ved MATtest (Mikroagglutinationstest) er derimod serogruppe specifik, hvorfor man er nødt til at vælge relevante serogrupper til undersøgelse. Ved infektion med L. pomona ses ofte høje titre
(>1000). Betydning af L. bratislava er usikker og ved serologiske undersøgelser findes jævnligt reagenter med lave titre (10-50).
Bakteriefund i fostre kan være konklusive, men i en del tilfælde kan der være tale om sekundær indvækst (f.eks. af Enterobacteriaceae). I forbindelse med bakteriologisk undersøgelse af kønsorganer fra slagtesøer kan det evt. være et problem med kontamination af uterus med urin og/eller skoldevand under slagteprocessen. Bakteriefund bør derfor vurderes
kritisk. Positive svar i IgG/IgM testen er indikativ af, at fosteret har gennemgået en infektion.
Et negativt svar kan skyldes, at fosteret ikke har været inficeret, at grisens immunsystem på
infektionstidspunktet ikke har været udviklet nok eller, at fosteret er død inden det kunne nå
at danne antistoffer. Den prædiktive værdi af et negativt svar er altså begrænset.
Ved reproduktionsproblemer er det meget vigtigt, at der gennemføres en grundig besætningsanalyse med henblik på at identificere fejl ved klima, hygiejne, foder- og vandtildeling,
opstaldning og pasning. I mange tilfælde vil det da være muligt at gennemføre profylaktiske
tiltag, selv om specifikke årsager til problemet ikke er påvist med sikkerhed.
59
Porcin Reproduktions- og Respirationssygdom (PRRS)
Det mest fremtrædende kliniske tegn på akut udbrud af PRRS er reproduktionsproblemer karakteriseret ved øget antal sene aborter, øget antal dødfødte, mumificerede og svagtfødte
grise, øget dødelighed i diegivningsperioden samt øget antal omløbere. Desuden ses under
et akut udbrud ofte øget forekomst af søer, der sent kommer i brunst efter fravænning samt
agalacti hos søerne.
Ved den respiratoriske del af sygdommen ses besværet respiration og feber. Hos ungsvin og
slagtesvin kan et udbrud af PRRS ligne et akut udbrud af influenza. Nogle besætninger gennemgår svære, kroniske sygdomsproblemer, især blandt smågrise, og i disse besætninger
ses der ofte sekundære virale og bakterielle infektioner. Der ses ingen typiske makroskopiske forandringer ved obduktion af inficerede grise, og ved histologiske undersøgelser er interstitiel pneumoni den eneste gennemgående observation. PRRS-virus (PRRSV) kan på
basis af betydelige antigene forskelle inddeles i en europæisk type og en amerikansk type.
Prøvemateriale
Til virusundersøgelse indsendes fostre, dødfødte eller aflivede svagtfødte grise og/eller pleuravæske herfra, ustabiliserede blodprøver eller evt. næsesvaberprøver fra akut syge grise.
Da det ofte kun er få grise, som smittes transplacentalt, kan det være en god idé at indsende
blodprøver fra 4-7 dage gamle grise fra kuld med mange svage eller dødfødte grise, idet de
evt. få transplacentalt inficerede grise oftest vil forårsage en massiv smitte til kuldsøskende
indenfor den første leveuge. Ved den respiratoriske del af sygdommen indsendes lunger.
Til antistofundersøgelse indsendes ustabliserede blodprøver. Hvis der ønskes en serologisk besætningsprofil med henblik på at vurdere, i hvilke besætningsafsnit der evt. forekommer aktiv infektion, udtages repræsentativt fra forskellige aldersgrupper og staldafsnit f.eks. 5
blodprøver af ældre søer, yngre søer/gylte, polte, klimastaldsgrise, ungsvin og slagtesvin, og
prøverne skal undersøges i såvel blokerende ELISA som i immunoperoxidasetest (IPT).
Undersøgelse for PRRS foretages ved real-time RT-PCR specifik for henholdsvis amerikansk type (US) og europæisk type (EU) af PRRSV, således at positive fund typebestemmes
ved påvisning.
Rutinemæssig undersøgelse af blodprøver for indhold af PRRSV-antistoffer mod såvel EU
PRRSV som US PRRSV foretages med en differentierende blokerende ELISA. Herudover
udføres, på anmodning, i stedet for eller supplerende en IPT. IPT’en udføres i 2 udgaver,
over for henholdsvis europæisk PRRSV (IPT-EU) og overfor amerikansk PRRSV (IPT-US).
Klinisk udbrud af PRRS med deraf følgende reproduktionsforstyrrelser kan bekræftes ved
påvisning af virus og/eller antistof i pleuravæske fra fostre, dødfødte grise eller levendefødte
grise før optagelse af kolostrum. Påvisning af antistoffer over for PRRSV i blodprøver fra
søer kan kun anvendes til dokumentation af akut infektion i en given besætning i forbindelse
med første gang smitte af besætningen, dvs. i tilfælde hvor besætningen indenfor de sidste
par måneder er testet serologisk for PRRSV med negativt resultat.
Infektion med porcint parvovirus og influenzavirus er differentialdiagnostiske muligheder.
Tolkning af svar på blokerende ELISA
Ved den differentierende blokerende ELISA testes alle prøver over for såvel europæisk
PRRSV, som over for amerikansk PRRSV. Såfremt mindst en af disse test er positiv,
(OD%<44) beregnes prøvens ratio.Ratio=OD%EU/OD%US. Vores undersøgelser har vist, at
ratioen giver et godt billede af om der er europæisk PRRSV eller amerikansk PRRSV i besætningerne.
I besætninger, som udelukkende er smittet med europæisk PRRSV, er omtalte ratio for
hovedparten af prøverne mindre end eller lig 1,2, mens besætninger, som udelukkende er inficeret med amerikansk PRRSV, har en ratio som for de fleste af prøverne er større end eller
lig 2,0.
60
Ved serokonvertering i besætninger, som hidtil har været seronegative over for PRRS, er
det således relativt simpelt at klarlægge, om den pågældende besætning er inficeret med europæisk eller amerikansk PRRSV.
Som tilfældet også er med IPT’en, er det mere indviklet med tolkning af resultatet fra besætninger hvor både europæisk og amerikansk PRRSV forekommer, da der i disse ses et
mere broget billede. Der vil i disse besætninger være flere prøver som har en ratio i intervallet 1 til 2, ligesom der ofte vil være prøver med ratio mindre end 1 (inficeret med europæisk
PRRSV) samt prøver med ratio større end 2 (inficeret med amerikansk PRRSV).
Endelig skal det understreges, at ratioen ikke siger noget om antistof-niveauet i prøven,
men kun om forholdet mellem reaktionen i de to blokerende ELISA’er.
Tolkning af titerværdier opnået i IPT
IPT-testen har den fordel, at den angives som titerværdier (0, 50, 250, 1250 6250). Disse
værdier vil efter det akutte forløb med titre på 1250-6250 relativt hurtigt falde til titre på 50250, og man kan således ved at undersøge blodprøver fra forskellige aldersgrupper i en besætning få et indtryk af, hvor der forekommer aktiv infektion. Dette kan bl.a. have betydning i
besætninger, hvor muligheden for sanering ønskes vurderet. Der ses en vis krydsreaktion
mellem IPT-EU og IPT-US, mest udpræget umiddelbart efter infektion, hvor der forekommer
høje homologe titre. Krydsreaktionen er størst ved infektion med amerikansk PRRSV. Der vil
således efter infektion med amerikansk PRRSV forekomme nogen reaktion i IPT-EU, men
dog således, at de fleste prøver vil have højere titerværdi i IPT-US, mens de resterende vil
have samme titer i de to tests.
I besætninger tidligere inficeret med europæisk PRRSV ses ofte titerstigning i IPT-EU efter
infektion med amerikansk PRRSV, således at der samtidig med høje titre i IPT-US ses høje
værdier i IPT-EU. Dette skyldes formodentlig en boostning som følge af tilstedeværelse af
fælles antigener i de to virustyper, idet det ikke er sandsynligt, at den sammenfaldende stigning i begge IPT’er skyldes samtidig infektion med europæisk og amerikansk PRRSV.
Sammenhold af ELISA og IPT resultater
Undersøges prøver i begge tests, ser man på visse tidspunkter i infektionsforløbet, at testene
ikke har et ensartet reaktionsmønster. I besætninger inficeret med europæisk PRRSV ses, at
IPT’en påviser antistoffer tidligst (7-10 dage efter infektion), men de holder ikke så længe (612 måneder). Blokerende ELISA er lidt senere til at påvise antistoffer (8-14 dage efter infektion), men viser positiv reaktion længe (tilsyneladende op til 2 år efter infektion). Forskellene i
reaktionerne i de enkelte tests kan benyttes i forbindelse med udarbejdelse af besætningsprofiler, hvor smittespredningen i forskellige staldafsnit ønskes klarlagt. Et dyrs serologiske
profil kan desuden være til hjælp i forbindelse med opklarende arbejde ved enkeltreagenter.
Erfaringen viser, at der efter smitte med amerikansk PRRSV ofte ses tidligere reaktion i
blokerings ELISA end i IPT.
Differentiering mellem infektion med europæisk PRRSV og amerikansk PRRSV kan, for
begge tests vedkommende kun foretages på besætningsniveau, ikke på enkeltdyrsniveau.
Maternelle antistoffer
I besætninger med ro i såvel soholdet som klimastalden ses ofte, at klimastalds-grisene reagerer negativt eller svagt i IPT, mens de er positive i blokerende ELISA. Dette skyldes at disse maternelle antistoffer kun giver anledning til en svag reaktion i IPT, mens der ses en positiv reaktion i blokerende ELISA. Omvendt vil blodprøver fra klimastaldsgrise, blandt hvilke
der kører en aktiv infektion, give en klar positiv reaktion i IPT.
Forholdsregler
PRRS er en anmeldepligtig sygdom. Ved mistanke herom skal fornødent materiale indsendes til DTU Veterinærinstituttet, København.
61
Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS)
Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS) er et sygdomskompleks, der hovedsageligt optræder hos grise i alderen 5-14 uger. Det typiske kliniske billede er utrivelighed og
forøget dødelighed indenfor den første måned efter fravænning. I nogle tilfælde optræder
hoste, dyspnoe samt eventuelt diarré. Af og til ses ikterus hos angrebne grise. Da de kliniske
symptomer således er uspecifikke og samtidig varierer både mellem afficerede individer
samt over tid, kan symptomer på PMWS let forveksles med symptomer på andre sygdomme.
Morbiditeten når ofte op på 5 -10% eller højere i den nævnte aldersgruppe, mens letaliteten i
nogle besætninger kan nå 90%. I Danmark toppede antal diagnostiske indsendelser vedrørende PMWS i 2003 – 2004, se evt. www.vet.dtu.dk. I de seneste år er der fra praksis (både i
Danmark og andre lande) rapporteret om en øget forekomst af PMWS hos ældre grise og
slagtesvin.
Diagnostik af PMWS er vanskelig, fordi de kliniske symptomer er uspecifikke. Infektion
med porcint circovirus type 2 (PCV2) er afgørende for udviklingen af PMWS, men andre faktorer har også betydning. Infektion med PCV2 er derfor ikke ensbetydende med, at PMWS
forekommer i besætningen eller vil udvikles. Der er således stadig mange uafklarede
spørgsmål omkring denne sygdom.
Prøvemateriale
Karakteristiske patologiske forandringer optræder ikke hos alle grise, og laboratorieundersøgelserne bør derfor omfatte minimum 3-5 grise. Det kan være nødvendigt med flere indsendelser. En serologisk besætningsprofil for PCV2-antistoffer hos grise i forskellige aldersgrupper kan belyse om serokonvertering overfor PCV2 foregår i tilslutning til de kliniske symptomer, hvilket må anses for at være en forudsætning for, at der er tale om PMWS.
For at stille diagnosen PMWS er det nødvendigt at sammenholde de kliniske observationer
med resultater af laboratorieundersøgelser, der skal omfatte patologi, histopatologi samt virologisk undersøgelse. PCV2 påvises i væv ved immunhistokemisk undersøgelse. Desuden er
bakteriologisk undersøgelse ofte nødvendig, da andre lidelser kan forveksles med PMWS.
Blodprøver undersøges for PCV2-antistoffer ved ELISA.
De patologiske forandringer er uspecifikke og omfatter forstørrede lymfeknuder, interstitiel
pneumoni (ikke kollaberede lunger), atrofi og fibrose af leveren samt nefritis (lyse nyrer). Alle
disse forandringer vil sjældent være tilstede på den samme gris. Histopatologisk undersøgelse er afgørende for diagnostik af PMWS. Typiske histopatologiske forandringer omfatter lymfo-histiocytær pneumoni, degeneration og nekrose af hepatocytter, lymfo-histiocytær interstitiel hepatitis og nefritis samt udtynding af lymfocytter i lymfeknuderne (depletion). Særligt karakteristiske forandringer er multinukleære kæmpeceller og basofile intracytoplasmatiske inklusionslegemer, specielt i lymfoide organer. Påvisning af PCV2 i væv fra grise med typiske
histopatologiske forandringer i det lymfatiske system vil være foreneligt med PMWS. Serokonvertering overfor PCV 2 i den angrebne aldersgruppe er ikke ensbetydende med, at besætningen har et udbrud af PMWS, men det må som nævnt anses for at være en forudsætning for, at der er tale om PMWS. Serologisk undersøgelse for PCV2 kan altså benyttes som
en indledende eller supplerende undersøgelse.
I forbindelse med et EU-projekt vedrørende PCV2 og PMWS blev der blandt deltagende
lande i 2005 opnået enighed om en ”case-definition” for PMWS, som også anvendes i Danmark. Det anbefales at foretage laboratorieundersøgelse af 3-5 grise. Kriterier for PMWS er:
1) Forekomst af kliniske symptomer med utrivelighed og forøget dødelighed. Forstørrede inguinale lymfeknuder, dyspnoe, diarre og ikterus kan forekomme. 2) Forekomst af depletion
og histiocytær celleinfiltration i lymfoide organer og/eller inklusionslegemer og/eller kæmpeceller. 3) Påvisning af PCV2 i moderat til massiv mængde i lymfoidt væv i mindst én gris med
ovennævnte histologiske forandringer. Vedrørende forøget dødelighed anbefales sammenligning af aktuel periode og en passende periode forud for problemets start (evt. ved brug af
statistisk analyse).
62
Centralnervøse lidelser hos svin
Centralnervøse forstyrrelser kan ses ved en lang række sygdomme med forskellig ætiologi
(virus, bakterier, forgiftninger). Opmærksomheden må henledes på, at flere virusinfektioner,
som kan forårsage CNS-forstyrrelser, er omfattet af lovgivningen. CNS-lidelser af bakterielle
årsager kan optræde dels i forbindelse med septikæmier og dels som specifikke infektioner i
centralnervesystemet. Til sidstnævnte hører specielt suppurativ meningoencephalitis forårsaget af Streptococcus suis type 2, som i nogle svinebesætninger kan medføre alvorlig dødelighed blandt smågrise og ungsvin. Af differentialdiagnostisk betydning kan dels nævnes
ødemsyge og dels kogsaltforgiftning, som kan optræde ved mangelfuld vandtildeling.
Prøvemateriale
Kadavere fra mindre grise, hoved eller hoved suppleret med diverse organer fra større grise.
Der udvælges så vidt muligt ubehandlede dyr med karakteristiske symptomer, aflivede eller
selvdøde. Til undersøgelse for ødemsyge kræves tarmsæt.
Bakteriologisk undersøgelse af hjerne, hjernehinder og evt. andre organer. Histopatologisk
undersøgelse af formalinfikseret hjerne kan foretages efter ønske.
Ved fund af Streptococcus suis foretages serotypning. Der undersøges for 34 forskellige serotyper, hvoraf serotype 2 er den hyppigst forekommende i forbindelse med meningitis. Ved
den histopatologiske undersøgelse er det muligt at vurdere, om en inflammation i CNS er af
viral - eller bakteriel ætiologi, eller om der eventuelt kan være tale om saltforgiftning. I nogle
tilfælde påvises suppurativ leptomeningitis som tegn på bakteriel infektion uden samtidig isolation af agens. Ved histopatologiske forandringer forenelige med virusinfektion kan der
eventuelt foretages virologisk undersøgelse af organmaterialet. Fund af E. coli F18+, VT2e+
(negativ for LT/ST) i tarm er foreneligt med ødemsyge.
63
Laboratoriediagnostik ved sygdomskomplekser og zoonoser
hos drøvtyggere
Luftvejsinfektioner hos kalve
Enzootisk pneumoni hos kalve er ætiologisk et meget komplekst syndrom, hvor en række infektiøse determinanter i samspil med miljø- og driftsforhold spiller en afgørende rolle. Pneumoni forekommer specielt hos kalve under 6 måneder. I den specialiserede slagtekalveproduktion ses enzootisk pneumoni i umiddelbar tilknytning til indsættelse af kalve.
Følgende agens har betydning for syndromet:
Virus:
Bovint respiratorisk syncytial (BRS) virus, parainfluenza-3- (PI-3-)virus, samt
bovint coronavirus.
Bakterier:
Pasteurella multocida, Mannheimia (Pasteurella) haemolytica, Histophilus
somni (Haemophilus somnus), Arcanobacterium (Actinomyces) pyogenes og
Salmonella Dublin.
Mykoplasmer: Mycoplasma dispar, Mycoplasma bovirhinis, Mycoplasma bovis og
Ureaplasma.
Parasitter:
Lungeorm (Dictyocaulus viviparus).
En primær virusinfektion danner ofte grundlag for udvikling af sekundær bakterieinfektion,
der eventuelt kan forværres af en samtidig eller forudgående mykoplasmainfektion.
Prøvemateriale
Til bakteriologisk og virologisk undersøgelse anvendes organmateriale (optimalt hele lungesættet) fra selvdøde eller aflivede kalve. Fra levende kalve, eller som supplement til organindsendelser, kan der indsendes trachealskylleprøver eller næsesvaberprøver. Trachealskylleprøver kan undersøges bakteriologisk og virologisk, mens næsesvaberprøver kun er egnede til virologisk undersøgelse. Svaberprøver udtages bedst med tynde svabere med metalskaft. Svaberprøven indsendes i 0,5 ml sterilt fysiologisk saltvand i et ustabiliseret blodprøveglas eller tilsvarende (gelsvabere kan ikke anvendes). Pakninger med 2 svabere og glas
med saltvand kan rekvireres på den direkte linie til ordrekontoret, tlf. 35 88 50 00 eller fax. 35
88 50 01.
Trachealskylning foretages lettest ved intubering med plastkateter (udvendig diameter 6-8
mm, længde 100 cm). Følgende retningslinier kan anvendes:
Kalven fikseres af en medhjælper, og tungen trækkes ud mellem kindtænderne.
Kalven intuberes med en hurtig bevægelse, til der mærkes modstand (bifurkationen).
En steril plastsprøjte monteres på kateteret, og der indsprøjtes 50 ml isotonisk saltvand.
Straks efter aspireres den sekrettilblandede skyllevæske i sprøjten (udbytte 30-50%).
Kalven ekstuberes.
Som alternativ kan kalven intuberes via næsen.
Væsken overføres til centrifugerør eller blodprøveglas (plain) og indsendes til laboratoriet
snarest muligt. Ved besætningsudbrud anbefales det at tage prøver fra 3-5 syge dyr. Virus
påvises bedst i prøver fra dyr i begyndelsen af infektionen, mens sandsynligheden for at påvise bakterier er størst i de senere faser. Da rester af antibiotika i lungerne hæmmer den
bakteriologiske dyrkning, anbefales det at tage prøver fra ubehandlede kalve. Evt. behandling skal anføres på indsendelsen.
Fæcesprøver bør indsendes ved mistanke om lungeorm. Se iøvrigt under afsnittet ”Parasitter hos kvæg.”
Til serologiske undersøgelser anvendes plain venoject blodprøveglas (10 ml fuldblod).
Skal blodprøven opbevares i længere tid, skal serum udskilles. Dette gøres ved at centrifugere prøven (3000 RPM i 10 min), hvorefter serum afpipetteres med en plastpipette eller lignende til egnet plastrør (f.eks. Nunc plastrør). Serumprøven opbevares på frys indtil indsen-
64
delsen. Planlægges det at indsende parrede prøver, skal dette anføres på indsendelsen, idet
analysen først foretages, når den anden prøve er modtaget.
På indsendelsesblanketten anføres hvilke undersøgelser, der ønskes udført på materialet
(bakteriologisk -, virologisk - og serologisk undersøgelse m.v.). Vedrørende bakterielle
agens, udføres der resistensbestemmelse af Pasteurella spp. Der foretages ikke rutinemæssigt resistensbestemmelse af H. somni. De fleste danske isolater af H. somni er følsomme for de fleste antibiotika, f.eks. penicillin. Som alternativ til direkte påvisning af virus
kan serologiske analyser anvendes. Desværre er det endnu ikke muligt at anvende serologiske test for luftvejspatogene bakterier. I princippet er serodiagnostik en indirekte indikation
for, at virus har været involveret, idet det er antistoffer mod det pågældende virus, der måles,
og ikke selve virus. Da tilstedeværelse af antistoffer i serum kan skyldes en ældre overstået
infektion eller maternelt overførte antistoffer, er påvisning af antistoffer i en enkelt prøve ikke
nødvendigvis et udtryk for, hvilke agens der er involveret i den aktuelle sygdom. Parrede
prøver udtaget i den akutte fase (før dyret har dannet antistoffer) og igen 2-4 uger senere
kan anvendes, idet en stigning i antistofniveauet (normalt mindst 4-fold forskel) i tidsrummet
umiddelbart efter det akutte udbrud er en god indikation for, at dyret for nyligt har være eksponeret.
Normalt kan følgende analysetider påregnes:
Bakteriologi
Virologi
Serologi
Parasitologi
2 - 4 dage
2 - 14 dage
5 - 14 dage
2 - 4 dage
Patogene luftvejsbakterier forekommer udbredt i kalvebesætninger, også på slimhinden i
næsehulen hos raske individer. Endvidere vil visse patogene bakterier, f.eks. H. somni, kun
sjældent kunne isoleres fra næsesvaberprøver, uanset at den måtte findes i lungen. Bakteriologisk undersøgelse af næsesvaberprøver er derfor ikke relevant.
Resistensundersøgelser viser, at luftvejspatogene bakterier ofte er følsomme for penicilliner, som bør være førstevalg ved disse lidelser.
Resultatet af virusanalyserne skal altid vurderes i forhold til dyrets alder, andre mikrobiologiske fund og pato-anatomiske forandringer, anamnesen samt kendskab til det specifikke
agens. PI-3-virus er almindeligt forekommende i andre europæiske lande, men ses meget
sjældent i Danmark. Bovint coronavirus påvises af og til i lungemateriale og i næsesvabere.
Coronavirus er formodentlig sjældent årsag til alvorlig lungebetændelse, men kan inducere
mild til svær bronchitis og dermed udløse en mere alvorlig sekundær bakterieinfektion. Tolkningen af positive antistofresultater for coronavirus er problematisk, idet dette virus også er
hyppig årsag til enteriske lidelser, specielt hos spædkalve. Årsagen til at coronavirus lejlighedsvis påvises i næsesvabere fra kalve uden respirationsvejssymptomer kan være enten
fækal kontaminering eller subklinisk infektion. På denne baggrund er det klart, at et positivt
coronavirus/antistof resultat nøje bør vurderes i forhold til pato-anatomiske fund, og at
anamnestiske oplysninger om forekomst af f.eks. diarré i besætningen bør indgå i disse
overvejelser.
Langt den hyppigst diagnosticerede virale årsag til alvorlige luftvejslidelser hos kalve er
Bovint Respiratorisk Syncytial Virus (BRSV). BRSV alene kan inducere en kraftig og til tider
fatal pneumoni, men kan også medvirke til udvikling af sekundære infektioner.
Ved vurdering af serologiske analyseresultater, skal man være opmærksom på, at parrede
prøver ikke direkte kan anvendes til diagnostik af infektion hos kalve med højt niveau af maternelle antistoffer. Maternelle antistoffer har en halveringstid på 20-30 dage, hvilket betyder,
at det fald, der sker i den maternelle titer mellem de to prøver, kan maskere en stigning i de
inducerede antistoffer.
65
Enteritis hos kalve og voksent kvæg
Kalvediarré
Ætiologien ved kalvediarré er kompleks og involverer infektiøse faktorer i samspil med immunologiske samt ernærings- og miljømæssige forhold. Optræder der diarré eller utrivelighed hos mere end 10-20% af kalvene i en besætning, er undersøgelse af organmateriale og/eller fæcesprøver relevant.
E. coli, rotaog coronavirus
Infektion med E. coli kan vise sig i 2 hovedformer for sygdom: Diarre eller septikæmi.
Infektion med F5 positive enterotoksigene E. coli (ETEC) er en hyppig årsag til diarré hos
kalve i 1.-4. levedøgn, sjældnere op til 7 dages alderen. ETEC har evne til at adhærere i tarmen og producere et enterotoksin, der fremkalder tab af elektrolytter og vand til tarmlumen.
Klinisk ses diarré, dehydrering, acidose og kollaps.
Visse E. coli, har invasiv evne og forårsager septikæmi. Sygdommen optræder især i de
første levedøgn og er klinisk karakteriseret ved feber og nedstemthed, ofte med et akut forløb. Afhængig af forløbet kan der evt. ses symptomer på meningitis og arthritis. Diarré kan
forekomme.
Råmælksforsyning og opstaldning øver indflydelse på sygdommenes forekomst og udbredelse.
Rota- og coronavirus er hyppigt forekommende ved neonatal kalvediarré, og ofte ses
blandingsinfektion med cryptosporidier. Rotavirus kan især fremkalde diarré hos kalve i 5-10
dages alderen. Coronavirusinfektion forekommer hyppigst i 2.-3. leveuge, men kan også ses
hos voksent kvæg (vinterdysenteri). Klinisk normale kalve kan imidlertid også udskille rotaog coronavirus med fæces.
Prøvemateriale
Fæcesprøver udtages hurtigst muligt efter sygdomsudbruddet fra ubehandlede kalve, prøverne udtages fra rectum. Ved mistanke om coccidiose skal prøverne udtages 2-4 døgn efter
diarréens begyndelse. Der bør udtages prøver fra mindst 3-5 kalve. Svaberprøver kan udtages med vatsvabere fra rectum. Svaberprøver egner sig imidlertid kun til bakteriologisk undersøgelse (E. coli), fordi materialemængden ikke er tilstrækkelig til påvisning af virus og parasitter. Undersøgelse for septikæmisk colibacillose foretages ikke på fæces/tarm, da betydningen af isolater herfra ikke kan vurderes. Der skal i disse tilfælde indsendes lever, milt,
tarm. Organer bør omfatte ombundne stykker af tyndtarm med tilhørende intakte krøslymfeknuder og colon, desuden lever og milt. Oplysninger om foder og evt. foderændringer bør
indgå i anamnesen.
På indsendelsesblanketten skal det anføres, hvilke undersøgelser, der ønskes foretaget. Af
tabel 6. fremgår hvilke aldersgrupper, der er relevante for de forskellige agens. Det er vigtigt
at anføre alderen præcist i dage for kalve under 2 uger. Der foretages resistensbestemmelse
af isolerede patogene bakterier (E. coli og Salmonella). Fra kalve under 1 uge foretages i
visse tilfælde, afhængig af anamnese, vejledende resistensbestemmelse på F5-negative E.
coli isoleret i renkultur fra tarmindhold og fæcesprøver, da disse colibakterier kan besidde
ukendte patogenitetsfaktorer. I de skriftlige svar angives sådanne bakterier enten som F5negative eller uden angivelse af type.
66
Tabel 6. Relevante aldersgrupper for undersøgelse af tarmpatogener hos kalve
Agens
E. coli
Salmonella
Rotavirus
Coronavirus
Cryptosporidier
Coccidier
Løbetarmstrongylider
Alder
0-7 dage
Alle
0-30 dage
Alle
5 dage til 4 uger
3 uger til 12 uger samt græssende dyr
Græssende dyr
Generelt er laboratorieresultater kun udtryk for positivt/negativt fund af patogener, hvorfor
tolkning må bero på en helhedsbedømmelse. Et negativt laboratoriefund kan ikke tages som
udtryk for ingen forekomst af patogener i en besætning. En positiv laboratorieundersøgelse
kan omvendt tolkes som forekomst af patogener hos det/de undersøgte dyr. Derimod kan forekomst af patogener ikke automatisk bruges som årsagsforklaring. Dette gælder specielt
ved fund af E. coli, rotavirus, coronavirus, cryptosporidier og coccidier. Årsagen til diarré hos
kalve kan kun opklares ved en samlet vurdering af kompleksets mange mulige årsagsfaktorer, herunder også non-infektiøse risikofaktorer. I denne sammenhæng er det vigtigt at undersøge mælkefodringen.
Cryptosporidier og coccidier
Nærmere omtale i afsnittet om "Parasitter hos kvæg".
Diarrepakke til kalve
Veterinærinstituttet tilbyder en diarrepakke til diagnostiske undersøgelser af årsager til kalvediarre indenfor de første 10 levedøgn. Der foretages følgende undersøgelser:
Patogene E.coli.
Fimbrietypning for F5 (K99)
Resistensundersøgelse af et isolat (MIC)
Rotavirus
Coronavirus
Cryptosporidier
Prøvemateriale
Der skal indsendes fæcesprøver fra 5 forskellige kalve fra samme besætning med diarresymptomer. Fæcesprøverne skal udtages hurtigst muligt efter starten på diarreen og fra
ubehandlede kalve. Prøverne udtages om muligt fra rectum, ca. 5-10 gram pr. kalv. Fæces
anbringes i tætte beholdere, og på hver beholder anføres kalvens øremærke nummer. På
indsendelsesblanketten anføres under ønskede undersøgelser: ”diarrepakke til kalve”. Kalvenes øremærke numre og aldre i dage anføres ligeledes gerne på blanketten. Prøverne kan
evt. fryses og dermed samles over flere dage.
Der foretages konventionel bakteriologisk undersøgelse for E. coli inklusiv typebestemmelse
og resistensbestemmelse (MIC). Der foretages ikke undersøgelse for Salmonella ved opformering. Der undersøges for rotavirus og coronavirus ved antigen ELISA. Cryptosporidier undersøges ved udstrygning og specialfarvning, og resultatet angives semikvantitativt som lavgradig, moderat eller massiv udskillelse. De anførte undersøgelser er traditionelle metoder,
men tilbudet for fem prøver indebærer en samlet pris, som er under det halve af, hvad prisen
for 5 enkeltprøver ville være. Undersøgelser af fem prøver giver dels større sandsynlighed
for at påvise de enkelte agens i forhold til 1-2 prøver, og dels giver det et semikvantitativt udtryk for deres relative forekomst.
67
Salmonellainfektioner
Salmonella enterica subspecies enterica serovar Dublin er den hyppigste årsag til kvægsalmonellose. Sygdommen er en udpræget kalvesygdom, der typisk forårsager udbrud i aldersklassen 2 uger-3 måneder. Klinisk salmonellose forårsaget af S. Dublin forekommer sjældent
hos voksne dyr. Hos kalve er symptomerne som oftest diarré med høj feber, men ikke sjældent er lungesymptomer det mest fremtrædende. Dyr, der har overstået sygdommen, kan
være latente smittebærere i lang tid og udgør en smitterisiko ved handel. Smittebærere kan
evt. udpeges ved serologisk undersøgelse.
Salmonella enterica subspecies enterica serovar Typhimurium ses i Danmark oftest hos
voksent kvæg som en udpræget sæsonsygdom med den hyppigste forekomst i august-september. Symptomerne er høj feber med voldsom, evt. blodig diarré og næsten ophørt mælkeydelse. Nyere undersøgelser har vist, at smitten kan persistere i besætningen i
adskillige måneder, efter at de kliniske symptomer er ophørt. Smitten kan persistere i såvel
voksent kvæg som kalve og ungkreaturer. På grund af sæsonsvingningerne i forekomsten
antages det, at udbruddene skyldes smitte fra miljøet. Handel med subklinisk inficerede dyr
udgør dog en mulig smittekilde.
Salmonella enterica subspecies enterica serovar Enteritidis forekommer normalt i mindre
end 10 udbrud årligt. Smittekilderne ved disse udbrud kendes ikke.
Sporadiske udbrud af salmonellose forårsaget af såkaldt "eksotiske" typer kan forekomme
efter introduktion af smitte f.eks. med inficeret kraftfoder.
Salmonellose er omfattet af lov om husdyrsygdomme, Liste 2, hvilket indebærer, at der
skal indsendes materiale til laboratoriemæssig undersøgelse ved mistanke. Kvægsalmonellose er endvidere omfattet af Mejeribrugets Erstatningsordning. Ved mistanke om salmonellose eller påvisning af salmonellabakterier orienterer DTU Fødevareinstituttet/DTU Veterinærinstituttet den lokale Fødevareregion og Fødevarestyrelsen ved kopi af laboratoriesvaret.
Der er etableret et overvågningsprogram primært baseret på serologisk undersøgelse af
tankmælk og slagteblodprøver, der inddeler samtlige kvægbesætninger i et Salmonella Dublin niveau (1-3) afhængigt af sandsynligheden for tilstedeværelsen af bakterien. Niveauerne
kan ses i CHR-registeret. Herved kan den enkelte landmand sikre sig mod at få bakterien
bragt til sin besætning via handel med dyr (raske smittebærere) eller ved kontakt til smittede
besætninger.
Besætninger med sygdom pga. Salmonella Dublin bliver påbudt særslagtning, da dyrene i
besætningerne i en periode udgør en stor risiko for at bringe bakterien ind på slagteriet.
Særslagtningen nedsætter risikoen for at bakterien overføres til kødet.
Prøvemateriale
Fra klinisk syge eller døde dyr udtages fæcesprøver eller organmateriale (tarm med krøslymfeknuder, lever, milt og lunge) til dyrkning. Undersøgelse af prøver fra flere dyr (8-10) øger
diagnosens sikkerhed. Ved positivt resultat medgår yderligere 3-6 dage til typebestemmelser
og epidemiologisk karakterisering. Ved undersøgelse af foderprøver efter udbrud af salmonellose forårsaget af "eksotiske" typer tilrådes det at udtage prøver af foder leveret 2-3 uger
før udbruddets start. Af hensyn til retsgyldigheden af undersøgelsesresultatet anbefales det,
at foderprøver udtages i overværelse af en repræsentant fra leverandøren.
Dyrkningsundersøgelse og typebestemmelse samt resistensundersøgelse. Ved påvisning af
S. Typhimurium foretages endvidere fagtypning.
Serologisk undersøgelse ved Mix-ELISA for antistoffer mod Salmonella, eller S. Dublin
ELISA. S. Dublin ELISA detekterer fortrinsvis antistoffer rettet mod S. Dublin, der kan dog forekomme krydsreaktion med andre Salmonella enterica subsp. enterica serotyper. Der indsendes ustabiliserede blodprøver.
Påvisning af S. Dublin hos enkeltdyr kan være lejlighedsfund. Påvises bakterien hos flere
dyr, kan der være tale om et besætningsproblem. Sektionsfundet ved salmonellose er punktformede blødninger, svulst af milt og lever samt enteritis. Den serologiske undersøgelse giver god mulighed for vurdering af besætningsstatus, da testen har stor følsomhed. I be-
68
sætninger, der ved bakteriologisk undersøgelse er fundet inficeret med S. Dublin, kan resultatet af serologisk undersøgelse til dels være retningsgivende for forekomst af smittebærere.
Paratuberkulose
Sygdomsudviklingen er ofte snigende med vekslende diarré efter 2.-3. kælvning. Inkubationstiden er meget lang, ofte 3-5 år. Kliniske tilfælde volder sjældent diagnostiske problemer.
Den laboratoriemæssige diagnostik er baseret på påvisning af Mycobacterium avium subsp.
paratuberculosis i fæces og/eller tarmslimhinde og påvisning af antistoffer i blodprøver.
Prøvemateriale
Fra døde dyr indsendes ileum og forreste del af colon med intakte krøslymfeknuder. Fra levende dyr indsendes fæcesprøver, slimhindebiopsier fra rectum og blodprøver.
Værdien af diagnostiske metoder fremgår af tabel 7. Følsomheden ved dyrkning svarer til ca.
100 bakterier pr. gram fæces. Klinisk syge dyr udskiller 107-108 bakterier pr. gram. Udskillelsen kan starte hos 6 måneder gamle kalve. Dyrkning varer mindst 2 måneder.
Serologisk undersøgelse kan foretages ved absorberet ELISA teknik eller CF test. DTU
Veterinærinstituttet anbefaler ELISA, og denne metode vil blive benyttet, hvis ikke andet er
angivet, da paratuberkulose ELISA både er mere følsom og mere nøjagtig end CF testen. I
forbindelse med eksport undersøgelser kræves der undertiden CF test, og det skal i så fald
markeres på indsendelsessedlen. Generelt for udvikling af det serologiske respons ved paratuberkulose gælder, at det kommer sent i forløbet. Det er derfor vanskeligt at udpege unge
dyr i det tidlige sygdomsforløb, mens den diagnostiske værdi af et undersøgelses-resultat er
god ved dyr med klinisk mistanke (diarre, afmagring). Besætninger med paratuberkulose har
oplysningspligt ved salg af levedyr. Paratuberkulose er omfattet af Kvægerstatningsordningen.
Tabel 7. Diagnostiske muligheder ved paratuberkulose
Stadium
Mikroskopi
Dyrkning
(fæces)
Antistof
(ustab. Blod)
+
+
+
Asymptomatiske udskillere
(+)
+
(+)
Inficerede, ingen udskillelse
-
-
(+)
Klinisk sygdom
Forebyggelse og bekæmpelse
En besætning med paratuberkulose kan opretholde et tilfredsstillende produktionsresultat
trods infektion. Egentlig sanering er ikke mulig med de metoder, som er til rådighed i dag.
Det er muligt at mindske tab på grund af sygdommen ved følgende forholdsregler:
- Slagtning af klinisk syge dyr
- Forbedring af hygiejnen i besætningen
- Indretning af kælveboks
- Isolation af kalve på stald/græs
- Kalve må ikke die hos moderen
- Kalve, født af paratuberkuløse køer, slagtes
- Foderplan optimeres (undgå letfordøjelige foderemner i store mængder)
- Dyrkning af gødningsprøver fra alle dyr over 1-2 år, 1-2 gange årligt. Positive dyr sættes ud
- Vaccination af 2-4 uger gamle kalve
69
Spredning af paratuberkulose foregår primært ved handel med latent inficerede dyr. Det er
ikke muligt med den nuværende diagnostik at udpege subklinisk inficerede dyr med sikkerhed. Den største sikkerhed mod indslæbning opnås ved at undgå indkøb af dyr.
Er indkøb nødvendigt, må det anbefales at få en erklæring fra sælger og evt. dennes dyrlæge, hvori det er sandsynliggjort, at der ikke i de seneste 5 år har været påvist paratuberkulose eller tilfælde af terapi-refraktær diarré i besætningen, og at der ikke vaccineres mod paratuberkulose.
Bovin virusdiarré (BVD)
BVD-virusinfektion ses i forbindelse med uspecifik sygelighed og ved omløbninger, aborter,
svagtfødte og misdannede kalve samt ved sygdom hos ungkreaturer. I Danmark er sygdommen udryddet efter en bekæmpelsesperiode på knap 10 år og besætninger overvåges
serologisk på mælk og serumprøver. Da prævalensen af seropositive dyr i besætningerne er
faldende, vil fødsel af en enkelt persistent inficieret (PI) kalv kunne starte et nyt alvorligt udbrud, hvorfor indsatsen nu primært rettes mod at fastslå, at nyfødte kalve ikke er PI kalve.
Mistanke om BVD er indberetningspligtig og håndtering af overvågning og bekæmpelse er
beskrevet i Bekendtgørelse om BVD i kvæg. Ved påvisning af BVD kontaktes den lokale fødevareregion.
Akut BVD mistanke
Ved mistanke om akut smitte med BVD-virus eller ved mistanke om PI-dyr indsendes ustabiliserede blodprøver til DTU Veterinærinstituttet, Lindholm. Ved dødsfald eller kastninger indsendes organmateriale til DTU Veterinærinstituttet, Lindholm med henblik på viruspåvisning.
Organmaterialet skal som minimum omfatte stykker af milt og lunge samt om muligt en blodprøve eller pleuravæske. Det kan i tilfælde med uspecifik sygelighed og omløbninger være
relevant at indsende parrede, ustabiliserede blodprøver udtaget med 3 ugers mellemrum til
antistofundersøgelse ved DTU Veterinærinstituttet, Lindholm.
Der undersøges for BVD-virus i blodprøver og organmateriale ved dyrkning eller PCR. Hvis
det drejer sig om unge dyr, der har fået colostrum kan tilstedeværelsen af antistof neutralisere virus, således at de ikke kan påvises ved dyrkning, hvorimod PCR, der påviser virus nukleinsyre, ikke vil være påvirket af maternel immunitet.
Påvisning af BVD-virus vil kunne skyldes akut infektion eller, at dyret er persistent inficeret.
Da sygdommen kun er til stede i ganske få besætninger, vil enhver påvisning af virus i dyremateriale eller øgning i tankmælkstiter medføre et udredningsarbejde for at finde smittekilden. Påvises antistof i dyr over 6 måneder, tyder det på en overstået infektion, der kan have
fundet sted flere år tidligere. Påvisning af antistof kan ikke med sikkerhed udelukke, at dyret
er persistent inficeret.
Aborter, svagt-/dødfødte kalve og misdannede kalve
I tilfælde af abort, dødfødte eller misdannede kalve, indsendes foster/kalv, lunger, milt, pleuravæske, samt en ustabiliseret blodprøve fra moderdyret til DTU Veterinærinstituttet, Lindholm. Hvis der ønskes undersøgt for andre agens eller histopatologisk undersøgelse, skal
materiale samtidig indsendes til DTU Veterinærinstituttet, København. Ved fødsel af levende,
men svagtfødte kalve indsendes ustabiliserede blodprøver, samt en blodprøve af moderdyret.
Hjerne-, lunge- og miltvæv undersøges for BVD-virus. Pleuravæske undersøges for BVDantistoffer, mens blodprøven af moderdyret kun undersøges på indikation, eller såfremt indsender ønsker det. Vedrørende generel undersøgelse i forbindelse med abort og misdannelse, se side 78-79.
70
Påvisning af virus eller antistoffer i fostermateriale viser, at fosteret har været inficeret med
BVD-virus. Det kan dog være vanskeligt at påvise virus i abortmateriale. Det kan være nødvendigt med flere indsendelser. Ved abort som følge af BVD-virusinfektion vil en blodprøve
fra moderdyret indeholde antistoffer, hvilket imidlertid ikke bekræfter diagnosen. Fravær af
antistoffer i en blodprøve fra moderdyret betyder, at aborten er fremkaldt af andet end BVDvirus, med mindre der er tale om et persistent inficeret moderdyr eller en akut infektion.
Påvisning af BVD-virus i organmateriale betyder som oftest, at dyret var persistent inficeret.
Botulisme hos kvæg
Årsagen til botulisme er optagelse af botulinum toxin, produceret af den anaerobe og sporedannende bakterie Clostridium botulinum.
Der findes 7 forskellige typer af C. botulinum (Type A-G). Det er kun type C og D, der forårsager botulisme hos kvæg. Disse typer er til gengæld overordentligt sjældent årsag til botulisme hos mennnesker, hvor type A, B og E dominerer.
Udbredelse
Botulinumbakterien er tilstede i jord og i tarmkanalen hos mange forskellige dyrearter. Forgiftning ses dog stort set udelukkende i forbindelse med indtagelse af foder kontamineret
med toxin fra døde smådyr. I forbindelse med ensilering kan eksempelvis vildt medtages og
blive gemt i ensilagen, eller dyr drukner i uafdækkede beholdere med vand, valle eller melasse. Der vil ofte være tale om katte, harer og fugle. Botulinumbakterier i de døde dyrs
tarmkanal danner, såfremt de rette anaerobe betingelser er tilstede, evt. toxin, som fordeles i
fodermidlet, når forrådnelsen er fremskreden. I enkelte tilfælde har der også været tale om
selvdøde katte, gemt på høloftet, der har været årsag til udbrud, idet kadavervæske har
dryppet ned på foderbordet. Botulisme udbrud i Danmark har i perioden 1990-2000 typisk
omfattet 1-3 dyr pr. udbrud. Enkelte udbrud med 15 til 60 døde dyr er dog forekommet.
Patogenese
Toxinet absorberes fra tarmen og inhiberer acetylkolinfrigørelsen ved nervernes endeplader
medførende motorisk paralyse.
Symptomer
Latenstiden mellem optagelse af toxin og fremkomst af symptomer afhænger af toxinmængden i foderet og varierer mellem 3 og 10 dage. Hos kvæg udvikles en progressiv parese først
med lammelse af tunge- og svælgmuskler. Der ses besværet foderoptagelse og salivation,
Dyret står med tungen hængende frem. Tungen er atonisk og blød, og kan ikke trækkes tilbage. I svære tilfælde udvikler sygdommen sig til at omfatte lammelse af bagparten efterfulgt
at mere udbredt paralyse. Respirationen er langsom og besværet og evt. ses en kraftig fure
bag ribbenskurvaturen (”hvepsetalje”) grundet paralyse af muskulaturen og deraf følgende
forceret brug af mellemgulvet. Temperaturen er normal. I forbindelse med udbrud kan dyrene findes døde uden forudgående symptomer. Der er ingen karakteristiske sektionsfund ved
botulisme.
Prøvemateriale
Undersøgelsen omfatter dyrkning og toksinpåvisning i materiale fra kadaveret. Der insendes
lever (minimum 60g). Toksin kan som regel påvises uden problemer på organmateriale fra
selvdøde dyr, hvorimod det kan være vanskeligt ved aflivede dyr. Påvisning af toksin i foderet er ligeledes problematisk, medmindre der findes hele eller større dele af døde dyr heri.
Undersøgelsen for toksin består i podning af mus, som i positive sager udvikler karakteristiske symptomer og som regel dør i løbet af et døgn. Der kan dog gå op til fire døgn før der
71
optræder symptomer. Herefter kan der foretages en udtitrering og typning af toksinet ved
brug af specifikke antitoksiner, hvorfor den endelige diagnose først foreligger ca. en uge senere.
Profylakse
Antallet af tilfælde i Danmark er så begrænsede, at der ikke er registret en vaccine mod botulisme. Der kan dog ved gentagne tilfælde af botulisme være mulighed for at få dispensation
til at vaccinere. Det anbefales at minimere risikoen for at smådyr påkøres i forbindelse med
ensileringen. Problemet er særligt udtalt ved høstning af grønfoder i vildtets yngletid. Landbrugets Rådgivningscenter kan være behjælpelig med praktiske anvisninger på hvordan man
får dyrene levende ud af afgrøderne.
Q-feber ( Query fever, Coxiellose, Abattoir Fever )
Q-feber er en zoonose, der forårsages af bakterien Coxiella burnetii. Zoonosen er første
gang beskrevet i midten af 1930’erne i Australien, men sygdommen er stadig på mange måder uafklaret. Domesticerede og vilde dyr (pattedyr, fugle, reptiler og arthropoder) er reservoir for bakterien. Hos drøvtyggere forekommer primært latente infektioner i yver og uterus
med risiko for genopblussen og udskillelse ved fødsel. Fertilitetsproblemer i form af tilbageholdt efterbyrd, sen abort og svagtfødt afkom kan forekomme hos såvel drøvtyggere som
kæledyr. Inficerede dyr kan udskille bakterien i store mængder i fødselsmaterialet, men bakterien udskilles også i fæces, urin, sæd og mælk.
C. burnetii er meget resistent over for udtørring, varmepåvirkning og desinfektionsmidler
og er beskrevet at kunne overleve mere end et år i mælk og uld der opbevares ved 4-6 ºC.
Ætiologi
C. burnetii er en obligat intracellulær bakterie, der er klassificeret i Coxiellaceae familien i
gamma gruppen af Proteobacterier, sammen med Francisella og Legionella. Det er karakteristisk, at bakterien optræder i en sporelignende form og en vegetativ lignende form. Derudover forekommer antigenet med 2 faser, fase I og fase II , der adskiller sig i LPS strukturen.
Fase I antigenet er meget infektiøst (én organisme kan forårsage sygdom hos et følsomt individ), mens fase II er mindre infektiøst og fremkommer f.eks. ved gentagen passage i cellekulturer eller embryonerede æg.
Smitte med bakterien sker fortrinsvis luftbåren, gennem inficerede aerosoler eller via støv
fra et inficeret område. Smitte fra ikke varmebehandlede mælkeprodukter kan forekomme.
Inficerede dyr vil udskille bakterien i en lang periode,- måske livslangt. C. burnetii er lokaliseret i yveret, supramammære lgl., uterus, placenta og fostre. I den vilde fauna anses flåter for
at være en betydende smittekilde.
Prøvemateriale
Abortmateriale: Placenta, lever- og lungevæv undersøges histologisk og C. burnetii påvises
ved FISH-test (Fluorescense in situ hybridisering).
C. burnetii kan påvises i mælk eller i vævsprøver ved PCR-test.
Blodprøver, mælkeprøver: Erfaringer fra de seneste år viser, at produktion af påviselige
antistoffer i serum varierer fra dyr til dyr. Derfor anbefales det, at der i mistanke-sager indsendes blodprøver fra mindst 3 dyr med klinik evt. suppleret med en tankmælksprøve. Undersøgelse af tankmælk kan også vælges alene som en indledende undersøgelse. Serum og
mælk undersøges ved ELISA teknik. Serum kan også undersøges ved CFT, som anses for
at være en mindre følsom teknik, men CFT kan anvendes til andre dyrearter end drøvtyggere.
Høje serotitre anses for at indikere akutte infektioner. Nuværende erfaringer bygger på tilfældige stikprøveundersøgelser og mangler en systematisk og uddybende vurdering. I forbindelse med abort vil fund af C. burnetii sammen med placentitis være konklusiv som abortårsag.
72
Parasitter hos kvæg
De vigtigste parasitter hos kvæg i Danmark er løbetarmstrongylider, lungeorm, leverikter,
coccidier, cryptosporidier og skabmider.
Cryptosporidiose
Cryptosporidium parvum er den hyppigst forekommende parasit hos kalve i alderen 4 dage 3 måneder, hyppigst fra 5 dage til 4 uger. C. parvum forårsager som regel en selvlimiterende, vandig diarré med høj morbiditet og lav mortalitet. I visse tilfælde ses dødsfald som følge
af voldsom dehydrering, men infektionen kan også forløbe subklinisk. C. parvum udviser ringe værtsspecificitet. Til forebyggelse af alvorlige cryptosporidieinfektioner er det væsentligt at
sørge for en ’stærk kalv’ ved at sikre god råmælksforsyning og desuden et højt hygiejne niveau i kalve boksen. Cryptosporidier er meget resistente i miljøet, men mængden af overlevende oocyster reduceres dog ved grundig mekanisk rengøring og efterfølgende udtørring.
Anvendelse af en tom-periode i kalveboksen mellem indsættelse af kalve har vist sig at have
en gavnlig effekt med signifikant nedbringning af smittetrykket.
Prøvemateriale
Rektalsvaberprøver er ubrugelige til parasitologisk diagnostik; det anbefales at fremsende
minimum 4 g fæces pr. dyr. Ved besætningsundersøgelse for C. parvum bør undersøges
fæcesprøver fra 5-10 kalve (aldersgruppe 7-21 dage).
Cryptosporidieoocyster påvises i udstrygningspræparater af fæces eller colonindhold samt i
slimhindeskrab fra tyndtarmen.
Laboratorieundersøgelse for cryptosporidier, der resulterer i vurdering "moderat" eller "høj",
repræsenterer udskillelse af 106-108 oocyster pr. gram fæces, et niveau der typisk observeres i forbindelse med kliniske infektioner. Da massiv udskillelse af C. parvum er kortvarig (2-3
dage) vil lavgradig infektion ofte være udtryk for, at prøven er udtaget i begyndelsen eller
slutningen af patensperioden, hvorfor det kvalitative fund (infektion påvist/ikke påvist) bør
sammenholdes med kliniske fund samt øvrige laboratorieresultater. Samtidig infektion med
rotavirus er ikke ualmindelig.
Coccidiose
Coccidier er udtalt værtsspecifikke. De vigtigste blandt kvægets 13 Eimeria-arter – prioriteret
efter patogenitet er: E. zürnii, E. bovis, E. alabamensis, E. ellipsoidalis og E. auburnensis. Infektion optræder både på stald og på græs. I akutte tilfælde ses blodig diarré, anæmi og
dødsfald kombineret med udskillelse af meget store mængder oocyster (>10.000 pr. gram
fæces). Skjulte smittebærere kan udskille betydelige mængder oocyster uden symptomer.
”Udbindingscoccidiose” forårsaget af E. alabamensis udgør et selvstændigt sygdomskompleks. Klinisk manifesterer sygdommen sig ved ildelugtende, vandig diarré 4.-7. dag efter
udbinding. Præpatensperioden er ekstrem kort med maksimal udskillelse af oocyster på 8.10. græsningsdag. Infektionen er som regel selvbegrænsende.
Staldcoccidiose er en multifaktoriel lidelse, som blandt andet er fundet at være relateret til
dårlig kvalitet (hygiejne) af strøelse samt stress ved floksammenblanding og høj belægning.
For at reducere risiko for udbrud af coccidiose blandt kalve kan anbefales konsekvent holddrift i kombination med grundig mekanisk rengøring inklusive udtørring af bokse mellem holdene.
Prøvemateriale
Coccidiediagnostik baseres på 5-10 fæcesprøver fra kalve i alderen 3 uger - 6 måneder. Alternativt indsendes tarmsæt med colon fra døde kalve. Passende tidspunkter for udtagning
af fæcesprøver til coccidieundersøgelse er 3-4 uger efter sammenbringning af kalve i fæl-
73
lesboks. Med hensyn til diagnostik af E. alabamensis er det af afgørende betydning, at prøverne udtages præcist 8-10 dage efter udbinding på grund af den meget korte patensperiode.
Coccidier påvises i fæces eller colonindhold efter en modificeret McMaster metode (flotation).
Coccidieundersøgelse med påvisning af under 103 OPG tillægges ikke særlig betydning for
klinisk sygdom. Klinisk syge dyr udskiller typisk 104-106 OPG. I øvrigt må besætningsdiagnosen stilles på grundlag af en samlet vurdering af symptomer, aldersgruppe, fæcesundersøgelse og evt. sektionsfund.
Spektret af løbetarmstrongylider hos kvæg omfatter 6-8 forskellige arter, med Ostertagia
ostertagi (løbeorm) og Cooperia oncophora (tyndtarmsorm) som de hyppigst forekommende
og mest tabvoldende. Udviklingen i værten vil sædvanligvis vare ca. 3 uger, men kan i vinterperioden være forlænget med flere måneder. Klinisk vil massive infektioner manifestere
sig ved diarré og afmagring, og sådanne infektioner kan have et letalt forløb. Kliniske infektioner vil hyppigst være knyttet til sidste halvdel af græsningsperioden. Immunitet udvikles i
løbet af 3-10 måneder. Type II ostertagiose (vinterostertagiose), der er en følge af en samtidigt genoptaget udvikling af et stort antal hvilende (inhiberede) larver i løbeslimhinden, optræder ikke særlig hyppigt her i landet.
Prøvemateriale
Fæcesprøver fra dyr med symptomer. Der udtages prøver fra 5-10 dyr.
Undersøgelse af fæcesprøver ved McMaster metode med registrering af æg pr. gram fæces
(EPG). Inhiberede larver af O. ostertagi kan påvises ved pepsin-saltsyre-digestion af slimhinde fra løbe.
Følgende graduering anvendes ved fund af strongylideæg i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
EPG < 100
EPG 100-300
EPG > 300
De anførte fund vil ikke generelt være et udtryk for antal orm i det enkelte dyr. Ved undersøgelse af prøver fra mindst 5 dyr i flokken vil de gjorte observationer dog ofte muliggøre en
vurdering af infektionsniveauet i flokken, såfremt der tages hensyn til aldersgruppe af undersøgte dyr, udbindingstidspunkt samt gruppe/slægt af parasitter (eks. Ostertagia v. Cooperia).
Disse fund og overvejelser kan så føre til en vurdering af behovet for en evt. behandling med
ormemiddel i kombination med andre kontrolstrategier (foldskifte, samgræsning med andre
dyr, supplerende fodring, el.a.).
Lungeorm
Lungeorm hos kvæg er repræsenteret af arten Dictyocaulus viviparus. Udviklingscyklus i
værten varer ca. 3 uger. Kliniske infektioner viser sig ved hoste og utrivelighed. Infektioner
med lungeorm vil ikke sjældent kompliceres af sekundære bakterielle infektioner og af lungeemfysem. Der udvikles i reglen immunitet i løbet af et par måneder efter den initiale optagelse af larver. Immuniteten vil dog ikke med sikkerhed hindre symptomer efter senere erhvervede massive infektioner.
Ved infektion i lakterende dyr kan ses en markant nedgang i mælkeydelsen. Rekonvalescensperioden kan være langvarig (uger til måneder).
74
Prøvemateriale
Fæcesprøver fra dyr med hoste. Der udtages individuelle prøver fra 5-10 dyr i flokken.
Baermann metode med henblik på påvisning af larver af lungeorm. Ved undersøgelse af sektionsmateriale registreres evt. tilstedeværende lungeorm i bronchier. Aspirerede lungeormlarver påvises ved pepsin-saltsyre-digestion af lungevæv.
Følgende graduering anvendes ved påvisning af lungeormlarver i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
< 5 larver i 4-6 g fæces
5-25 larver i 4-6 g fæces
> 25 larver i 4-6 g fæces
Det er laboratoriets erfaring, at udskillelse af lungeormlarver varierer meget fra dyr til dyr,
samt at udskillelse af larver ofte kun påvises i prøver fra få dyr i en inficeret flok. I denne forbindelse tillægges det kvalitative fund (infektion påvist/ikke påvist) derfor større diagnostisk
betydning end antallet af observerede larver.
Leverikter
Infektioner med leverikter hos kvæg forårsages af Fasciola hepatica (den store leverikte) eller, men kun i ringe udstrækning, af Dicrocoelium dendriticum (den lille leverikte). Udviklingsforløbet for leverikter hos inficerede dyr er langvarigt (> 2 måneder). Klinisk vil infektioner
bl.a. vise sig ved utrivelighed og nedsat mælkeydelse.
Prøvemateriale
Individuelle prøver af fæces fra 5-10 dyr i flokken.
Sedimenteringsmetode med henblik på påvisning af ikteæg. Ved undersøgelse af sektionsmateriale påvises leverikter i galdegange og/eller æg af leverikter i indhold fra galdeblære,
evt. i tarmindhold.
Følgende graduering anvendes ved påvisning af æg af leverikter i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
< 5 æg i 2-4 g fæces
5-25 æg i 2-4 g fæces
> 25 æg i 2-4 g fæces
Udskillelse af ikteæg fra inficerede kreaturer vil ofte være lavgradig. Det kvalitative fund (infektion påvist/ikke påvist) tillægges væsentlig større diagnostisk betydning end antallet af
observerede æg.
Skabmider
Spektret af skabmider hos kvæg omfatter arter af Chorioptes, Sarcoptes, Psoroptes og Demodex. Infektioner med Chorioptes er almindeligt forekommende og viser sig ved lokale og
overfladiske hudforandringer, der primært er lokaliseret til haleregionen (haleskab), men kan
også være knyttet til områder omkring biklovene samt til gruben mellem yverets forkant og
bugvæggen. Infektioner med Sarcoptes samt med Psoroptes vil i reglen manifestere sig ved
dybtgående, udbredte og meget plagsomme hudlidelser. Infektioner med Sarcoptes og Psoroptes hos kvæg er sjældent forekommende her i landet.
75
Prøvemateriale
Skrabprøver udtages fra kanten af afficerede hudområder, med størst fordel fra skorpeagtige
belægninger. Ved undersøgelse for Chorioptes og Psoroptes er det ikke nødvendigt at udtage dybtgående skrab, da disse mider i modsætning til Sarcoptes lever overfladisk på huden.
Mikroskopisk undersøgelse af skrab efter behandling med KOH-opløsning efterfulgt af flotation.
Følgende graduering anvendes ved påvisning af Chorioptes mider eller æg i skrabprøver:
Lavgradig infektion
Moderat infektion
Massiv infektion
< 10
10-100
> 100
mider/æg
mider/æg
mider/æg
Ved infektioner med Sarcoptes og Psoroptes vil den blotte erkendelse af mider i skrabprøver
være afgørende i diagnostisk sammenhæng.
Øvrige parasitter
Spektret af parasitter hos kvæg omfatter yderligere bl.a. Trichuris (piskeorm), Capillaria (hårorm), Nematodirus (tyndtarmsorm), Strongyloides (trådorm), Moniezia (bændelorm), Babesia, Eperythrozoon, Sarcocystis, Neospora samt en række lus, fluer, myg m.fl. Vedrørende
neosporose henvises til afsnittet om ”Abort hos kvæg”.
Overvågning af parasitstatus
Løbetarmstrongylider og lungeorm
Traditionelt foregår overvågning af infektioner med løbetarmstrongylider og med lungeorm
ved observation af symptomer sammenholdt med påvisning af parasitæg/-larver i fæcesprøver. Produktionsøkonomisk vil de langt hyppgere subkliniske parasitinfektioner imidlertid være af størst betydning. Dette gælder i særlig grad for infektion med løbetarmstrongylider.
Smitte finder væsentligst sted i forbindelse med afgræsning af kontaminerede arealer, men
er også iagttaget på stald. Førstegangsgræssere vil være særligt udsatte for tabvoldende infektioner. Infektionsniveauet med de forskellige parasitter varierer afhængig af bl.a. græsmarksstrategi, antal græssende dyr pr. arealenhed, græsvækst, nedbørsmængde, jordbundsforhold, samt af alder og immunitet. Yderligere er opstaldningsforhold, hygiejne, behandlingsstrategi samt præparatvalg af betydning.
Smitterisiko knyttet til et bestemt græsareal kan vurderes ved undersøgelse af vegetationsprøver fra arealet. Alternativt kan forsøges med udtagelse og undersøgelse af fæcesprøver fra 1. gangs græssende dyr 4-6 uger efter udbinding. På dette tidspunkt vil evt. overvintrede larver på græsarealet være optaget og udviklet i de græssende dyr, og de herved etablerede infektioner vil vise sig ved udskillelse af æg/larver i fæces.
Undersøgelse af vegetationsprøver
På tidligere anvendte græsmarker vil der typisk være en relativt høj forekomst af løbetarmstrongylide-larver i det tidlige forår, hvorefter disse larver forsvinder, som sommeren
skrider frem. Såfremt marken afgræsses af modtagelige, ubehandlede kreaturer, vil dyrene
udskille strongylideæg, hvilket typisk fører til en stigning i larvekontaminationen på marken i
juli måned og så igen i september-oktober.
Ønsker man at vurdere niveauet af larvesmitte på en græsmark, inden den anvendes til
afgræsning bør græsprøver indsamles kort (ca. 2 uger) før påtænkt udbinding, typisk i slutningen af april måned.
76
Prøvemateriale
Græsprøve fra den relevante mark. Der indsamles 150-300 g græs pr. mark. Detaljeret
fremgangsmåde for prøveudtagelsen fremsendes fra DTU Veterinærinstituttet efter anmodning.
Udvaskning, opkoncentrering og mikroskopi. Infektive løbetarmstrongylide-larver tælles og
differentieres efter slægtsniveau (Ostertagia, Cooperia, Trichostrongylus, Oesophagostomum, osv.). Den anvendte metode har en genfindelsesrate på ca. 40%.
Følgende graduering anvendes ved påvisning af løbetarmstrongylide-larver (L3):
Lavgradig forekomst
Moderat forekomst
Massiv forekomst
<10
10-100
>100
L3/kg tørt græs
L3/kg tørt græs
L3/kg tørt græs
Forekomsten af parasitlarver vil i høj grad afhænge af tidspunktet for prøvetagningen sammenholdt med det pågældende års klimatiske forhold. Laboratoriefundene kan bruges til at
give et fingerpeg om mulig infektionsrisiko ved udbinding på den pågældende mark.
Leverikter
Infektioner med leverikter vil være bundet til biotoper, hvor ikternes mellemværter kan udvikles og opformeres. Fasciola hepatica's mellemvært, pytsneglen Lymnaea truncatula, er knyttet til lavtliggende, fugtige områder. To forskellige mellemværter er nødvendige for udvikling
af infektive stadier af den lille leverikte. Disse mellemværter, forskellige landsnegle og myrer,
er begge knyttet til højtliggende, tørre arealer.
Som følge af en lang udviklingstid for Fasciola hepatica i inficerede kreaturer og foranlediget af, at hovedparten af infektioner optages i den sidste del af udbindingsperioden, vil overvågning af infektioner med leverikter med størst fordel kunne gennemføres ved undersøgelse af fæcesprøver udtaget i vinterperioden efter smitteoptagelsen (december-marts). Der
undersøges individuelle fæcesprøver fra 5-10 ungkreaturer og fra 5-10 ældre dyr.
Skab
Infektioner med Chorioptes er primært knyttet til opstaldede dyr i vinterhalvåret, og overvågning/registrering af infektionsniveauet i besætningen vil derfor være mest relevant på
denne årstid. Der udtages og undersøges skrabprøver fra 5-10 dyr i hver aldersgruppe. Prøverne udtages fra haleregionen og evt. fra spejlet og bør omfatte evt. områder med hudlæsioner.
Overvejelser vedrørende kontrol og bekæmpelse af løbetarm- og lungeorm hos kvæg
I det følgende er anført nogle overvejelser vedrørende kontrol og bekæmpelse af løbetarmog lungeorm hos kvæg. Der er ikke fokuseret på effekt og anvendelse af de enkelte ormemidler, idet emnet derved skulle udbygges med en gennemgang af de mange midlers virkningsmekanisme og -periode samt applikationsmåde.
Løbetarmorm
Det største tab er knyttet til infektioner med Ostertagia ostertagi. Infektioner med løbetarmorm formodes at være tilstede i stort set alle kvægbesætninger med dyr på græs, omend
infektionsniveauet varierer betydeligt fra den ene besætning til den anden, afhængig af bl.a.
græsningsforhold og driftsform. Kliniske infektioner optræder især hos 1. gangs græssende
dyr, men kan også forekomme senere, undertiden relateret til intensiv anvendelse af ormemidler. En sådan anvendelse kan hindre optagelse af infektioner i det/de første leveår og
derved kompromittere udviklingen af tilstrækkelig immunitet. Intensiv anvendelse af ormemidler kan tillige føre til udvikling af resistens mod ormemidler. Dette er endnu ikke påvist
hos kvæghelminther i Danmark, men derimod i andre lande, hvor der er fundet eksempler på
resistens over for benzimidazoler, ivermectin og levamisol.
77
For at mindske risikoen for udvikling af resistens i Danmark er det væsentligt, dels at bruge
alternative kontrolstrategier, dels at sørge for overvågning af parasitstatus i kvægbesætninger, og endelig at behandle dyr, der er parasitinficerede eller i risiko herfor, vurderet ud fra en
gennemsnitlig (fra 5-10 dyr) ægudskillelse på ca. 100, eller ved fund af EPG > ca. 300 hos
enkeltdyr.
Nedenstående er anført nogle vigtige tiltag med henblik på kontrol/bekæmpelse af infektioner med løbetarmorm hos kalve/ungkreaturer:
Foldskifte: Ved at flytte kreaturerne til en ren græsgang i midten af juli undgår de græssende dyr at optage de store mængder af infektive larver, der typisk vil være til stede i græsset som følge af den såkaldte “julistigning”. Foldskifte har i gentagne forsøg vist sig at være
den mest effektive metode til at begrænse tab knyttet til infektioner med løbetarmorm. Ekstra
tilvækst på 35-50 kg pr. dyr er således set i mange forsøg, der alene har været baseret på et
enkelt foldskifte. Evt. kan foldskiftet kombineres med en enkelt ormebehandling.
Sen udbinding: Ved at udskyde udbindingen til ca. medio juni vil den overvintrede population af larver være faldet til et meget lavt niveau, således at massiv opformering af smitte i de
efterfølgende måneder neddæmpes.
Moderat belægningsgrad: For stor tæthed af dyr på et givet areal kan især i sensommer og
efterår overføre ekstra parasitbelastninger, idet dyrene græsser tæt til jorden og kokasserne,
hvor kontaminationen med parasitlarver er størst. Når kalvene begynder at græsse af buskene omkring kokasserne er situationen alvorlig. I mange besætninger vil en halvering af belægningsgraden fra slutningen af juli/begyndelsen af august give et mindsket parasitpres og
gode tilvækster. Dette kan opnås ved at fjerne dyr på arealet eller ved at udvide dette med
et tilstødende areal (f.eks. efter høslæt).
Tilskudsfodring: Fra 1. august tilbydes grønpiller + roepiller, som gives via en overdækket
foderautomat på græsmarken (7 kg pr. dyr pr. dag). Forsøg har vist en samlet tillægsgevinst
på ca. 40 kg pr. dyr ved indbindingen sammenlignet med kontrolgruppe. Effekten er bl.a. en
følge af reduceret græsoptagelse og dermed reduceret optagelse af parasitlarver.
Strategisk bekæmpelse med ormemiddel baseres på indlæggelse af bolus inden udbindingen eller gentagne ormemiddelbehandlinger i foråret/forsommeren. Dette hindrer etablering
af voksne orm, således at larvekontaminationen på det afgræssede areal holdes lavt det meste af sommeren. Denne strategi anvendes kun i besætninger der er kendt af dyrlægen for at
have et problem med løbetarmstrongylider, og hvor anvendelse af kontaminerede græsningsarealer ikke kan undgås.
Små kalve på efterårsgræs: Ved at tilbyde 5-6 måneder gamle kalve en kortvarig græsning i
september kan dyrene forberedes til den efterfølgende græsningssæsons smitte med parasitter.
Forsøg har vist, at 4 ugers optagelse af græs på denne årstid kan være tilstrækkelig, for at
små kalve kan udvikle immunitet/modstandskraft i vinterens løb. Når kalvene sættes på græs
det følgende forår, vil de derfor være rimeligt beskyttet mod infektioner med løbetarmorm.
Man skal dog være opmærksom på risikoen for angreb med lungeorm i tilslutning til den
kortvarige efterårsgræsning.
Lungeorm
Ved svær infektion med lungeorm i en malkekvægsbesætning bør køerne hurtigst muligt
bringes på stald for at undgå bristninger i lungevævet i tilslutning til fysiske anstrengelser,
f.eks. de daglige vandringer mellem mark og stald. Sådanne bristninger vil ofte føre til udvikling af lungeemfysem. Af samme årsag bør behandling med ormemiddel gennemføres så
hurtigt som muligt. Selv milde tilfælde af lungeemfysem kan medføre varige lungeskader eller lungebetændelse som følge af sekundær bakteriel infektion.
Angrebne, men behandlede køer kan sættes ud på den mark, hvor de kom fra efter en
uges opstaldning, forudsat at de ikke fortsat er besværet med lungeemfysem.
Det er i forsøg vist, at forebyggende behandling med ormemidler ca. 6 og 8-10 uger efter
udbinding kan have positiv effekt. Også behandling med bolus vil kunne tilskrives effekt. En
sådan strategi kan være indiceret i besætninger, hvor der er tilbagevendende problemer med
lungeorm, og hvor græsningsarealer, hvorpå de lungeormafficerede dyr har græsset, fortsat
skal anvendes. Brug af ukontaminerede marker til modtagelige dyr er at anbefale.
78
Lungeorm kan overvintre i raske smittebærere, som således kan overføre smitte fra en
græsningssæson til den næste.
Abort hos kvæg
Abort defineres som en udstødning af fosteret i perioden fra placentationen er sket til fosteret
er levedygtigt, nærmere fra dag 42 til dag 260. Incidensen af abort, beregnet som antal aborter i perioden/antal drægtige køer og kvier i perioden, bør ikke overstige 5-8%. I de senere år
er der påvist en årsagsfaktor af mulig ætiologisk betydning i 40% af det undersøgte abortmateriale. Det drejer sig næsten udelukkende om infektiøse årsager.
Blandt de kendte abortårsager spiller neosporose langt den væsentligste rolle. Øvrige diagnosticerede årsager omfatter bl.a. abort som følge af infektion med svampe, Bacillus licheniformis, Arcanobacterium (Actinomyces) pyogenes, Coxiella burnetii m.fl. Bovin virus diarré virus (BVDV) påvises nu meget sjældent i Danmark, men BVD kan være en relevant differentialdiagnose ved abort hos kvæg.
Prøvemateriale
En indsendelse bør omfatte foster, placentastykke med 5-6 cotyledoner og blodprøve (10 ml
ustabiliseret blod) fra moderdyret. Det anbefales, at der indsendes materiale fra flere aborter
i samme besætning. Sker indsendelse efter sektion på stedet, bør der udtages hoved, lunge,
hjerte, lever, milt og løbeindhold. Fosterets hoved bør altid medfølge.
Forsendelsen af det friske organmateriale kan med fordel suppleres med identiske vævsstykker, som lægges i en beholder med 10% neutral buffet formalin (4% formaldehyd) om
muligt i forholdet 1 del biopsi til 10 dele formalin.
Ved mistanke om BVD-virus skal materiale sendes til Lindholm, jf. afsnit om BVD.
Der foretages makroskopisk vurdering af foster/fosterorganer og placenta, samt bakteriologisk og mykologisk undersøgelse inkl. Campylobacter fetus. Der foretages histopatologisk
undersøgelse af diverse organer, hvilket inkluderer undersøgelse for forandringer forenelige
med neosporose. Blodprøve fra moderdyret undersøges for antistoffer imod Brucella abortus, Leptospira hardjo og Coxiella burnetii (Q-feber). De nævnte rutinemæssige undersøgelser gennemføres til en fast pris, og supplerende rekvirerede analyser vil blive faktureret ekstra i henhold til gældende analysepriser. Der gemmes rutinemæssigt organmateriale på frys
til evt. undersøgelse for Q-feber. Såfremt der påvises antistoffer med Coxiella burnetii i blodprøve fra moderkoen, eller hvis der optræder suspekte histopatologiske forandringer i placenta, foretages der undersøgelse for Coxiella burnetii ved FISH test (Fluorescens in situ
hybridisering).
På indsendelsesblanketten bedes anført hvilke undersøgelser, der yderligere ønskes foretaget (eksempelvis serologisk - og virologisk undersøgelse). Vedrørende Neospora kan der
efter aftale foretages supplerende serologisk undersøgelse af blod fra moderdyret samt evt.
immunhistokemisk undersøgelse for påvisning af Neospora caninum i væv, jf. det følgende
afsnit om vurdering af laboratoriefund med hensyn til neosporose.
Normalt må der regnes med følgende analysetider:
Bakteriologi
Serologi
Histologi
(Virologi
2 - 4 dage
2 - 8 dage
5 – 14 dage
5 – 14 dage)
Undersøgelse af materiale fra flere aborter i besætningen øger chancen for at påvise årsager. Med hensyn til evt. mistanke til BVD skal det fremhæves, at dette ikke længere indgår i
den rutinemæssige undersøgelse af aborter, men det skal rekvireres af indsender. I forbindelse med fund af bakterier og svampe er de histopatologiske fund vigtige med hensyn til
79
vurdering af betydningen. Vedrørende Q-feber se side 71 og vedrørende neosporose, se
herunder.
Neospora i forbindelse med abort hos kvæg
Neospora caninum er en protozo, der er nært beslægtet med Toxoplasma. Neosporainfektion er en vigtig abortårsag hos kvæg. Infektion af fostret sker transplacentalt fra moderen, der må forventes at være latent inficeret gennem hele livet. Abort finder især sted i 3.-7.
drægtighedsmåned. Ud over abort og omløbning kan der ses svagtfødte kalve og nyfødte
kalve med lammelser. Som noget særligt kan nogle køer abortere igen i senere drægtigheder efter en Neospora-kastning. Vedligeholdelse af smitten i besætninger kan ske ved latent
infektion af fosteret, der fødes til normal termin og viderebringer infektionen, når det selv bliver drægtig. Eksperimentelle undersøgelser har vist, at hunde kan udskille oocyster med
fæces. Den konkrete betydning heraf for smittespredning er dog endnu ikke kendt, men det
antages generelt at den vertikale smitte fra moderdyr til foster er langt vigtigere.
Ved Neospora-forårsaget abort findes der meget karakteristiske histopatologiske forandringer i foster og placenta bestående af multifokal non-suppurativ inflammation i flere væv,
specielt hjerne og hjerte. Ved påvisning af sådanne læsioner kan parasitten ofte erkendes i
vævet ved en immunhistokemisk metode. Da parasitten i nogle tilfælde kun er til stede i vævet i et lille antal, eller materialets mængde og tilstand ikke er optimalt, kan det være vanskeligt at påvise parasitten. Manglende påvisning af parasitten i væv med typiske forandringer
udelukker således ikke, at der kan være tale om Neospora-forårsaget abort. Påvisning af antistoffer hos moderen uden typiske læsioner i fosteret kan ikke tages som udtryk for en
Neospora-forårsaget abort. Moderen må dog betragtes som latent inficeret med mulighed for
en efterfølgende fostersmitte.
Mastitis hos kvæg
Mastitis er fortsat den mest udbredte produktionsbetingede sygdom i malkekvægbruget. I
langt hovedparten af vore malkekobesætninger (90%) har mindst 5% af køerne klinisk mastitis og mindst 10% af køerne subklinisk mastitis. I mange besætninger er 20-30% af køerne
angrebet af subklinisk mastitis, og i 10% af besætningerne gælder dette flere end 40% af
køerne. Mastitis resulterer i mange alt for tidlige udsættelser, og i nogle tilfælde kan mastitis
have dødelig udgang. Virkningen af antibiotika på yverinfektioner er variabel. Helbredelsesprocenten for stafylokokinfektion, der er den mest udbredte, er oftest langt dårligere end for
de fleste andre yverinfektioner. Infektionerne er derfor ofte langvarige, undertiden livsvarige,
og kendte bekæmpelsesprogrammer er tilsvarende langvarige og arbejdsmæssigt og økonomisk belastende. Det er et etisk problem, at produktionen, som den mange steder er tilrettelagt, åbenbart følges af en høj sygdomsfrekvens. Det er et æstetisk problem og en kvalitetsforringende faktor, at mælken tilblandes patologisk sekret. Sygdommen medfører tillige
alvorlige økonomiske tab for producenten og mejerivirksomheden samt medfører en mindsket eksportindtjening.
Langt de fleste mastitistilfælde har en medvirkende bakteriologisk årsag; men produktionssystemerne og -betingelserne er meget vigtige sygdomsdeterminanter. Under danske forhold
forårsages ca. 20% af de kliniske mastitistilfælde og mere end 50% af de subkliniske af koagulasepositive (Staphylococcus aureus) (ca. 40%) og koagulasenegative stafylokokker
(CNS) (10-15%). Andre betydningsfulde mastitisagens er: Streptococcus dysgalactiae,
Streptococcus uberis, Escherichia coli og ß-hæmolytiske streptokokker.
Af forskellige praktiske grunde som f.eks. staldindretning eller fodringssystem og på grund
af individuelle præferencer eller aversioner er kvægbrugerne ofte tilbageholdende med at
iværksætte bekæmpelsesprogrammer. Stafylokokmastitis og specielt S. aureus forårsaget
mastitis er derfor forblevet det væsentligste mastitisproblem her i landet. Alle rationelle bekæmpelsestiltag involverer på et eller andet stadium mikrobiologiske undersøgelser med
henblik på at klarlægge det ætiologiske spektrum og resistensforholdene i den enkelte besætning.
80
Rutinemæssige besætningsundersøgelser og bakteriologisk undersøgelse af kliniske
mastitistilfælde gennemføres af Steins Laboratorium, Holstebro. Alle mastitisundersøgelser i
forbindelse med eksport skal udføres ved DTU Veterinærinstituttet.
Centralnervøse lidelser hos drøvtyggere
Centralnervøse forstyrrelser kan skyldes såvel infektiøse som ikke-infektiøse årsager. Årsagernes hyppighed varierer med dyrenes alder. Medfødte centralnervøse forstyrrelser er ofte
forårsaget af misdannelser i centralnervesystemet, hvoraf en del kan skyldes intrauterine infektioner med f.eks. BVD/Border disease virus eller Neospora caninum. Centralnervøse forstyrrelser hos dyr i de første leveuger skyldes ofte bakterielle infektioner, f.eks. septikæmisk
colibacillose, men også arvelige sygdomme, herunder metaboliske defekter kan være årsag.
Hos voksne dyr ses centralnervøse forstyrrelser forårsaget af bakterielle patogener, hyppigst
Listeria monocytogenes samt neurologiske forstyrrelser forårsaget af stofskiftelidelser
(f.eks. ketose, hypocalcæmi og hypomagnesæmi), forgiftninger (f.eks. bly og 4metylimidazol) og neoplasier.
Opmærksomheden henledes på, at nogle sygdomme er anmeldepligtige. Disse er omtalt
under “Oversigt over smitsomme husdyrsygdomme, Liste 1”. Der skal specielt gøres opmærksomt på de skærpede krav til anmeldelser af voksne kreaturer, får og geder med neurologiske forstyrrelser jf. Bekendtgørelse nr. 1361 af 19.12.2008 om overvågning og bekæmpelse af BSE hos kvæg og Bekendtgørelse nr. 930 af 7.9.2006 om overvågning og bekæmpelse af TSE hos får og geder.
Prøvemateriale
Hovedet indsendes uåbnet og snarest efter dyrets død. Gennemsavning af hovedet i midtlinien kan oftest ikke anvendes, da hjernestammen, som er det væsentligste targetområde for
visse infektioner, ødelægges. Hovedet må ikke nedfryses. Indsendelse af materiale fra voksne kreaturer, får og geder med centralnervøse symptomer vil oftest give anledning til, at Fødevarestyrelsen orienteres.
Ved oplysninger om centralnervøse forstyrrelser foretages rutinemæssigt en makroskopisk
vurdering af hjernen, inklusiv hypofyse og mellemører, efterfulgt af en histologisk undersøgelse. På indikation foretages immunhistokemisk undersøgelse for Listeria monocytogenes.
Såfremt hovedet er indsendt uåbnet og kort tid efter dyrets død, vil causale bakterielle infektioner kunne erkendes. Beskadigelse af hjernestammen medfører, at infektion med visse patogener, f. eks. Listeria monocytogenes og prioner, vil være vanskeligere at diagnosticere.
Tilstedeværelse af antistoffer mod BVD/Border disease virus hos dyr under 3 måneder kan
medføre, at tilstedeværende virus ikke kan erkendes.
De danske TSE-undersøgelsesprogrammer
Som følge af påvisning af BSE i februar 2000 hos en dansk ko fra Himmerland blev der den
1. oktober 2000 iværksat et omfattende overvågningsprogram for BSE hos kvæg i Danmark.
Dette program blev yderligere udvidet i 2001 som følge af beslutninger i EU-kommissionen.
Fra den 1. april 2002 er der endvidere indført programmer for testning af får og geder. De
nærmere principper for programmerne findes i den såkaldte TSE-forordning (Kommissionens
forordning nr. 999/2001) med senere ændringer. Undersøgelserne omfatter klinisk mistænkte
dyr, selvdøde dyr, nødslagtede dyr og dyr, der viser tegn på sygdom ved det levende syn på
slagteriet, samt normale slagtedyr. Undersøgelserne omfatter således følgende grupper af
kvæg:
81
Klinisk mistænkte dyr
Nødslagtede dyr over 48 måneder
Dyr over 48 mdr., hvor der ved det
levende syn på slagteri er tegn på
zoonose eller sygdom (AM-dyr)
Selvdøde dyr over 48 måneder
Normale slagtedyr over 48 måneder
ca.
ca.
5 - 10 dyr pr. år (alle)
1.100 dyr pr. år (alle)
ca.
50 dyr pr. år (alle)
ca. 25.000 dyr pr. år (alle)
Desuden omfatter undersøgelserne følgende grupper af får og geder:
Klinisk mistænkte dyr > 12 måneder
ca. 5 - 10 dyr pr. år (alle)
Selvdøde dyr over 18 måneder
Formålet med overvågningen af fåre- og gedebestanden er, at kunne iværksætte en bekæmpelse, hvis der skulle konstateres scrapie i Danmark. Dette er yderligere vigtigt, hvis der
skulle blive påvist BSE hos får. Hidtil er der i Danmark kun gjort fund af såkaldt atypisk scrapie, som anses for at have et meget lavt smittepotentiale.
Formålet med overvågningen af kvægbestanden er at få overblik over forekomsten af BSE i
kvægbestanden, dels for at kunne vurdere, om de forskellige tiltag med relation til foder,
krydskontamination og fjernelse af specificeret risikomateriale fra føde- og foderkæden er tilstrækkelige, dels for at kunne følge udviklingen hen over tid med henblik på dokumentation
for en reduktion med det mål at opnå status som BSE-frit land. Endelig tager overvågningen
af slagtedyrene sigte på, at fjerne smittede dyr fra fødekæden.
Undersøgelse i forbindelse med klinisk mistanke gennemføres i henhold til Fødevarestyrelsens Bekendtgørelse nr. 1361 af 19.12.2008 om overvågning og bekæmpelse af BSE hos
kvæg og Bekendtgørelse nr. 930 af 7.92006 om overvågning og bekæmpelse af TSE hos får
og geder. Omfanget er anslået til ca. 5-10 dyr pr. år for kvæg og ca. 5-10 dyr pr. år for får og
geder. Dyr anmeldes via Fødevareregionerne, der indsender hele hoveder til DTU Veterinærinstituttet, hvor hele hjernen udtages til undersøgelse.
Alle nødslagtede kreaturer over 48 måneder indgår i undersøgelsen. Det drejer sig om ca.
1.100 dyr pr. år. Hjernemateriale udtages af veterinærkontrollen på slagterierne med en speciel ske (gennem kraniets nakkehul) og sendes til DTU Veterinærinstituttet.
Indtil videre undersøges alle selvdøde/aflivede kreaturer over 48 måneder. Hjernemateriale udtages på destruktionsanstalten DAKA. Materiale kan indsendes til DTU Veterinærinstituttet eller til særligt godkendte, private laboratorier.
Fra 31. 12.2001 blev alle kreaturer over 30 mdr., der slagtedes, undersøgt for BSE (ca.
140.000 dyr pr. år). Efter vedtagelse i Europarådet og Europa Parlamentet er aldersgrænsen
for testning af slagtedyr og risikodyr (selvdøde, nødslagtede, m.v.) hævet til 48 mdr. pr.
01.01.2009. Disse tests udføres på to godkendte, private laboratorier: Danish Crowns laboratorium i Herning og Eurofins i Brørup.
En detaljeret beskrivelse af det danske BSE-overvågningsprogram findes på Fødevarestyrelsens hjemmeside www.fvst.dk.
Undersøgelserne foretages for samtlige drøvtyggeres vedkommende ved anvendelse af
screeeningsmetoder, der er validerede og godkendt af EU-kommissionen. Eurofins laborarorium i Brørup og Danish Crowns laboratorium benytter immunkemiske undersøgelsesmetoder fra henholdsvis det amerikanske firma IDEXX laboratories og det schweiziske firma Prionics, mens DTU Veterinærinstituttet benytter en ELISA fra det amerikanske firma IDEXX.
Ved tvivlsomme eller positive resultater opnået i screeningen på de private laboratorier går
materiale til konfirmatorisk undersøgelse på DTU Veterinærinstituttet.
Ved såvel klinisk mistanke som ved konfirmatorisk opfølgning foretages WB, histopatologi
og immunhistokemi. I tilfælde af inkonklusive resultater ved de supplerende undersøgelser
på DTU Veterinærinstituttet, sendes materiale til undersøgelser på EU-referencelaboratoriet
for TSE, Veterinary Laboratories Agency (VLA) i England. Følgende undersøgelsestider
gælder for testning på DTU Veterinærinstituttet: Klinisk mistanke 2 uger, screeningsundersøgelse af risikodyr 3-5 dage, konfirmatorisk testning af slagtedyr og risikodyr 12 dage. Ved
undersøgelse på VLA må påregnes yderligere 2 uger.
82
Scrapieresistens hos får
Hos får forekommer der forskellige genetiske varianter af det protein – PrP – der ved en fejlfoldning kan give anledning til scrapie. Det har vist sig, at der hos forskellige genotyper af får
er forskellig modtagelighed overfor scrapie (modtageligheden kan variere med scrapiestammen og fåreracen). De genetiske forhold er endvidere forskellige i relation til klassisk scrapie
hhv. atypisk scrapie. Tilsyneladende har de mest scrapie-resistente genotyper også nedsat
modtagelighed overfor BSE, men der er ikke parallellitet for andre genotyper mellem resistens for scrapie og BSE. BSE er konstateret hos ged i et enkelt tilfælde i Frankrig, men er
ikke sikkert konstateret hos får. Eksperimentelt er det påvist, at får kan inficeres med BSE
smittet bovint materiale, hvilket giver anledning til sygdom, der ikke umiddelbart kan skelnes
fra scrapie. Man har derfor i EU regi iværksat et avls- og overvågningsprogram, der sigter
mod fremavl af mere resistente får. Den beskrevne kobling mellem bestemte genotyper og
modtagelighed for scrapie er ikke kendt hos geder.
Prøvemateriale
EDTA stabiliseret blod.
Genet, der koder for PrP, bliver amplificeret og DNA sekvensen bestemmes. På baggrund
heraf bestemmes typen for aminosyrerne nummer 136, 154 og 171 i PrP. Den anvendte teknik kan identificere heterozygote dyr.
Der findes følgende alleler (typer for aminosyrerne 136, 154 og 171): ARR, ARQ, AHQ, ARH
og VRQ, der kan kombineres til i alt 15 kendte genotyper f.eks. AA RR QR (der er det samme som ARQ/ARR).
ARR/ARR er den mest resistente type, mens dyr der har VRQ allelen er de mest modtagelige. Generelt kan der henvises til den engelske klassifikation af genotyper i forhold til modtagelighed for scrapie, hvilket fremgår af tabel 8.
Tabel 8. Genotyper hos får i relation til modtagelighed for klassisk scrapie
Genotype
Modtagelighed for klassisk scrapie.
ARR/ARR
Mest resistente genotype mod scrapie.
ARR/AHQ
ARR/ARH
ARR/ARQ
Lav risiko for at udvikle scrapie.
AHQ/AHQ
AHQ/ARH
AHQ/ARQ
ARH/ARH
ARH/ARQ
ARQ/ARQ
Moderat risiko for at udvikle scrapie.
ARR/VRQ
Risiko for at udvikle scrapie –
AHQ/VRQ
ARH/VRQ
ARQ/VRQ
VRQ/VRQ
Høj risiko for at udvikle scrapie .
83
Sygdomme hos får og ged
Laboratoriet undersøger årligt et relativt begrænset antal diagnostiske prøver (kadavere,
organer, gødnings- og blodprøver) fra får og geder. Laboratoriets erfaringsgrundlag og
kendskab til forekomsten af sygdomme hos disse dyrearter er derfor begrænset.
Kadavere og organer undersøges rutinemæssigt patoanatomisk med efterfølgende bakteriologisk og parasitologisk undersøgelse. På indikation anvendes andre undersøgelsesmetoder som f.eks. histopatologiske, virologiske eller serologiske metoder. Den bakteriologiske
undersøgelse omfatter rutinemæssigt aerob og anaerob dyrkning fra tarm, lever og nyre
samt undersøgelse for Salmonella spp. på et eller flere organer. Hos spæde lam og kid foretages endvidere en aerob dyrkning fra tarm, lever og milt. På indikation udvides den bakteriologiske undersøgelse til at omfatte andre væv. Fæcesprøver undersøges efter de samme
principper.
Parasitter hos får og ged
Parasitter hos får og geder forekommer hyppigst som blandingsinfektioner.
Parasitter med væsentlig klinisk og produktionsmæssig betydning for får og ged er især coccidier (Eimeria arter) og løbetarmstrongylider.
Blandt løbetarmstrongyliderne påvises Ostertagia, Haemonchus, Trichostrongylus, Cooperia
og Nematodirus. Desuden findes også Chabertia, Strongyloides, Capillaria og Trichuris.
Strongylidernes udviklingscyklus i får og ged varer ca. 3-4 uger. Smitten optages som infektive larver, der for en kortere eller længere periode borer sig ind i væggen i hhv. løben
(Ostertagia, Haemonchus, Trichostrongylus axei) og tyndtarmen (Nematodirus, Strongyloides, Cooperia, Trichostrongylus vitrinus og T. colubriformis).
Ostertagia circumcincta er den dominerende art hos får i Danmark og kan hos lammene
forårsage klinisk ostertagiose i form af vægttab og intermitterende diarré i sensommeren og
om efteråret. Der udvikles en erhvervet resistens, hvorfor fårene generelt har en lav
ægudskillelse. Denne stiger imidlertid omkring læmning og giver dermed anledning til betydelig smitteforekomst på markerne for lammene.
Nematodirus giver anledning til betydelig, delvist aldersbetinget, resistens, hvorfor Nematodirus især er et problem hos lam; N. fillicollis er hyppigst i Danmark, medens den mere patogene N. battus er sjældnere. Udbrud af sygdom som følge af N. battus ses som regel i det
tidlige forår, men kan også forekomme om efteråret, hvorimod infektioner med de øvrige
Nematodirus arter forekommer spredt over hele græsningssæsonen.
Haemonchus contortus forekommer tillige, og kan i nogle besætninger give alvorlige problemer blandt lam i form af enten akutte døsdsfald eller mere kroniske forløb med anæmi og
afmagring som væsentlige fund. Hyppigt vil undersøgelse af fæces vise massive mængder
af strongylideæg (> 1,500 EPG).
Prøvemateriale
Fæcesprøver fra dyr med symptomer. Der udtages prøver fra 5-10 dyr.
Undersøgelse ved McMaster metode med registrering af æg pr. gram fæces (EPG).
Følgende graduering anvendes ved fund af strongylideæg i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
EPG
<100
EPG 100 - 1000
EPG
>1000
84
Anthelmintikaresistens (AR)
I Danmark er der i forbindelse med mindre undersøgelser udført først i 1990’erne påvist resistens overfor visse ormemidler i såvel fåre- som gedebesætninger.
Ud af 16 undersøgte fårebesætninger fandtes indikation på AR over for både levamisol og
ivermectin på 2 gårde; levamisol på 2 gårde, benzimidazoler på 2 gårde; og ivermectin på 1
gård. De dominerende parasitarter tilhørte i alle tilfælde slægterne Ostertagia og Trichostrongylus.
Ud af 15 undersøgte gedebesætninger fandtes indikation på AR overfor både benzimidazoler og levamisol på 6 gårde; både benzimidazoler og ivermectin på 1 gård; benzimidazoler
på 2 gårde; levamisol på 2 gårde; og ivermectin på 1 gård. Også blandt geder var Ostertagia
og Trichostrongylus arter de dominerende.
Der er således grund til at være særdeles opmærksom på, om de anvendte ormemidler
har den ønskede effekt. Dette vurderes som beskrevet for kvæg. Såfremt der registreres resistens over for det anvendte ormemiddel, der vides at være anvendt helt ifølge forskrifterne,
bør man foretage et skift til en ny ormemiddelgruppe og yderligere fokusere på alternative
kontrolstrategier.
Lungeorm
Lungeorm hos får/ged er repræsenteret dels ved arten Dictyocaulus filaria, dels af slægter
blandt Metastrongyliderne, eks. Protostrongylus og Muellerius. Disse har en indirekte livscyklus og mellemværterne er snegle af forskellig slags. I sneglene varer udviklingen minimum
2-3 uger. Præpatensperioden i slutværten (tiden fra optagelse af det infektive stadium indtil
udskillelse af larver) varer 6-10 uger (Muellerius) eller 5-6 uger (Protostrongylus). Larveudskillelsen kan strække sig over lang tid, nemlig mere end 2 år i de slægter, der er undersøgt.
Prævalensen samt infektionsintensiteten er således højest hos de ældre dyr.
Metastrongylide lungeormene, især Muellerius, er ganske almindeligt forekommende og
anses generelt ikke for at være særligt patogene, bortset fra tilfælde med massive infektioner, hvorimod Dictyocaulus i patogenitet er at sammenligne med lungeorm hos kvæg (se
denne).
Prøvemateriale
Fæcesprøve fra dyr med hoste. Der udtages individuelle prøver fra 5-10 dyr i flokken.
Baermann’s metode med henblik på påvisning af larver af lungeorm. Ved undersøgelse af
sektionsmateriale registreres og artsdifferentieres evt. tilstedeværende lungeorm i bronchier.
Ved påvisning af Dictyocaulus filaria larver anvendes samme graduering af larvefundet som
for kvægets lungeorm (se denne).
Følgende graduering anvendes ved påvisning af Protostrongylus og Muellerius lungeormlarver i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
< 10 larver i 4-6 g fæces
10-500 larver i 4-6 g fæces
> 500 larver i 4-6 g fæces
Leverikter
Infektioner med leverikter hos får forårsages, som for kvæg, af Fasciola hepatica (den store
leverikte) eller, men kun i ringe udstrækning af Dicroecoelium dendriticum (den lille leverikte).
Udviklingsforløbet hos inficerede dyr er langvarigt (2- flere måneder). Klinisk vil infektioner
med den lille leverikte sjældent vise sig, da denne ikte kun foretager migration i galdegangene og ikke først vandrer i leverparenchymet. For Fasciola kan infektioner klinisk manifestere
sig i akut, subakut eller kronisk form. Den akutte fasciolose forekommer 2-6 uger efter infektion med >2000 metacercarier og skyldes skaden af levervævet i forbindelse med migrationen. Dyrene dør pludseligt – typisk i det sene efterår/tidlig vinter. Subakut fasciolose er for-
85
bundet med optagelse af færre metacercarier, og viser sig på samme årstid som den akutte
form ved haemorrhagisk anæmi, hypoalbuminæmi, forstørret lever og evt. submandibulære
ødemer samt ascites. Kronisk fasciolose er den almindeligste form, og ses hyppigst om vinteren/tidligt forår 4-5 mdr. efter optagelse af moderate mængder (200-500) metacercarier.
Der ses anæmi og hypoalbuminæmi, dyrene er utrivelige og afmagres. Det vil være muligt at
påvise æg af Fasciola i gødningen. I modsætning til forholdene hos kvæg ses ikke forkalkning af galdegangene hos får, og fårets leverikter kan overleve i galdegangene i op til 10 år.
Prøvemateriale
Individuelle prøver af fæces fra 5-10 dyr i flokken.
Sedimenteringsmetode med henblik på påvisning af ikteæg. Ved undersøgelse af sektionsmateriale ses karakteristiske forandringer af leveren ved akut ovin fasciolose; ved kronisk
fasciolose påvises leverikter i galdegange og/eller æg af leverikter i indhold fra galdeblære,
evt. i tarmindhold.
Som for kvæg gælder, at udskillelsen af ikteæg fra inficerede får ofte vil være lavgradig og
fluktuerende. Det kvalitative fund (infektion påvist/ikke påvist) tillægges derfor væsentlig større diagnostisk betydning end antallet af observerede æg.
Coccidier
Klinisk coccidiose blandt får og geder forekommer især hos unge dyr. Det vides ikke, om de
Eimeria arter, der findes hos får, kan inficere geder og omvendt, men det er ikke sandsynligt,
da Eimeria generelt udviser stor værtsspecificitet. Blandt fårets 11 Eimeria arter er kun 2
kendt som patogene, nemlig Eimeria crandallis og E. ovinoidalis, begge arter har en præpatensperiode på 15 dage. Lam afficeres som regel i 4-7 ugers alderen, og der kan ses diarré,
der undertiden kan være blodtilblandet. Coccidiose ses typisk under uhygiejniske forhold,
f.eks i kombination med høj belægningsgrad, alternativt ved sammenbringning af ungdyr i
forbindelse med fravænning.
Coccidieoocyster er ligesom hos får også meget almindelige at finde hos geder. Én art
hos geder, E. arloingi, er beskrevet som værende særdeles patogen, men ellers vides ikke
meget om coccidiose hos geder.
I tilslutning til smitte udvikles der immunitet, der generelt kan antages at være livslang,
idet den opretholdes fra coccidier, der persisterer i miljøet. Immuniteten er specifik for den
enkelte coccidieart. Immunitet mod f.eks. E. ovinoidalis medfører således ikke resistens mod
de øvrige Eimeria arter, der kan inficere lam.
Prøvemateriale
Coccidiediagnostik baseres på fund af høje coccidieoocyst udskillelser i fæces i kombination
med kliniske observationer. Der indsendes fæcesprøver eller tarmsæt med colon fra døde
lam/kid.
Coccidier påvises i fæces eller colonindhold efter en modificeret McMastermetode (flotation)
med registrering af oocyster pr gram gødning (OPG). Såfremt der ønskes artsidentifikation,
foretages denne efter sporulering af coccidieoocysterne og efterfølgende mikroskopering.
Følgende graduering anvendes ved påvisning af coccidieoocyster i fæcesprøver:
Moderat udskillelse
Massiv udskillelse
OPG
OPG
OPG
< 1.000
1.000-10.000
> 10.000
86
Først ved massiv udskillelse af coccidieoocyster kan fund evt. tolkes som indikation for klinisk coccidiose. Laboratoriefundene skal dog altid sammenholdes med symptomer, aldersgruppe og evt. sektionsfund.
Skabmider
Som hos kvæg forekommer skabmidearter af Sarcoptes, Chorioptes og Psoroptes. Sarcoptesskab er ikke almindeligt forekommende hos får; de ville findes i hovedet og andre partier
uden uld. Hos får findes Chorioptesskab fortrinsvis nederst på lemmerne (fodskab), især på
bagbenene og mellem klovene, men findes også hyppigt på scrotum. Miderne kan i nogle tilfælde give anledning til alvorlige hudlidelser med intens kløe.
Psoroptes ovis forårsager ondartet fåreskab. I forårs- og sommermånederne overlever
P.ovis i begrænset antal i beskyttede områder, f.eks. i øregangen, på ørernes inderside, i lyskefolder samt i infraorbital- og interdigital gruber. Men i vinterperioden, når ulden vokser,
spredes Psoroptes miden sig til hele kroppen, hvor den har særligt gode opformeringsbetingelser i områder med tykt ulddække. Psoroptes midens aktivitet fører til hudbetændelse,
først i et lille område, hvor ekssudat spredes, pelsen falder af, og miderne spreder sig ud i
kanten af området og fortsætter deres aktivitet. Indenfor 2 måneder efter infektionstidspunktet vil et får kunne være dækket af gullige skorper af ekssudat. Infektionen ledsages af en
plagsom kløe, utrivelighed og udbredt hårtab. Der kan ses dødsfald, især blandt lammene.
Der er ingen opgørelser over forekomsten af P. ovis infektioner i Danmark. Besætningssmitte sker især ved indkøb af subklinisk inficerede dyr.
Prøvemateriale
Psoroptes mider er meget aktive i keratinlaget i randen af det afficerede område. Herfra skal
udtages hudskrab.
Mikroskopisk undersøgelse af skrab efter behandling med KOH-opløsning efterfulgt af flotation.
Ved infektioner med Psoroptes vil den blotte erkendelse af mider i skrabprøver være afgørende i diagnostisk sammenhæng.
Man skal være opmærksom på, at scrapie er en differentialdiagnose ved kløende hudlidelser
hos får og geder. Mistanker anmeldes til fødevareregionen i henhold til gældende lovgivning.
Abort hos får og ged
Ved indsendelser af aborterede, dødfødte og svagfødte lam og kid foretages rutinemæssigt
histologiske og bakteriologiske undersøgelser, som beskrevet under laboratorieundersøgelse. Yderligere undersøgelser skal rekvireres af indsender.
Prøvemateriale
Foster, efterbyrd og blodprøve af moderdyret. Såfremt hele fosteret ikke indsendes bør følgende materialer indsendes: Hovedet (uåbnet), hjerte, lunge, lever, milt og løbeindhold.
Materialet undersøges histologisk (hjerne, hjerte, lunge, lever og efterbyrd) og bakteriologisk
og mykologisk inklusiv Campylobacter fetus (lunge, lever, løbeindhold og efterbyrd). Blod fra
moderfåret undersøges serologisk for antistoffer mod brucellose. Disse undersøgelser foretages til en fast pris, mens øvrige undersøgelser skal rekvireres af indsender og faktureres
ekstra. Det kan for eksempel være: Parasitologisk undersøgelse for T. gondii ved direkte mikroskopi og ved podning på mus (hjerne og efterbyrd). Virologisk og serologisk undersøgelse
af foster for Border disease virus og - antistoffer. Bemærk, at materiale til undersøgelse for T.
gondii ved podning på mus ikke må nedfryses.
87
Der kan regnes med følgende undersøgelsestider:
Histologi
Bakteriologi
Serologi
(Virologi
(Parasitologi, mikroskopi
(Parasitologi, podning
5 - 14 dage
2 - 4 dage
2 - 8 dage
5 - 14 dage
1 - 2 dage
6 - 7 uger
Påvisning af bakterier skal sammenholdes med korresponderende histopatologiske forandringer, da mange af de bakterietyper, som kan forårsage abort, også ses som forureningsflora. Ved toxoplasmose ses ofte typiske læsioner af nekrotiserende og non-suppurativ karakter. Dog er fostre ofte mumificerede, hvilket kompromitterer den histologiske undersøgelse stærkt. Udelukkelse af Border disease virus som abortårsag kræver undersøgelse for såvel virus som for føtale antistoffer.
Centralnervøse forstyrrelser hos får og ged
Disse er omtalt samlet for kvæg, får og geder (se afsnittene om centralnervøse lidelser hos
drøvtyggere side 80-82 og scrapie side 113). Det skal bemærkes, at Listeria-betinget encephalitis forekommer betydeligt hyppigere hos får og ged end hos kvæg. Ved mistanke om
denne tilstand indsendes hovedet. Listeriose hos får og geder over 12 måneder gamle er en
differentialdiagnose til scrapie, hvorfor aflivning og indsendelse af hovedet fra sådanne dyr
altid skal ske efter aftale med Fødevareregionen.
Rabies kan også give anledning til CNS symptomer. Klassisk rabies er udryddet i Danmark, men flagermuserabies er i perioden 1998-2002 diagnosticeret i 5 danske får med forskellige kombinationer af følgende symptomer: slaphed, let feber, hæs brægen, savlen, atypiske mundbevægelser, bevægelsesforstyrrelser og lammelser. Flagermuserabies er en differentialdiagnose til scrapie, og er desuden en liste 2 infektion. Ved mistanke om infektion
med flagermuserabies på dyr ældre end 12 måneder indsendes hovedet efter aftale med
Fødevareregionen til DTU Veterinærinstituttet København til diagnotisk undersøgelse for
Scrapie. DTU Veterinærinstituttet København videresender materiale til DTU Veterinærinstituttet Lindholm til undersøgelse for rabies. Yngre dyr sendes direkte til Lindholm. Ved human
eksponering sendes materiale dog altid direkte til Lindholm med kurér efter aftale med Fødevareregionen og DTU Veterinærinstituttet Lindholm.
Ondartet klovesyge
Ondartet klovesyge er forbundet med infektion med Dichelobacter nodosus og Fusobacterium necrophorum (nekrosebakterien) i klovene.
Prøvemateriale
Fra dyr som aflives, anbefales det at indsende den distale del af afficerede ben. Hos levende
dyr bør der tages en svaberprøve (kulsvaber) samt afskæres læderet klovmateriale. Indsendelse af vatsvabere eller små klovstykker er ikke anvendeligt, da bakterierne skal holdes
anaerobt under transporten til laboratoriet.
Der foretages anaerob bakteriologisk undersøgelse med en varighed på 6-10 dage.
Laboratoriefundet skal altid sammenholdes med de klinisk/patologiske fund. Ved manglende
påvisning af bakterierne hos dyr med forrådnelse af klovene anbefales det at indsende nyt
materiale.
88
Salmonella
Infektioner med Salmonella enterica kan forekomme sporadisk hos får og ged og give anledning til klinisk sygdom i form af almen påvirkning, diarre og evt. dødsfald. Ved opfølgende
mikrobiologiske undersøgelser har det fra en enkelt besætning været muligt at isolere Salmonella enterica i adskillige måneder efter, at de kliniske symptomer var ophørt. Infektioner
kan skyldes flere forskellige serotyper af Salmonella (Typhimurium, Dublin, Mbandaka), men
fårets værtsspecifikke type (S. Abortus-ovis) har ikke været set i Danmark i en lang årrække.
89
hos fjerkræ
Luftvejslidelser hos fjerkræ
Luftvejslidelser hos fjerkræ kan defineres som sygdomme, hvor kliniske symptomer eller patologisk-anatomiske forandringer er knyttet til åndedrætsveje og -organer. Afhængig af den
enkelte sygdom kan forandringer eventuelt samtidig optræde i andre organer og væv. Symptomerne kan være hævelser ved sinus infraorbitalis og flåd fra næseborene, hævelse ved og
flåd fra conjunctiva, rallende respirationslyde, hoste, nysen og dyspnoe.
Da kliniske symptomer og sektionsfund ikke giver tilstrækkeligt grundlag for at stille en eksakt diagnose vil histologisk, mikrobiologisk, molekylærbiologisk og eventuelt serologisk undersøgelse afhængig af hver enkelt sygdom være påkrævet. Ved visse respirationsvejssygdomme, der klinisk henføres til "chronic respiratory disease" (CRD), er ætiologien ofte kompleks og kan adskilles i primære og sekundære causale faktorer.
Foruden ved virusinfektionerne Aviær influenza (Fowl plague) og Newcastle disease, der
er anført i Lov om hold af dyr liste 1 og beskrevet på side 115, kan et eller flere af de beskrevne symptomer på respirationsvejslidelse forekomme i forbindelse med de anførte fjerkræsygdomme her i landet. En oversigt over fjerkræsygdomme med symptomer fra respirationssystemet fremgår af nedenstående.
Infektiøs laryngotracheitis (ILT)
(jf. Lov om hold af dyr, Liste 2)
Ætiologi
Herpesvirus.
Dyreart
Kyllinger, høns (sjældnere fasaner, agerhøns og kalkuner).
Symptomer
Luftvejssymptomer og øget dødelighed, ofte akut forløbende.
Patologi
Nekrotiske forandringer i larynx/trachea samt septikæmiske
forandringer
Diagnostik
Virusisolation eller påvisning ved PCR, histologisk påvisning af
syncytier med intranucleære inklusionslegemer i larynx/trachea. Antistoffer i blodprøver (ELISA).
Forholdsregler
Fund anmeldes til Fødevareregionen. Vacciner er ikke registreret i Danmark, effekten af vaccination er tvivlsom. Omfattet af
bekendtgørelse nr. 150 af 25.02.2009 om ILT (infektiøs laryngothracheitis).
Infektiøs bronchitis (IB)
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
Coronavirus.
Kyllinger/høns.
Forandringer i trachea, lunger, reproduktionsorganer og nyrer.
Virusisolation eller påvisning (PCR). Påvisning af antistoffer i
blodprøver (HI).
Turkey rhinotracheitis (TRT)
Ætiologi
Aviær pneumovirus.
Dyreart
Kalkuner, kyllinger/høns, fasaner, agerhøns m.fl.
Patologi
Forandringer i conjunctiva, næsehule, trachea, subcutis i hovedregionen. Hos kyllinger/høns associeres infektionen med
Swollen head syndrome (SHS).
Diagnostik
Virusisolation eller påvisning (PCR). Påvisning af antistoffer i
blodprøver (ELISA).
90
Fjerkrækopper (jf. Lov om hold af dyr, Liste 2)
Ætiologi
Poxvirus af forskellige artsspecifikke typer.
Dyreart
Kyllinger, høns, kalkuner, duer, kanariefugle m.fl.
Symptomer Difteroid form
Forandringer i oropharynx og sinus infraorbitalis.
Symptomer Kutan form
Hudforandringer på ubefjerede områder omkring øjne, næb og
på ben og fødder.
Patologi Difteroid form
Nodulære diphteroide eller pseudodiphteroide slimhindeforandringer.
Patologi Kutan form
Lokal, nodulær epithelial hyperplasi.
Diagnostik
Histologisk påvisning af intracytoplasmatiske inklusionslegemer
i forandrede hud- eller slimhindepartier. Virusisolation efter
podning i æg.
Forholdsregler
Fund anmeldes til Fødevareregionen. Vacciner er ikke registreret i Danmark.
Mycoplasmose
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
Coryza
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
Mycoplasma gallisepticum.
Kyllinger, høns, kalkuner, fasaner, agerhøns, vagtler.
Forandringer i sinus infraorbitalis, trachea, bronchier, luftsække
(CRD).
Isolation af mykoplasmer. Påvisning af antistoffer i blodprøver
(Agg).
Mycoplasma meleagridis.
Kalkuner.
Forandringer i sinus infraorbitalis, trachea, bronchier, luftsække.
(Agg).
Mycoplasma synoviae.
Kyllinger, høns, kalkuner.
Forandringer i led og seneskeder. Lejlighedsvis sinus infraorbitalis, trachea, bronchier og luftsække.
(Agg).
Haemophilus paragallinarum.
Kyllinger, høns.
Forandringer i conjunctiva, sinus infraorbitalis, evt. trachea,
lunger og luftsække.
Isolation af bakterier.
Pasteurellose/fjerkrækolera (jf. Lov om hold af dyr, Liste 2)
Ætiologi
Pasteurella multocida, ssp. multocida, ssp. septica, ssp. gallicida.
Dyreart
Kyllinger, høns, ænder, gæs, kalkuner.
Symptomer
Akut eller perakut forløb, varierende grader af conjunctivitis,
meningitis, svulst og misfarvning af kam og hagelapper.
Patologi
Septikæmiske forandringer (organsvulst af leverm milt, nyrer).
Diagnostik
Isolation af bakterier fra forandrede væv.
Forholdsregler
Omfattet af bekendtgørelse nr. 152 af 25.02.2009 om fjerkrækolera (Pasteurella multocida).
91
E. coli infektion
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
Aspergillose
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
Keratoconjunctivitis
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
A-avitaminose
Ætiologi
Dyreart
Patologi
Diagnostik
E. coli, ofte associeret med virus eller mykoplasmer.
Kyllinger, høns, kalkuner.
Forandringer i luftsække, pericardium (CRD). Ofte bakteriel
sepsis.
Bakterie- og evt. virusisolation.
Sædvanligvis Aspergillus fumigatus.
Alle arter.
Forandringer i lunger og luftsække.
Sektion og histologisk påvisning af svampehyfer, evt. dyrkning
på selektive substrater.
Forhøjet NH3-indhold i luften.
Alle arter.
Forandringer i conjunctiva og cornea.
Sektion og histologisk undersøgelse.
Utilstrækkeligt vitamin A i foder.
Alle arter.
Forandringer i conjunctiva, membrana nictitans, sinus infraorbitalis, oropharynx, oesophagus, nyrer.
Sektion og histologisk undersøgelse med påvisning af patognomoniske forandringer.
Salmonellainfektioner hos fjerkræ
Salmonellose defineres sædvanligvis hos fjerkræ som klinisk sygdom forårsaget af andre
salmonellatyper end Salmonella enterica serovar Gallinarum biovar Gallinarum og Pullorum
(hønsetyfus). Afhængig af serotype og forhold hos værtsdyret (art, alder, fysiologisk status
samt eksponering for stressudløsende faktorer) varierer sygdomsbilledet fra bakteriel sepsis
(klinisk salmonellose) til symptomfri smittebærere (subklinisk salmonellainfektion), der hverken klinisk eller patologisk-anatomisk frembyder tegn på sygdom. Den sidstnævnte form betegnes som infektion med salmonellabakterier og er den mest almindeligt forekommende hos
arterne høns, kalkuner, ænder og gæs.
Klinisk sygdom med dødelighed konstateres som oftest kun hos unge, ikke kønsmodne
dyr og hyppigst i de første 2-3 leveuger. Morbiditet og mortalitet varierer betydeligt, men er
sædvanligvis mindre end 20%. De kliniske symptomer er almindelig nedstemthed. Dyrene
sidder sammenkrøbne med halvtlukkede øjne, oppustet fjerdragt og hængende vinger. Ædeog drikkelyst er mangelfuld/ophørt, og dyrene klumper sammen omkring varmekilden. Afføringen er vandig/slimet, ofte er dun og fjerdragt ventralt for kloaken og på bugen tilsølet med
afføring med righoldigt indhold af urater. Hos ællinger og gæslinger optræder undertiden varierende grader af conjunctivitis og centralnervøse symptomer. Hos ældre, kronisk inficerede
svømmefugle og duer er ledaffektioner almindelige.
De patologiske forandringer ved salmonelløs sepsis omfatter svulst af lever, milt og nyrer
samt pneumoni og katarrhalsk enteritis. Ved infektion med Salmonella enterica subspecies
enterica serotyperne Typhimurium og Enteritidis kan inkonstant i lever og milt forekomme
grålige pin-point processer samt 1-2 mm store velafgrænsede grågule nekroser i lungerne.
Desuden kan blindtarmene være udfyldt med en fast tør fibrinopurulent substans. Hos nyklækkede og op til en uge gamle individer er tillige blommesæk- og bughindebetændelse
samt perihepatitis og pericarditis et almindeligt, men dog ikke specifikt obduktionsfund ved
salmonellose i udbrud.
92
Hos duer er salmonellose (paratyfus) den hyppigst forekommende bakterielle infektionssygdom, og hos disse er sygdommen oftest forårsaget af en særlig serotype af S. Typhimurium.
Prøvemateriale
Ved mistanke om salmonellainfektion i fjerkræbesætninger eller fuglehold indsendes selvdøde, uåbnede kadavere til bakteriologisk undersøgelse, jf. Fødevarestyrelsens bekendtgørelse 1261 af 15.12.2008, Bekendtgørelse om salmonellose hos fjerkræ og salmonella i slagtetjerkræ m.m. og bekendtgørelse nr. 151 af 25.02.2009, Bekendtgørelse om hønsetyfus,
samt iøvrigt gældende bestemmelser i henhold til lovgivningen.
I forbindelse med frivillige
sundhedsovervågningsprogrammer og obligatoriske undersøgelser henholdsvis i virksomheder med opdræt af hønniker til konsumægsproduktion, i konsumægshold samt fra rugeægsproducerende høns og opdræt hertil indsendes prøvemateriale i henhold til Fødevarestyrelsens bekendtgørelser 1259 af 25.12.2008 , Bekendtgørelse om bekæmpelse af salmonella i
rugeægsproducerende høns og opdræt hertil, bekendtgørelse nr. 1260 af 15.12.2008, Bekendtgørelse om bekæmpelse af salmonella i konsumægshønsehold og opdræt hertil, og
bekendgørelse nr. 27 af 22.01.2009, Bekendtgørelse om ændring af bekendtgørelse om bekæmpelse af salmonella i konsumægshønsehold og opdræt hertil. Afhængig af kategori af
fjerkrævirksomhed er specificeret retningslinier for undersøgelse af daggamle kyllinger, prøver fra transportkasser, kloaksvaberprøver fra dyr, friskafsatte gødningsklatter, sokkeprøver,
svaberprøver fra fjerkræstalde (rengøringskontrol) m.m. Serologisk undersøgelse ved MixELISA for antistoffer mod salmonella (dækker også serotyperne Gallinarum og Pullorum).
Der indsendes ustabiliserede blodprøver eller æg af ensartet størrelse og god kvalitet. Ved
indsendelse af æg pakkes disse forsvarligt i ægbakke, plastpose og kasse. Forsendelsen
sker bedst med fragtmand.
Serologisk undersøgelse for antistoffer mod serotyperne Gallinarum og Pullorum kan også
foretages ved agglutinationstest for andre fuglearter end høns. Der indsendes ustabiliseret
blod.
Der foretages bakteriologisk dyrkning i selektive medier, og på alle salmonellaisolater foretages serotype- og eventuelt fagtypebestemmelse samt undersøgelse for antibiotikaresistens.
Ved negativt udfald af undersøgelsen vil varigheden sædvanligvis være 4 arbejdsdøgn efter modtagelsen. Er prøverne positive, vil typebestemmelse oftest kunne foreligge 2 døgn
senere.
Foranstaltninger må vurderes i hvert enkelt tilfælde og afhænger af salmonellatype, besætningskategori og kliniske forhold i besætningen. Ved besvarelse af undersøgelser vil alle positive laboratoriefund med kopi af svarskrivelse blive meddelt Fødevarestyrelsen, der forestår
den overordnede strategi for bekæmpelse af salmonella. Serologisk undersøgelse af en stikprøve (60 stk.) kan give en rimelig sikker besætningsstatus. Ved øget antal af serologisk positive dyr stiger sandsynligheden for at kunne isolere salmonellabakterier fra flokken.
Coccidiose hos fjerkræ
De mest betydningsfulde endoparasitter hos fjerkræ er coccidier. Hos kyllinger/høns, kalkuner og gæs hører alle patogene arter til slægten Eimeria, og alle Eimeria-arter er udpræget
værtsspecifikke. Hos ænder forekommer tillige Tyzzeria perniciosa. Coccidiose optræder
hyppigst hos kyllinger/høns, kalkuner og fasaner i opdræt, mens forekomsten hos ænder og
gæs er af mere sporadisk karakter.
Alle patogene fjerkræcoccidiearter udvikler og formerer sig i tarmkanalens epithel- og subepitheliale celler og medfører afhængig af coccidieart forskellige former for enteritis. Formeringscyklus varierer fra 4 til 6 døgn. En undtagelse er E. truncata, der forårsager nyrecoccidiose hos gæs.
93
De almindeligste coccidiearter og afficerede tarmafsnit ved sygdomsangreb fremgår af nedenstående skema.
Kyllinger/høns
E. tenella
E. acervulina
E. maxima
E. necatrix
E. brunetti
blindtarme
forreste del af tarmkanalen
mellemste del af tarmkanalen
mellemste del af tarmkanalen
bagerste del af tarmkanalen
Kalkuner
E. adenoides
E. meleagrimitis
E. gallopavonis
blindtarme
Ænder
T. perniciosa
Fasaner
E. colchici
E. duodenalis
E. phasiani
blindtarme
Duer
E. labbeana
E. columbarum
Dyr i alle aldersgrupper er modtagelige for coccidiose, men sygdomsudbrud forekommer
hyppigst hos unge dyr fra 2 til 8 ugers alderen. I tilslutning til smitte udvikles der hurtigt immunitet, der sædvanligvis kan påregnes at vare resten af livet, idet immuniteten under praktiske forhold holdes vedlige fra coccidier, der persisterer i det pågældende miljø. Immuniteten
er specifik for den enkelte coccidieart. Immunitet mod f.eks. E. tenella medfører således ikke
resistens mod de øvrige Eimeria-arter, der kan angribe kyllinger.
De kliniske symptomer ved coccidioseudbrud er varierende og afhængig af Eimeria-art;
men ofte observeres de første sygdomstegn som pludselige dødsfald i forbindelse med
blodtilblandet, slimet eller vandig diarre og generel nedstemthed hos dyrene. Samtidig registreres manglende æde- og evt. drikkelyst. I slagtekyllingeproduktionen, hvor coccidioseprofylaksen generelt er baseret på, at foderet er tilsat et coccidiostaticum anvendes ofte betegnelsen ‘subklinisk coccidiose’, hvor symptombilledet i varierende grad er præget af nedsat
tilvækst, forøget foderforbrug og undertiden tillige problemer med at holde strøelsen tør. Forholdet skyldes, at vedvarende brug af det samme coccidiostaticum gradvist bevirker, at der
hos coccidierne udvikles resistens mod det pågældende stof.
Prøvemateriale
Der indsendes 6-10 uåbnede kadavere af selvdøde eller aflivede syge dyr til undersøgelse.
Patoanatomisk bedømmelse af dyrene og mikroskopi af skrabpræparater fra tarmslimhinden.
Mikroskopisk undersøgelse af gødningsprøver er ikke relevant i fjerkræbesætninger. Til vurdering af subklinisk coccidiose hos slagtekyllinger er tillige udviklet en særlig bedømmelsesskala for patologiske forandringer i tarmslimhinden (lesion scoring), som forudsætter, at undersøgelsen udføres umiddelbart efter, at dyret er aflivet.
Påvisning af karakteristiske tarmforandringer og bekræftende mikroskopisk fund af coccidieoocyster og øvrige -udviklingsstadier er et sikkert bedømmelsesgrundlag til at stille diagnosen coccidiose. I store fjerkræflokke er det imidlertid vigtigt at sammenholde laboratoriefund
med en generel klinisk bedømmelse af dyrene og vurdere, om enkeltdyrsdiagnoserne er repræsentative for hele flokken.I store kyllingeflokke kan coccidiose optræde sekundært i tilslutning til andre sygdomme f.eks. infectious bursal disease (Gumboro disease) og nekrotiserende enteritis.
94
hos pelsdyr
Diarré hos mink
Diarre er et hyppigt symptom hos mink og det kan være infektiøst betinget. Der er flere årsager til diarré, sædvanligvis relateret til minkenes alder, jf. tabel 8. Klinisk vil det i de fleste tilfælde være umuligt at relatere symptomer til årsag, hvorfor laboratorieundersøgelse vil være
nødvendig.
Prøvemateriale
Generelt bør hele kadavere indsendes, og ved mistanke om virusenteritis bør der tillige indsendes mindst 5 fæcesprøver. Fæcesprøverne skal udtages første eller anden dag efter ophørt ædelyst. Fæcessvaberprøver eller rektalsvaberprøver er uegnede til diagnostisk undersøgelse.
Såfremt specielle ønsker ikke anføres, undersøges materialet efter laboratoriets vurdering for
relevante patogener.
E. coli og stafylokokker isoleres ved dyrkning med efterfølgende resistensbestemmelse.
Lejlighedsvis foretages serotypning af E. coli isolater.
Virusenteritis diagnosticeres enten ved påvisning af de typiske histopatologiske tarmforandringer eller ved påvisning af virus i fæces ved ELISA.
Coccidiose diagnosticeres ved McMasterundersøgelse af tarmindhold med angivelse af
antal oocyster/g tarmindhold (OPG).
I mange tilfælde vil laboratorieundersøgelse lede til en konklusiv diagnose, og i andre tilfælde vil der være tale om laboratoriefund, der af den indsendende dyrlæge skal sættes ind i en
helhed. Antibiotikabehandling forud for udtagelse af materiale til undersøgelse vil ofte føre til
falsk negativt laboratorieresultat.
OPG > 10.000 regnes for ætiologisk signifikant; men den daglige udskillelse af coccidieoocyster hos enkeltdyr kan variere en del. Der erindres om, at virusenteritis er omfattet af Lov
om hold af dyr, Liste 2.
Tabel 9. Aldersmæssig fordeling af tarminfektion hos mink
Sygdom
Alder
Årsag
"Fedtede hvalpe"
1-5 uger
Multifaktoriel med sekundær opformering
af E. coli, Staph. intermedius eller astrovirus
Fravænningsdiarré
5-7 uger
Fodringsbetinget, ofte med samtidig forekomst af E. coli
Virusenteritis
1-6 måneder,
dog lejlighedsvis
voksne mink
Mink Enteritis Virus (MEV) (minkens parvovirus)
"Efterårsdiarré"
3-6 måneder
Fodringsbetinget, ofte med samtidig forekomst af E. coli
95
Nervøse symptomer hos pelsdyr
Symptomer fra nervesystemet forekommer lejlighedsvis. I tabel 9 angives de vigtigste sygdomme, der afficerer nervesystemet hos pelsdyr.
Prøvemateriale
Der skal indsendes hele kadavere og ikke kun hovedet, fordi laboratoriediagnostik for botulisme og "Fox encephalitis" (HCC) som anført i tabel 9 kræver ekstrakraniale væv.
I mange tilfælde vil laboratorieundersøgelsen lede til en konklusiv diagnose. Det må dog bemærkes, at funktionelle forstyrrelser i nervesystemet sædvanligvis ikke medfører morfologisk
erkendelige forandringer i nervevævet, hvorfor sektion med histologisk undersøgelse af hjernevæv oftest ikke vil afsløre funktionelle (= metaboliske) ændringer.
Tabel 10. Vigtige sygdomme afficerende nervesystemet hos pelsdyr
Sygdom
Agens
Symptomer
Diagnostik
Hvalpesyge
(mink, ræv)
Distemper
Kramper og
skorper ved
øjne og poter
Påvisning af virus ved immunofluorescens eller PCR
"Fox encephalitis"
(ræv)
Adenovirus
(HCC-virus)
Apati vekslende med
kramper
Påvisning af virus ved ELISA af
lever og hjerne
Plasmacytose
(mink)
AD-virus
Kramper
Histologisk påvisning af plasmacellemeningitis
Salmonellose
(ræv)
Salmonella
Apati og pareser
Dyrkning fra hjerne
Botulisme
(mink)
Botulinumtoxin
Total paralyse
Påvisning af toxin i ventrikelindhold og/eller lever
Chasteks paralyse
(ræv)
Thiamin mangel
Apati evt. let
parese
Histologisk påvisning af laminar
nekrose i cortex cerebri
Rævens dværgbændelorm, Echinococcus multilocularis
I januar 2000, påvistes for første gang i Skandinavien rævens dværgbændelorm, Echinococcus multilocularis, i en trafikdræbt ræv ved Tåstrup nær København. E. multilocularis er en
lille bændelorm (ca. 2-4 mm, 4-5 led) som behøver to værter for at gen-nemføre sin livscyklus: Et rovdyr og en gnaver. Det voksne, kønsmodne stadium findes i tyndtarmen hos især
ræve (hovedvært), men også hunde og katte er beskrevet som mulige værtsdyr. Der kan findes tusinder af disse bændelorm i tarmen, uden at værtsdyret er påvirket af dem, og uden at
det fører til udvikling af immunitet over for re-infektion. Bændelormen danner hele tiden nye
led, og fra ormens bagende afstødes løbende ægfyldte led. Disse ægfyldte led revner og
æggene findes herefter frit i rævens afføring. Normalt udskiller ræve kun parasitæg i 4-12
uger efter af de er blevet smittet. Æggene kan ikke morfologisk skelnes fra æg af Taenia arter.
96
Leddene bevæger sig rundt på fæces og tømmer sig for æg. Når disse æg optages af en
gnaver (mellemvært) klækker de i tarmen, larven trænger igennem tarmvæggen og føres
med blodet som regel til leveren, sjældent til andre væv. Her etablerer larven sig, modnes og
vokser til blærelignende cyster (alveolære hydatidecyster), der hver indeholder mange infektive bændelormelarver. Disse cyster deler sig ved knopskydning og invaderer efterhånden
levervævet og kan spredes via blodet til resten af kroppen. Når en gnaver fortæres af en ræv
(hund eller kat) vil cysterne klække og scolices sætter sig fast på tyndtarmsslimhinden. Herudfra vokser bændelormens led, der hver har både hanlige og hunlige kønsorganer og således kan befrugte sig selv. Ægfyldte led udskilles fra ca. 4 uger efter infektion.
Zoonose
På lignende måde som mus kan andre dyr være "tilfældige" værter, herunder mennesker,
der kan smittes ved at indtage æg. Tilfælde af human ekinokokkose er endnu aldrig rapporteret i Danmark som følge af infektion med E. multilocularis. Mellemstadiecysten vokser
langsomt i mennesker, formodentlig som en refleksion af, at mennesket er en "fejlagtig" mellemvært for E. multilocularis. Der kan gå 5-15 år, før der viser sig tegn på infektion. Henvendelse til læge sker ofte først ved symptomer på leverpåvirkning. Smitterisikoen kan begrænses ved at und-gå at tiltrække rævene til nærmiljøet. Først og fremmest ved at undlade at
fodre ræve, og sørge for at affald er tildækket eller i en højde, hvor ræven ikke kan nå det.
Desuden bør frugter, især nedfaldsfrugt samt bær, og grøntsager fra køkkenhaven vaskes
grundigt.
Prøvemateriale
Fæcesprøver fra ræve eller fra hunde, der vides at være i risikogruppe (fanger og fortærer
mus eller andre gnavere), kan undersøges. Analysen kan udføres også på lidt ældre fæcesprøver, blot disse ikke er indtørret. Ved opbevaring ved 4°C er koproantigenerne stabile i
nogle uger, og ved stuetemperatur er antigenerne stabile i flere dage. Nedfrosset materiale
kan anvendes efter adskillige års opbevaring.
Undersøgelse af fæces ved modificeret McMaster teknik (flotation) mhp. påvisning af Taenia
lignende æg. Såremt sådanne påvises, foretages en slægtsbestemmelse ved en PRCundersøgelse udført ved et udenlandsk laboratorium.
Hjerteorm og lungeorm hos hund
Hos hund - og ræv - findes forskellige hjerteog lungeorm, der kan give anledning til bl.a.
hoste og træthed hhv. endocarditis m.v.
I Danmark findes hjerteormen Angiostrongylus vasorum således udbredt blandt hunde og
ræve i Storkøbenhavnsområdet samt visse steder i Jylland. Lungeormen Crenosoma vulpis
findes ligeledes hos hund og ræv, og er hos ræve påvist at være jævnt udbredt i hele landet.
Begge orm har en indirekte livscyklus, idet de har hund/ræv som hovedvært og snegle (mange forskellige arter) som mellemvært. Når hunde/ræve æder inficerede snegle optages det
umodne larvestadie, der borer sig ind gennem tarmvæggen.
Angiostrongylus juvenile orm migrerer via lymfeknuder til højre hjertehalvdel og lungearterierne, hvor de udvikler sig til kønsmodenhed. Æggene føres med blodet til lungekapillærerne, hvor de klækkes og L1 larverne når luftvejene ved penetration af alveolerne. Larverne
hostes op, synkes og udskilles i fæces. Præpatenstiden er 38-60 dage. Infektionen er ofte
kronisk over måneder eller år - antagelig med variationer i larveudskillelsen afhængig af årstid og evt. andre faktorer.
Crenosoma juvenile orm migrerer via leveren og lungekredsløbet og når frem til bronchioler og bronchier, hvor de færdigudvikles og etablerer sig som voksne lungeorm. Æg og larver
hostes op og synkes til udskillelse med fæces. Præpatenstiden er ca. 3 uger og der kan ses
et kronisk forløb med voksne orm levende i op til 1 år.
97
Herudover findes hos hund en anden hjerteorm, Dirofilaria immitis, der ligeledes har en indirekte livscyklus, men som har myg som mellemvært. Dirofilaria, og dens vektor, findes ikke
udbredt i Danmark pga. det kølige klima. Undersøgelse herfor kan imidlertid være påkrævet
for hunde, der har været i områder, hvor Dirofilariose er udbredt (tropiske og subtropiske områder, inkl. Sydeuropa). Desuden er undersøgelse for Dirofilaria påkrævet i forbindelse med
eksport af hunde til f.eks. New Zealand.
Voksne Dirofilaria orm lever i hjertet og nærliggende blodkar. Her udskiller hunormen levende larver (mikrofilarier) i blodbanen, og disse mikrofilarier optages herefter af en hunmyg,
hvor udvikling til det infektive larvestaduim finder sted i løbet af 2 uger. De infektive larver
findes i myggens munddele og overføres til et nyt værtsdyr, når myggen suger blod. I hunden
migrerer larverne til de subkutane bindevæv, hvor de udvikler sig over nogle måneder til det
voksne stadium, der migrerer til hjertet. Præpatenstiden er mindst 6 måneder, og voksne orm
kan overleve i op til 5 år.
Prøvemateriale
Angiostrongylus hhv. Crenosoma: Fæcesprøver fra ræv eller hund. På grund af den variable
larveudskillelse anbefales det at undersøge 2-3 prøver fra samme hund opsamlet på forskellige dage.
Dirofilaria immitis: Ustabiliseret blodprøve samt stabiliseret (EDTA eller heparin) blodprøve.
Den stabiliserede blodprøve bør, for bedste resultat behandles af indsender på følgende
måde: I et 15 ml centrifugerør blandes omhyggeligt 1 ml frisk stabiliseret blod med 10 ml 2%
formalin (2% formalin fremstilles ud fra 2 ml 37% formaldehyd og 98 ml destilleret vand; Cave: Begrænset holdbarhed !).
Baermann metode med henblik på påvisning af L1 larver af Angiostrongylus vasorum og
Crenosoma vulpis. Larverne identificeres baseret på morfologiske parametre.
Knott's teknik, en larvekoncentrationstest baseret på centrifugering og efterfølgende farvning
og identifikation af evt. mikrofilarier i sedimentet.
98
Laboratoriediagnostik ved nogle sygdomskomplekser
hos akvakulturdyr
Epizootisk ulcerativt syndrom (EUS)
Ætiologi
EUS er en infektion forårsaget af oomyceten Aphanomyces invadans eller A. piscicida. Som
følgesygdom ses sekundære infektioner med Gram-negative bakterier og ofte rhabdovirus.
Sygdommen rammer både vilde og opdrættede fisk, specielt tilhørende genera Channa
(snakeheads), Mastacembelus (elefantsnabelål), Puntious, Trichogaster (gourami), Catla,
Mugil (multe), Labeo. Fisk tilhørende genera Oreochromis (tilapia), Chanos (mælkefisk) og
Cyprinus (karper) er ikke eller kun svært modtagelige. Både fisk i ferskvand og brakvand er
modtagelige. Sygdommen blev først rapporteret i Japan og i Australien først i 1970’erne.
Sygdommen har siden bredt sig ud over hele Asien. Sygdommen er også rapporteret fra
USA og i 2007 blev den rapporteret i Afrika (Botswana). Når sygdommen først forekommer i
en population ses udbrud hvert år. EUS forkommer hovedsageligt ved temperaturer omkring
18-22ºC og efter perioder med kraftigt regnvejr.
Symptomer og patologi
Sygdommen er karakteriseret af pludselig høj mortalitet i vilde og opdrættede fisk. En bred
vifte af arter og størrelser er afficeret og mange fisk udviser anormal opførsel. Store sår og
dybe erosioner, der både kan forekomme på kroppen og i hovedet, kan ses i mere kroniske
tilfælde. Hjernen kan blive blotlagt. Histologisk ses der forekomst af ekstensive, alvorlige,
mykotiske granulomatøse forandringer og distinktive flocculente nekrotiske muskelfibre. Den
invasive svamp kan vokse hele vejen gennem muskelvævet ind i rygraden, nyre og peritoneum. I sene stadier ses meget kompakt fibromatøs stroma indeholdende granulomatøst
væv og døde hyfer. Sådanne fisk kan overleve og er ofte deforme. Ved mikroskopering af et
lille stykke af muskelvæv, udskåret fra et område dybt under en læsion, kan der ses tykvæggede, forgrenede hyfer uden skillevægge.
Prøvemateriale
Hele fisk eller små stykker af formalinfikseret muskelvæv eller organmateriale udtaget nær
læsioner indsendes. Organmateriale bør altid udtages af fisk umiddelbart efter aflivning. Da
enzymer i fisk er aktive ned til meget lave temperaturer sker autolyseringsprocesser væsentligt hurtigere end i pattedyr og fugle. Materiale bør derfor altid indsendes ekspres, med kurer
eller ved direkte aflevering. Fersk materiale bør indsendes på is. Indsendt materiale skal altid
medfølges af oplysninger om prøveudtager, ejer, art, anamnese og formål med indsendelsen.
Diagnose
Diagnosen stiles på baggrund af de kliniske symptomer og verificeres ved histologi og dyrkning af svampen på specialmedier.
Forholdsregler
Opstår der mistanke om EUS på et akvakulturbrug eller ved vandløb i Danmark, kontaktes
Fødevareregion Vejle, Sektion for akvakultur straks.
Karpens forårsviræmi (SVC))
Ætiologi
Karpens forårsviræmi (spring viraemia of carp) er en virusbetinget sygdom, der hovedsageligt rammer fisk i karpefamilien. Virus tilhører genus Vesiculovirus i familien Rhabdoviridae.
Sygdommen blev sidst diagnosticeret i Danmark i 2003 i importerede koikarper. Smitten
overføres horisontalt enten direkte eller via vektorer (karpelusen Argulus foliaceus, iglen
99
Piscicola piscicola). Sygdommen er rapporteret fra de fleste europæiske lande, fra USA og
Kina.
Sygdomsudbrud forekommer typisk om foråret, når vandtemperaturen når 11-17ºC. Mortaliteten ebber ud ved temp. >17ºC og stopper helt omkring 22ºC. Unge fisk op til 1 år er mest
modtagelige, men alle aldersgrupper kan blive ramt. Fiskene bliver sløve, følger ikke med
stimen og står ved damkanterne. De kan ses ascites, udstående gatåbning med pseudocasts (gråhvide tråde bestående af fæces og tarmepithel), blødninger i huden, finnebasis og
omkring gatåbningen, exophthalmia, mørkfarvning og blege gæller. Ved opklip kan der observeres petechiale og lokale blødninger i muskel- og fedtvæv, petechiale blødninger i
svømmeblæren, ødem og blodig ascitesvæske. Ved akut dødelighed kan læsioner være fraværende.
Prøvemateriale
Hele fisk eller organmateriale indsendes til virologisk undersøgelse. Organmateriale bør altid
udtages af fisk umiddelbart efter aflivning. Da enzymer i fisk er aktive ned til meget lave temperaturer sker autolyseringsprocesser væsentligt hurtigere end i pattedyr og fugle. Materiale
bør derfor altid indsendes ekspres, med kurer eller ved direkte aflevering. Temperaturen i
materialet bør på intet tidspunkt overstige 4ºC. Indsendt materiale skal altid medfølges af oplysninger om prøveudtager, ejer, art, anamnese og formål med indsendelsen.
Diagnose
SVCV isoleres fra organmateriale fra inficerede fisk ved dyrkning i cellekulturer.
Forholdsregler
Opstår der mistanke om SVC på et akvakulturbrug eller ved vandløb i Danmark, kontaktes
Koi herpesvirus sygdom (KHV)
Ætiologi
Koi herpesvirus sygdom er en virussygdom forårsaget af koi herpesvirus i familien Herpesviridiae. Sygdommen blev først observeret i israelsk koikarpeopdræt og er siden spredt til
mange lande, herunder Danmark.
Blandt naturligt inficerede fisk er sygdommen kun blevet observeret hos fisk tilhørende Cyprinus carpio. Det vil sige almindelig karpe, C. carpio carpio, koikarpe, C. carpio koi og spøgelseskarpe, C. carpio goi. Sygdommen er temperaturafhængig og forekommer ved temperaturer mellem 16-25ºC. Sygdomsforløbet kan være hurtigt. Under et sygdomsudbrud vil der
være forøget mortalitet. Alle aldersgrupper ser ud til at være modtagelige, men specielt yngre
fisk op til 1 år bliver hårdt ramt. Fiskene bliver sløve, separerer sig fra stimen og står ved
vandindtag eller siderne af dammen og gisper i overfladen. Nogle fisk kan udvise tegn på tab
af ligevægten og desorientering. Der kan også forekomme tegn på hyperaktivitet. Typiske
tegn inkluderer affarvning eller rødmen af huden, der også kan blive ru. Der kan være fokal
eller total tab af epidermis, over- eller underproduktion af slim på hud og gæller. Der kan også ses nedsunkne øjne og blødninger i hud og ved finnebasis. Hvidlige nekroser i gællerne
ofte efterfulgt af sekundær bakteriel infektion er et af de vigtigste tegn. Histopatologien er
uspecifik og variabel, men inflammation og nekrose i gæller er pålideligt træk. Der ses desuden hypertrofi i det brankiale epitelium og fusion i sekundærlamellerne og adhæsion af gællefilamenterne. Inflammation og nekroser kan også observeres i andre organer, specielt i nyren, men ogå i milt, pankreas, lever, hjerne, tarm og oralt epitel.
100
Prøvemateriale
Hele fisk indsendes. Da enzymer i fisk er aktive ned til meget lave temperaturer sker autolyseringsprocesser væsentligt hurtigere end i pattedyr og fugle. Materiale bør derfor altid indsendes ekspres, med kurer eller ved direkte aflevering. Fersk materiale bør indsendes på is.
Indsendt materiale skal altid medfølges af oplysninger om prøveudtager, ejer, art, anamnese
og formål med indsendelsen.
Diagnose
KHV vokser kun dårligt i fiskecellekulturer. Det er derfor nødvendigt at foretage PCR på gæller og nyrevæv for at påvise agens.
Forholdsregler
Opstår der mistanke om KHV på et akvakulturbrug eller ved vandløb i Danmark, kontaktes
101
Anmeldelse af husdyrsygdomme
Overvågning af den generelle sundhedstistand blandt husdyrene i Danmark er først og
fremmest baseret på de bestemmelser om anmeldelse, der følger af Lov nr. 432 af 9. juni
2004 om hold af dyr.
En dyrlæge, der tilkaldes til en mistanke, eller i øvrigt i forbindelse med sit arbejde får mistanke/viden om forekomst af en sygdom, der er omfattet af førnævnte lovgivning, skal straks
underrette fødevareregionen, når der er tale om en af de sygdomme, der er nævnt i Bekendtgørelse nr. 7 af 9.1.2009 om lister over smitsomme sygdomme til lov om hold af dyr:
Liste 1
Dyrlægen skal straks anmelde en mistanke til Fødevareregionen.
Sygdomme, der kan forekomme hos flere dyrearter
Bluetongue
Brucellose (Brucella abortus, B. melitensis og B. suis)
Miltbrand
Mund- og klovesyge
Rabies hos andre dyr end flagermus
Rift Valley fever
Transmissibel spongiform encephalopati (TSE), herunder BSE hos kvæg og Scrapie hos
små drøvtyggere
Tuberkulose (bovin og human type)
Vesikulær stomatitis
West Nile fever
Sygdomme hos hjortedyr
Epizootisk hæmorrhagi
Kvægsygdomme
Kvægpest
Lumpy skin disease
Oksens ondartede lungesyge
Svinesygdomme
Afrikansk svinepest
Klassisk svinepest
Nupah virus encephalitis
Smitsom blæreudslæt
Smitsom svinelammelse (Teschener-syge)
Sygdomme, der fortrinsvis forekommer hos små drøvtyggere
Fåre- og gedekopper
Fåre- og gedepest
Hestesygdomme
Afrikansk hestepest
Dourine (ondartet beskelersyge)
Equin encephalomyelitis (Eastern og Western)
Equin infektiøs anæmi (EIA)
Snive
Venezuelan equine encephalomyelitis
Fjerkræsygdomme
Aviær influenza (AI) (høj- og lavpatogen)
102
Newcastle disease (ND)
Sygdomme hos akvakulturdyr
Epizootisk haematopoietisk nekrose (EHN)
Hæmorrhagisk virusseptikæmi (VHS) (”Egtved-syge”)
Infektion med Bonamia exitiosa
Infektion med Bonamia estreae
Infektion medMarteilia refringens
Infektion med Mikrocytos mackini
Infektion med Perkinsus marinus
Infektion med Perkinsus olseni
Infektiøs hæmatopoietisk nekrose (IHN)
Infektiøs lakseanæmi (ISA)
Taura syndrom
White spot disease
Yellowhead disease
Andre sygdomme, der af Fødevarestyrelsen vurderes at kunne have væsentlig samfundsmæssig betydning.
Liste 2
Dyrlægen skal søge en mistanke be- eller afkræftet inden anmeldelse til Fødevareregionen
sker.
Sygdomme, der kan forekomme hos flere dyrearter
Aujeszky's sygdom
Echinococcus multilocularis
Hydatidose (Echinococcus granulosus)
Leptospirose hos produktionsdyr
Q-fever
Salmonellose
Trikinose
Kvægsygdomme
Bovin virusdiarré (BVD)
Enzootisk kvægleukose
Infektion med bovin herpesvirus 1 (IBR/IPV)
Svinesygdomme
Cysticerkose hos svin (Cysticercus cellulosae)
Overførbar gastroenteritis (TGE)
Porcin reproduktions- og respirationssygdom (PRRS)
Sygdomme, der forekommer hos små drøvtyggere
Caprin arthritis/encephalitis
Infektion med Brucella ovis
Maedi-visna
Hestesygdomme
Contagiøs equin metritis (CEM)
Equin viral arteritis (EVA)
Fjerkræsygdomme
Fjerkrækolera
Hønsetyfus (Salmonella gallinarum og Salmonella pullorum)
103
Infektiøs laryngotracheitis hos høns (ILT)
Mycoplasma gallisepticum
Mycoplasma melagridis
Ornitose (Clamydiose) (papegøjesyge)
Paramyxovirus 1-infektion (PMV-1) hos duer
Pelsdyr og kaninsygdomme
Hvalpesyge
Myxomatose
Plasmacytose hos pelsdyr
Tularæmi
Viral haemorrhagic disease (VHD) hos kaniner
Sygdomme hos flagermus
Rabies
Bakteriel nyresyge (BKD)
Forårsviræmi hos karper (SVC)
Infektiøs pankreasnekrose (IPN)
Koi herpesvirus infektion (KHV)
Sygdomme hos padder
Infektion med Batrachochytrium dendrobatidis
Infektion med ranavirus
Det er ud for de sygdomme, der er nævnt i oversigten på side 122-159, anført, at anmeldelse skal ske til Fødevareregionen. I forbindelse med anmeldelsen aftales det videre forløb,
her-under om hvorvidt dyrlægen selv foranlediger materiale indsendt til undersøgelse, eller
om fødevareregionen selv undersøger forholdene på stedet og indsender materiale. Der kan
endvidere være tale om, at dyrlægen skal foranledige en foreløbig isolation af det mistænkte
dyr, standsning af al færdsel til og fra ejendommen eller lignende.
Ved mistanke om forekomst af flertallet af de sygdomme, der er nævnt i liste 2, indsender
dyrlægen materiale til undersøgelse på et laboratorium godkendt af Fødevarestyrelsen.
104
Oversigt over smitsomme husdyrsygdomme, Liste 1
I det følgende gives en kort oversigt over sygdommenes ætiologi, symptomer, patologi og diagnostik samt forholdsregler ved mistanke.
Sygdomme, der forekommer hos flere dyrearter
Bluetongue (BT) og epizootisk hæmorrhagi (EHD, epizootic hemorrhagic disease of
deer)
Ætiologi
Bluetongue (BT)-virus og Epizootic Haemmorrhagic disease (EHD)-virus hører til Reovirus
familien, genus Orbivirus, som omfatter 14 serogrupper. Hver serogruppe omfatter en lang
række serotyper og BT-virus (BTV) serogruppen indeholder 24 serotyper. De fleste serogrupper er immunologisk forskellige, men der er betydelig krydsreaktion mellem BT og
EHD serogrupperne. BT er en ikke smitsom sygdom, idet virus overføres med mitter (Culicoides spp.).Virus kan også overføres med sæd, ligesom transplacental smitte kan forekomme.
Forekomst
BT og EHD forekommer i Nord- og Mellemamerika, Mellemøsten, Afrika, Asien og Australien
samt siden 1998 i sydeuropa. Siden 1999 har BTV spredt sig nordpå til flere EU medlemslande omfattende Grækenland, Italien inkl. Sardinien, den franske ø Korsika, Spanien inkl.
de baleariske øer Menorca og Mallorca og Portugal. I perioden fra 1998–2007 har BTV serotyperne 1, 2, 4, 9 og 16 været involveret i epidemier i et eller flere af de førnævnte lande. Infektion med BTV serotype 8 (BTV-8) blev i 2006 konstateret i Holland, Belgien, Tyskland,
Luxembourg og nordfrankrig. BTV-8 var ikke tidligere påvist i Europa. I efteråret 2007 spredtes infektionen med BTV-8 yderligere til England, Schweiz og Danmark. Det er første gang
nogensinde, at der er konstateret udbrud af Bluetongue i Danmark.
Symptomer
BTV kan formodentlig inficere alle drøvtyggere. BT optræder som sygdom hos får og som oftest med milde eller inapparente infektioner i kvæg og i en række vilde drøvtyggerarter. I forbindelse med BTV-8 infektioner i nordvesteuropa har der imidlertid også været konstateret
en del kliniske symptomer hos kvæg. Det kliniske billede er præget af ødem, blødninger og
cirkulationsforstyrrelser som følge af karvægsbeskadigelser. Hos får (og kvæg) ses ved infektion med BT-virus nedstemthed, feber, savlen, ødem i hoved, øjenlåg og ører, hyperæmi/blød-ninger og sårdannelser på slimhinderne i mund og på tungen. Tungen kan blive udtalt hyperæmisk og ødematøs (evt. cyanotisk) og hænge ud af munden. Endvidere ses halthed. Mortalitet op til 30% er rapporteret hos får. Tilsvarende symptomer ses hos hjorte (white
tailed deer) efter infektion med EHD-virus. Hos andre drøvtyggerarter er der oftest tale om
inapparente infektioner.
Patologi
Post mortem ses sekundær bronchopneumoni samt ødem og blødninger i en lang række organer og i skeletmuskulatur.
Diagnostik og differentialdiagnoser
Laboratoriediagnosen stilles ved påvisning af virus ved PCR i EDTA stabiliseret blod eller
evt. lymfeknude og milt og/eller ved påvisning af antistoffer ved ELISA og evt. neutralisationstest. Ved mistanke anbefales det at indsende både EDTA stabiliseret blod (til virus undersøgelse) samt ustabiliseret blod (til antistof undersøgelse).
Forholdsregler
Ved mistanke underrettes Fødevareregionen straks.
105
Miltbrand
Ætiologi
Miltbrand skyldes infektion med Bacillus anthracis, en sporedannende bakterie, hvis sporer
kan findes i jorden i mange år. Miltbrand er en zoonose. De mest følsomme dyr er drøvtyggere og heste, hvor sygdommen forløber som en perakut eller akut septikæmi. Svin er mindre følsomme; her forløber sygdommen som regel som en lokal infektion i tonsiller og halslymfeknuder (halsanthrax) eller i tyndtarm og mesenteriallymfeknuder (krøsanthrax).
Symptomer
Ofte bliver dyret fundet død uden forudgående symptomer; men i nogle tilfælde kan feber,
dyspnoe, kramper og blødninger fra legemsåbningerne iagttages.
Patologi
De patologiske fund ved den septikæmiske form er udsivning af ukoaguleret, mørkt blod fra
legemsåbninger og hurtig forrådnelse under luftudvikling i vævene. Der ses blod i legemshuler samt blødninger i alle væv og organer. Milten er stærkt svullen og tjæreagtig henflydende.
Diagnosen stilles ved dyrkning samt ved mikroskopi af giemsafarvede udstrygningspræparater fra milt eller blod. Differentialdiagnoser: Akut død f.eks. ved lynnedslag eller elektricitet,
trommesyge, grutforgiftning, clostridieinfektion, forgiftning med bly eller taks og hypomagnesæmi.
Forholdsregler
Ved mistanke underrettes Fødevareregionen straks. Det er vigtigt at huske, at B. anthracis er
humanpatogen, og at sporer kun udvikles under aerobe forhold.
Mund- og klovesyge (MKS)
Ætiologi
MKS-virus er et syrefølsomt, æterresistent aphthovirus (picornavirus). Der findes 7 serotyper,
nemlig de europæiske typer O, A og C, de afrikanske typer SAT 1, SAT 2 og SAT 3 samt
den asiatiske type Asia 1. MKS er en af de mest smitsomme husdyrsygdomme, der kendes.
Modtagelige dyrearter er vildtlevende og domesticerede klovbærende dyr. MKS kan karakteriseres som en generaliseret virusinfektion med udvikling af vesikler i mundhule, klovspalter og yver (patter). Indgangsporten for infektionen kan enten være cutane slimhinder med
dannelse af primærvesikel eller (som oftest) svælg og luftveje med hæmatogen spredning til
mundslimhinde og hud mellem klove og på yver. Hos unge dyr kan endvidere ses myocarditis.
Symptomer
De typiske symptomer hos kvæg er feber, savlen og smaskende mundbevægelser og ømbenethed. Hos svin vil ømbenethed ofte være det mest fremtrædende symptom. Den største
koncentration af virus findes i vesikelvæg og vesikellymfe, som derfor er det foretrukne materiale til viruspåvisning og virusisolation. I det akutte, højfebrile stadium findes virus desuden i
større eller mindre mængde i blod, mælk, parenchymatøse organer og udåndingsluften.
MKS-diagnosen stilles som regel ved en direkte påvisning af virusantigen i vesikelvæg og
vesikellymfe. Undersøgelsen foretages ved ELISA, og resultatet heraf foreligger efter 4-6 timer. Der foretages desuden altid virusisolationsforsøg ved podning af cellekulturer. Laboratorieundersøgelsen er nødvendig for at kunne differentiere mellem de forskellige vesikulære
sygdomme hos kvæg og svin.
Forholdsregler
106
Rabies
Ætiologi
Sygdommen forårsages af et virus tilhørende rhabdovirus-familien, henholdsvis klassisk (sylvatisk) rabiesvirus og European bat syssavirus (EBL, flagermuserabiesvirus).Virus er meget
labilt, og overførsel af smitte kræver direkte kontakt med inficerede dyr i form af bid eller
transmission af ekskreter til sår eller ubeskyttede slimhinder. Smittereservoiret for klassisk
rabiesvirus udgøres i Europa og Grønland hovedsageligt af ræve, men alle dyrearter kan huse smitten. Infektionen er meget udbredt i de østlige dele af Europa, idet de orale vaccinationsprogrammer i Vesteuropa har nedbragt forekomsten til et minimum. Klassisk rabiesvirus
er endemisk i Grønland, mens det sidste tilfælde i Danmark af klassisk rabies blev diagnosticeret i 1982. Rabies hos flagermus forårsages i Danmark udelukkende af EBL, hvis virulens
er mindre udtalt i andre dyrearter. Dog er rapporteret enkelte fatale tilfælde af infektion med
dette virus hos mennesker. Derudover er infektionen påvist hos og eksperimentelt overført til
hund, kat og får. Antallet af EBL-positive flagermus i Danmark har varieret meget fra år til år,
men i de seneste 5 år er 0-10% af de indsendte flagermus fundet positive. I samme periode
er 5 danske får fundet positive for samme infektion (EBL).
Symptomer
Mistanke om rabiessmitte bør især været rettet mod ræve, hunde, katte, kvæg, får og gnavere, der udviser abnorm adfærd, centralnervøse forstyrrelser, savlen, hydrofobi eller gastrointestinale forstyrrelser (kvæg). Inkubationstiden for sygdommen strækker sig fra få dage
(kvæg) op til måneder (hund), afhængig af indgangsporten for infektionen. Flagermus angrebet af rabies udviser ligeledes abnorm adfærd under deres aktive periode (maj-oktober) i
form af nedsat eller manglende flyvefærdighed, hvorved de observeres på jorden eller på lokaliteter, hvor de normalt ikke antræffes (tilstanden kan forveksles med endnu ikke flyvefærdige unger i perioden juli-august). Derved opstår der undertiden kontakt til og bidsår hos
husdyr og mennesker, der optager disse flagermus.
Be- eller afkræftelse af diagnosen kræver normalt aflivning af det pågældende dyr, og indsendelse til laboratoriet (DTU Veterinærinstituttet, Lindholm) af hovedet med de øverste
halshvirvler (evt. også lændehvirvler efter aftale) eller hele kadaveret (mindre dyr). Diagnosen stilles på aftrykspræparater af de forskellige hjerne-rygmarvsafsnit ved hjælp af immunofluorescensteknik og virusisolation ved podning på cellekultur. Flagermus med abnorm adfærd, der har haft tæt kontakt med husdyr eller mennesker opsamles og aflives under anvendelse af handsker, og flagermusen indsendes til laboratoriet (DTU Veterinærinstituttet,
Lindhom) til diagnostisk undersøgelse med henblik på at be- eller afkræfte mistanken om
overførsel af rabiessmitte til de pågældende dyr eller mennesker, således at postexposure
behandling kan initieres.
Forholdsregler
Materiale indsendes til DTU Veterinærinstituttet Lindholm efter aftale med Fødevareregionen. Hud-afsnit, der har været i direkte kontakt med det mistænkte dyr, afvaskes grundigt
med vand og sæbe og efterbehandles med f.eks. jod- eller hypokloritopløsning. Ved bidsår
skal læge altid kontaktes.
Serologi
I forbindelse med indførsel af hunde og katte til Norge og Sverige kræves, at disse vaccineres mod rabies, samt at en blodprøve udtaget tidligst 120 dage og højst 365 dage efter sidste
rabiesvaccination udviser et indhold af rabiesantistof, der svarer til mindst 0.5 international
enhed (IU). Antistofstatus efter vaccination afklares på DTU Veterinærinstituttet Lindholm
ved en virusneutralisationstest (FAVN). Herefter revaccineres mod rabies i henhold til anbefalingerne fra vaccinens forhandlere. Hunde og katte under 3 mdr. kræver dispensation. Se
Fødevarestyrelsens hjemmeside.
Ved indrejse til England skal dyrene vaccineres mod rabies, når de er mindst 3 mdr. gamle, og perioden fra sidste vaccination til blodprøvning skal mindst være 30 dage. I øvrigt
henvises til Fødevarestyrelsens retningslinier for udførsel af hunde og katte.
107
En preliminær undersøgelse af antistofresponset efter første rabiesvaccination indikerer, at
en del hunde og katte ikke er i stand til at fremvise et antistofniveau på 0,5 IU 120 dage senere. Det kan derfor ved førstegangsvaccination anbefales at vaccinere 2 gange med en
måneds mellemrum, således at sidste vaccination opfylder 120 dages reglen.
Forholdsregler
Der indsendes en ustabiliseret blodprøve (ca. 2 ml), der straks efter udtagelsen sendes til
DTU Veterinærinstituttet Lindholm for at undgå hæmolyse og dermed toksisk effekt i testen.
Hvor dette ikke kan lade sig gøre (f.eks. før weekender) anbefales at separere serum (ca. 1
ml) ved henstand i køleskab (eller centrifugering), der evt. nedfryses med henblik på senere
fremsendelse. Testens udførelse påregnes at tage ca. 4-8 dage.
Rift Valley fever (RVF)
Ætiologi
RVF er en akut, febril, insektbåren virusinfektion (zoonose) hos får, ged og kvæg i Afrika.
RVF-virus hører til bunyavirus og overføres med forskellige myggearter, som formentlig også
fungerer som biologisk reservoir for infektionen. Direkte kontakt med inficeret blod og væv
udgør den vigtigste smittekilde ved humane infektioner.
Symptomer
Hos får og kvæg manifesterer sygdommen sig først og fremmest ved aborter og neonatal
mortalitet. Der er en udpræget aldersbetinget resistens, således at voksne dyr oftest har
inapparente infektioner. Nyfødte dyr dør oftest perakut efter en feberperiode på 1-2 dage.
Patologi
De patologiske forandringer er domineret af subkapsulære blødninger og focale nekroser i
leveren. Ved humane infektioner ses feber, muskelsmerter og hovedpine af en uges varighed efterfulgt af restitution. I få tilfælde optræder alvorlige komplikationer i form af enten fatal
hæmorrhagisk syndrom, meningo-encephalitis eller retinitis og blindhed.
Laboratoriediagnosen stilles ved påvisning af virus i blod, milt eller hjernevæv efter podning
af mus og cellekultur. Der kan supplerende foretages antistofundersøgelse ved HI og ELISA.
Forholdsregler
Vesikulær stomatitis (VS)
Ætiologi
VS forårsages af et rhabdovirus (VSV), som findes i 2 serotyper, New Jersey og Indiana.
VSV forekommer kun på det amerikanske kontinent.
Symptomer
Sygdommen angriber hest, kvæg og svin, og de kliniske symptomer kan hos kvæg og svin
ikke adskilles fra de øvrige vesikulære sygdomme (se under MKS).
Diagnostik og differentialdiagnose
Laboratorieundersøgelsen gennemføres som ved MKS på vesikelmateriale (komplementbinding og virusisolation).
Forholdsregler
Brucellose
Ætiologi
Brucellose forårsages af infektion med Brucella spp og er en zoonose. Forskellige arter har
prædilektion for forskellige husdyrarter, men de kan også findes hos andre husdyrarter. Vig-
108
tigst er B. abortus (kvæg), B. melitensis (får og ged) og B. suis (svin og hare). Alle tre arter
kan inficere mennesker. Danmark har officiel brucellose fri (OBF) status, men i visse egne er
B. suis biotype 2 endemisk forekommende hos vildtlevende harer.
Symptomer
Infektion hos hundyr medfører omløbninger, abort eller fødsel af svage eller dødfødte individer. Hos kvæg ses ofte tilbageholdt efterbyrd, som er stærkt smittefarlig. Herefter kan der i 35 uger afgå smittefarligt flåd fra skeden. Infektion af yveret sker med et latent eller subklinisk
forløb, hvilket kan resultere i persistent bakterieudskillelse i resten af dyrets levetid. Hos
handyr foregår infektionen ofte symptomløst; men der kan opstå lokalisation i kønsorganerne
med orchitis til følge. Hos orner kan der ses meget stærkt uni- eller bilateral hævelse af testikel og bitestikel.
Patologi
De patologiske forandringer er ukarakteristiske. Hos kvæg er placenta sæde for nekrotiserende inflammation især på kotyledonerne med tilstedeværelse af et gulbrunt tykt ekssudat.
De interkotyledonære områder er hyppigt læderagtigt fortykkede. I fosteret ses fibrinøs ekssudation i legemskaviteterne og bronchopneumoni. Hos orner kan ses nekrotiserende orchitis, mens de makroskopiske forandringer ved aborterede svinefostre er minimale.
Laboratorieundersøgelse omfatter serologisk undersøgelse af blodprøver og dyrkning af bakterier fra organmateriale, placenta eller sædprøve.
Til serologiske analyser for brucellose anvendes følgende metoder
Rose Bengal testen (RBT), der er en plade-agglutinationstest, benævnes også Buffered Brucella Antigen Test (BBAT), Buffered Plate Agglutination Test (BPAT) eller ”The card test”.
RBT er den foreskrevne test til international handel med svin ifølge OIE. Den bruges endvidere til test af orner på ornestationer og i isolationsstalde til ornestationer, idet det er den
eneste foreskrevne metode ifølge EU’s ornesædsdirektiv. RBT anvendes endvidere til serologisk overvågning af får.
Serumagglutinationstesten (SAT) anvendes til test af tyre ifølge EU’s tyresædsdirektiv.
Derudover anvendes den i vid udstrækning til eksportprøver af såvel svin som kvæg, idet
mange tredie lande forlanger denne test. Den indgår dog ikke som OIE foreskreven test til
handel med svin.
Komplementbindingstesten (CF) anvendes i mange tilfælde som konfirmatorisk test for SAT
og RBT.
Kompetitiv og indirekte ELISAs kan også anvendes i afklaring af mistanketilfælde.
Det er fælles for alle de ovennævnte test, at de kan give positive reaktioner ved infektion
med såvel Brucella abortus, suis og melitensis, som med Yersinia enterocolitica O9, E. coli O
157 og Salmonella serotyper fra Kaufmann -White gruppe N.
Forholdsregler
Tuberkulose (bovin og human type)
Ætiologi
Mycobacterium bovis og M. tuberculosis. M. bovis isoleres fortrinsvis fra kvæg, men kan også smitte menneske, abe, får, ged, hjort, svin, hest, hund og papegøje. M. tuberculosis er
praktisk taget avirulent for kvæg.
Symptomer
Afmagring, hoste, hævelse af lymfeknuder, fast smerteløs hævelse af yver, flåd fra børen og
kronisk diarré.
109
Patologi
Den produktive form præges af granulationsvævsprocesser, mens den kroniske organtuberkulose er karakteriseret ved tuberkler dvs. knudeformede processer med forostning og/eller
forkalkning.
Laboratorieundersøgelsen omfatter histologi, mikroskopi, identifikation ved dyrkning og hybridisering. Andre kroniske infektioner med mykobakterier (M. avium, M. paratuberculosis),
leukose og mykoser indgår i de differentialdiagnostiske overvejelser.
Forholdsregler
Kvægsygdomme
Kvægpest
Ætiologi
Kvægpest-virus hører til morbillivirus-gruppen, som også omfatter de beslægtede fåre- og
gedepest-virus, mæslinge-virus og hundesyge-virus. Kvægpest forekommer i ÆkvatorialAfrika, Den Arabiske Halvø og Indien.
Symptomer
Symptomer er feber, næseflåd, savlen, erosioner i mundhulen og diarré.
Patologi
Post mortem ses erosioner i mundhule, svælg og spiserør samt blødninger i mucosa i tarmkanalen.
Laboratoriediagnosen stilles ved påvisning af virus i stabiliseret blod, lymfeknuder og milt
samt ved påvisning af antistof i blod og vævsvæske. De vigtigste differentialdiagnoser er
mucosal disease, ondartet katarrfeber samt mund- og klovesyge.
Forholdsregler
Lumpy skin disease (LSD)
Ætiologi
Infektionen forårsages af et koppevirus, der er beslægtet med fåre- og gedekoppevirus, men
det aktuelle LSD-virus angriber kun kvæg. Sygdommen er begrænset til det afrikanske kontinent med sporadiske tilfælde i Asien. Infektionen overføres sandsynligvis med insekter.
Symptomer
De fulminante kliniske symptomer starter med høj feber, generaliseret lymfadenitis og universelt ødem, der i løbet af 2 døgn efterfølges af dissemineret velafgrænsede hårde knuder i
huden. Knuderne, der også kan omfatte slimhinderne, nekrotiserer i løbet af 5-7 uger fra
randene og efterlader karakteristiske udstemplede ulcerationer i huden. Dette adskiller dem
fra affektioner i forbindelse med mucosal disease og kvægpest. LSD kan være forbundet
med høj morbiditet, mens mortaliteten er lav (1%).
Patologi
Ved obduktion kan der iagttages gullige nekrotiske knuder i mave-tarmkanal og lunger. Histologisk kan der erkendes store cytoplasmatiske inklusioner i cellerne omkring knuderne.
Diagnosen stilles ved hjælp af elektronmikroskopi samt ved virusisolation fra materialet på
cellekultur af lammetestis og efterfølgende bekræftelse ved immunofluorescensteknik.
110
Forholdsregler
Oksens ondartede lungesyge
Ætiologi
Mycoplasma mycoides subspecies mycoides, SC type. Agens kan angribe arter af drøvtyggere indenfor slægten Bos, men ikke får og ged. Sygdommen er ikke diagnosticeret i Danmark i dette århundrede.
Symptomer
Akutte symptomer er depression, anoreksi, agalakti, feber, smertefuld respiration og en kort,
afbrudt hoste. Subakutte symptomer er væsentligst hoste og let feber. En del tilfælde ender
dødeligt og andre som kroniske smitteudskillere.
Patologi
Pleura er fortykket med fibrinøse belægninger, og i thorax findes store mængder væske.
Lungerne er sæde for en fibrinøs bronchopneumoni, især i diafragmalappen, med en voldsom væskeansamling i interlobulære septae, som fortykkes betragteligt. I kroniske tilfælde
findes store sekvestre med tyktflydende indhold og ofte kommunikation til bronchiesystemet.
Tidligere tiders ganske distinkte sygdomsbillede angives i dag at være udvisket på grund af
den udbredte anvendelse af antibiotika. Diagnosen kan bekræftes ved dyrkning af agens eller ved serologisk undersøgelse (CF-test) af blod.
Forholdsregler
Bovin spongiform encephalopati (BSE)
Ætiologi
BSE er en sygdom hos kvæg ældre end 20 måneder, der skyldes infektion med et såkaldt
prion. Lidelsen kan opstå ved, at kvæg fodres med kød- og benmel produceret af scrapieinficerede fårekadavere eller kadavere af BSE-ramte kreaturer.
Symptomer
Sygdomsbilledet domineres af neurologiske symptomer. De nervøse symptomer omfatter
ændret psyke, undertiden med ændret opførsel, inkoordination og forstyrrelse af sensoriet,
oftest med abnorm reaktion. I de senere stadier ses afmagring. Sygdommen er progressiv og
altid letalt forløbende.
Patologi
Ved obduktion findes ingen makroskopiske fund i centralnervesystemet, men histologisk findes vakuolisering, specielt i hjernestammen.
Diagnostikken baseres på påvisning af vakuolerne i hjernen, kombineret med påvisning af
abnormt prionprotein i hjernevæv ved Western Blotting og immunhistokemi. Differentialdiagnoser omfatter bl.a. listeriose, nervøs ketose, rabies, hypofyseabscesser og hypomagnesæmi.
Forholdsregler
Ved mistanke skal Fødevareregionen straks underrettes, og dyret må ikke aflives uden forudgående aftale.Opmærksomheden henledes på, at anmeldepligten omfatter en række almindeligt forekommende sygdomme, der kan forveksles med BSE.
111
Svinesygdomme
Klassisk og afrikansk svinepest
Ætiologi
Klassisk svinepest (CSF) og afrikansk svinepest (ASF) forårsages af to vidt forskellige virus
(henholdsvis pestivirus og asfi virus) men behandles her under ét, da sygdommene ligner
hinanden meget. CSF har forekommet i Europa i århundreder, hvorimod ASF-virus, som
navnet siger, har reservoir i Afrika og først for 35 år siden blev overført til Sydeuropa. Klassisk svinepest har ikke været konstateret i Danmark siden 1933.
Symptomer
De kliniske fund for både CSF og ASF er feber, nedstemthed, stiv, stikkende gang, tåreflåd,
diarré, brækninger, cyanose og evt. lammelser. Symptomerne udvikles gradvist i nævnte
rækkefølge, og billedet kan variere meget fra dyr til dyr.
Patologi
Post mortem ses petecchiale blødninger i larynx, nyrer, vesica og på serøse flader. Der er
som regel universel lymfeknudesvulst med perifere blødninger. Tonsillerne er svulne, ofte
med nekroser. Ved ASF ses forstørret milt og massive blødninger, mens der ved CSF af og
til kun ses marginale infarkter.
Laboratoriediagnosen stilles i akutte tilfælde ved påvisning af virus i tonsiller, lymfeknuder,
milt, nyre og blodprøver (virusisolation). Der analyseres for antistof i blodprøver. (Hvis det
drejer sig om pattegrise indsendes disse og derudover udtages en ustab. blodprøve fra moderdyret). Specifikke indsendelsesblanketter og udtagningsvejledning findes på DTU Veterinærinstituttets hjemmeside www.vet.dtu.dk. Efter samråd med Fødevareregionen udtages
eventuelt blodprøver i besætningen.
Forholdsregler
Smitsom blæreudslæt hos svin (SVD)
Ætiologi
SVD forårsages af et picornavirus, og sygdommen diagnosticeredes første gang i Italien i
1966. Siden da har sygdommen optrådt i flere europæiske lande, men er aldrig konstateret i
Danmark. Smittespredningen er langt mindre udtalt end MKS (ingen luftbåren smitte).
Symptomer
SVD-virus inficerer kun svin, og de kliniske symptomer kan her ikke skelnes fra andre vesikulære sygdomme (se under MKS).
Laboratorieundersøgelsen gennemføres som ved MKS på vesikelmateriale (ELISA og virusisolation) samt undersøgelse af blodprøver for indhold af antistof.
Forholdsregler
Smitsom svinelammelse, Enterovirus encephalomyelitis (tidligereTeschen disease)
Ætiologi
Sygdommen forårsages af stammer af porcint enterovirus (serotype 1). Virus er forholdsvis
stabilt og udskilles med fæces i op til 8 uger efter de kliniske symptomers ophør. Sygdommen forekommer bl.a. i Central- og Østeuropa og er aldrig konstateret i Danmark.
112
Symptomer
Infektionen initieres ved peroral optagelse af agens og generaliseres efter primær opformering i tonsil- og tyktarmsområdet. I denne fase manifesterer virus sig i centralnervesystemet.
Ved smitte iagttages indledningsvis feber, depression, anoreksi og milde diarrétilfælde, der
som regel efterfølges af neurologiske symptomer en uge senere. Sidstnævnte symptomer
starter med inkoordination, der i løbet af 2-3 dage udvikler sig til paralyse af bagparten. I slutfasen ses nystagmus, kramper, epistotonus og bevidstløshed. Infektionen giver anledning til
høj morbiditet og mortalitet (70%) uanset grisenes alder.
Patologi
De makroskopiske forandringer er lidet patognomoniske, undertiden kan der dog foruden enteritis erkendes miltsvulst, renale blødninger samt mindre pulmonale fortætninger. Derudover
begrænser de patologiske fund sig til histologisk erkendbare forandringer i hjernerygmarvsområdet.
Diagnosen verificeres ved isolation og påvisning af enterovirus serotype 1 med patogen effekt.
Forholdsregler
Sygdomme, der fortrinsvis forekommer hos små drøvtyggere
Ætiologi
Disse sygdomme forårsages af hver deres DNA-virus tilhørende underfamilien chordopoxvirus, således at kun visse virusstammer forårsager manifeste kliniske symptomer hos
får, mens andre har geder som hovedvært. Virus er meget stabilt, og smitten overføres via
luftvejene eller gennem sår i huden. Infektionen er begrænset til Afrika, Asien og et bælte
omkring Middelhavet.
Symptomer
Efter en inkubationstid på 4-8 dage optræder der feber, forøget konjunktival og nasal sekretion samt savlen. Efterhånden ses hævelse af huden omkring øjnene, forstærket respiration
og kongestion af slimhinderne. Efter yderligere 2-3 dage kan der iagttages pletter i ubehårede hudområder. Disse pletter antager en papuløs form (ca. 1 cm i diameter), på hvilke der efterhånden dannes blærer. Udviklingen af koppeudslættet afsluttes med nekrose, skorpe- og
arvævsdannelse. De fulminante symptomer ses især hos lam og kid, hvor udslættet også
omfatter slimhinderne i luftvejene og fordøjelseskanalen. Lidelsen er hos ungdyr fatal i 5080% af tilfældene, i modsætning til en mortalitetsratio på 2-5% hos ældre dyr, hvor koppeudslættet begrænses til bestemte områder af huden (hale- og yverregion).
Patologi
Udover de beskrevne papulo-vesikulære læsioner kan der ses ulceration og vesikeldannelse
på slimhinderne samt lymfomagtige knuder i nyre og lunger. Virus angriber ikke andre dyrearter, dog kan der eksperimentelt fremprovokeres svag papulodannelse hos kvæg.
Diagnosen stilles ved hjælp af elektronmikroskopi og virusisolation fra materialet på cellekultur af lam og efterfølgende immunofluorescensteknik. Forekomst af gede- og fårekopper under danske forhold vil ikke være særlig sandsynlig, derimod er infektioner med parapoxvirus
(Bovin papulær stomatitis/Ecthyma, Orf-virusinfektion/Milker’s nodule) almindeligt udbredt
herhjemme, og de kliniske symptomer herfra kan i nogle tilfælde forveksles med fåre- og gedekopper. Differentialdiagnostisk kan mund- og klovesyge også komme på tale.
113
Forholdsregler
Fåre- og gedepest (Peste des petites ruminants-PPR)
Ætiologi
Forårsages af et virus beslægtet med kvægpest-virus. Sygdommen kan angribe får; men de
mest udtalte symptomer ses oftest hos geder. PPR-virus kan inficere kvæg, men giver hos
disse ikke klinisk sygdom. Sygdommen forekommer i Afrika, Den Arabiske Halvø og Mellemøsten.
Symptomer
Klinisk ligner sygdommen kvægpest, og de typiske symptomer er feber, øjen- og næsekatarr,
erosioner i mundhulen, diarré og bronchopneumoni.
Patologi: Post mortem ses udover erosioner også bronchopneumoni samt tigerstribning i tyktarmen.
Laboratoriediagnosen stilles som ved kvægpest ved påvisning af virus i stabiliseret blod og
vævsvæske.
Forholdsregler
Scrapie
Ætiologi
Scrapie er en sygdom hos får og geder ældre end 12 måneder, der skyldes infektion med et
prion. Scrapie forekommer udbredt i UK og en række andre lande, men er aldrig konstateret i
Danmark.
Symptomer
Som ved BSE hos kvæg, dog ses der hos de små drøvtyggere desuden ofte intens hudkløe.
Patologi
Diagnostik som ved BSE.
Diagnostik
Ved mistanke skal Fødevareregionen straks underrettes, og dyret må ikke aflives uden forudgående aftale. Opmærksomheden henledes på, at anmeldepligten omfatter en række almindeligt forekommende sygdomme, der kan forveksles med scrapie.
I forbindelse med eksport foretages stikprøveundersøgelse af ældre får. Denne baseres på
Western Blotting eller histologisk undersøgelse af hjernestammen. Vejledning om udtagelse
af hjernemateriale kan rekvireres fra DTU Veterinærinstituttet, tlf. 3588 6000.
Forholdsregler
Hestesygdomme
Afrikansk hestepest (African horse sickness)
Ætiologi
Afrikansk hestepest-virus hører til orbivirus, og der findes 9 serotyper. Modtagelige dyrearter
er Equidae, herunder hest, æsel og muldyr, samt hunde, der kan smittes ved indtagelse af
inficeret kød. Kontaktsmitte forekommer ikke, infektionen overføres ved bid af stikkende insekter. Findes enzootisk i Afrika, hvorfra den indenfor de sidste 30 år to gange er overført til
Den Iberiske Halvø.
114
Symptomer
Klinisk ses feber og ødemer, enten i form af akut lungeødem eller subcutane ødemer på hoved og hals (supraorbitalt ødem).
Patologi
Post mortem er billedet præget af gelatinøse ødemer i hud og muskulatur samt i nogle
tilfælde væskeansamling i pleura og pericardium. Endvidere kan ses petecchiale blødninger
på serøse overflader i abdomen.
Laboratoriediagnosen stilles ved påvisning af virus i stabiliseret blod eller milt i den febrile fase. I senere faser suppleres med antistofundersøgelse.
Forholdsregler
Snive
Ætiologi
Snive (malleus) er en bakteriel infektionssygdom, der primært optræder hos hesteslægten,
rovdyr af katteslægten og undertiden menneske. Sygdommen forekommer både i akutte og
kroniske former, og den forårsages af Burkholderia mallei (tidligere Malleomyces mallei).
Snive er ikke konstateret i Danmark siden 1928.
Symptome
Efter de hyppigste lokalisationer skelnes mellem lungesnive, næsesnive og hudsnive. Hos
hest er infektionen oftest kronisk, mens akut snive især ses hos æsel og muldyr. Ved den
akutte form ses høj feber, hoste, næseflåd, ulcerationer på næseslimhinden og knuder i huden på lemmer og abdomen. Død som følge af septikæmi indtræder ofte i løbet af få dage.
Ved den kroniske form ses hoste, dyspnoe, næseflåd, epistaxis og forstørrede submaxillære
lymfeknuder. Ved hudsnive ses subcutane knuder, 1-2 cm, med ulcerationer og purulent flåd.
Knuderne medfører kraftig lymfadenitis og lymfangitis. Lidelsen er kronisk og progredierende, endende i kakeksi efter ugers eller måneders sygdom.
Patologiske fund
Ved den akutte form ses multiple petecchier i organer og svær katarrhalsk bronchopneumoni. Ved den mere almindelige kroniske form ses miliær/nodulær embolisk pneumoni, ulcerationer på næseslimhinde og larynx samt knuder og ulcerationer i huden med lymfadenitis og
lymfangitis.
Diagnosen stilles på grundlag af klinik og patologi. Intrapalpebral mallein-test og serologisk
test (CF-test) kan anvendes til identifikation af kroniske smittebærere. Ulcerativ lymfangitis,
epizootisk lymfangitis, tuberkulose og kværke er eksempler på sygdomme, der viser lighed
med snive.
Forholdsregler
Dourine
Ætiologi
Dourine forårsages af Trypanosoma equiperdum. Sygdommen kendes også under betegnelsen ondartet beskelersyge. Som navnet antyder optræder sygdommen hos kønsmodne dyr
af hesteslægten. Dourine er den eneste trypanosomiasis, der ikke overføres med invertebrater. Smitten overføres ved bedækning, oftest fra hingst til hoppe men også fra hoppe til
hingst, da agens findes i både sædvæske og vaginal mucus. Dourine er i Danmark kun påvist i en importkarantæne i 1992 og 1993.
115
Symptomer
Dourine optræder både som en akut og en kronisk sygdom, og inkubationstiden kan variere
betydeligt. Sygdommen er oftest fatal, men spontan helbredelse kan ses. Subkliniske tilfælde
forekommer. Oftest ses feber, lokale ødemer i genitalierne, inkoordination, facial paralyse,
øjenforandringer, anæmi og udmattelse. Et patognomonisk tegn er ødematøse plaques på
op til 5-8 cm i diameter i huden. Symptomerne kan være intermitterende.
Patologiske fund
Ved obduktion ses gelatinøst eksudat under huden og hos hingste infiltrationer i scrotum og
testikler. Hos hopper ses fortykkelser med gelatinøse infiltrationer i vulva, vaginal mucosa,
uterus, vesica og mælkekirtler.
Trypanosoma equiperdum er meget vanskelig at påvise, da den findes i lavt antal i mucus og
kun meget sjældent kan påvises i blodet. I praksis stilles diagnosen på baggrund af kliniske
symptomer suppleret med serologi.
Forholdsregler
Equin infektiøs anæmi
Ætiologi
Equin infektiøs anæmi er forårsaget af et lentivirus, som kun inficerer dyr af hesteslægten.
Inficerede heste forbliver viræmiske smittebærere for livstid og vil være seropositive. Infektionen overføres ved blodsugende insekter (horseflies), kontaminerede kanyler eller der kan
evt. ske overførsel til fosteret in utero. Sygdommen er ikke påvist i Danmark.
Symptomer
Inkubationstiden er oftest 1-3 uger, men kan være op til 3 måneder. Sygdommen er karakteriseret ved tilbagevendende perioder med feber, trombocytopeni, anæmi, hurtigt vægttab og
ødemer i benene og under bugen. Hvis hesten overlever det akutte stadium, kan den i perioder være uden kliniske symptomer.
Patologiske fund
I akutte tilfælde ses forstørrede og hyperæmiske lymfeknuder og forstørret lever og milt.
Diagnostik og differentialdiagnoser: Diagnosen stilles oftest på baggrund af de kliniske symptomer i kombination med hæmatologiske fund og et positivt antistofsvar. Symptomerne kan
dog være ret uspecifikke. Virusisolation er meget vanskelig og tidskrævende og forsøges
sjældent.
Forholdsregler
Fjerkræsygdomme
Materiale indsendes til DTU Veterinærinstituttet Århus, dog blodprøver til DTU Veterinærinstituttet København
InfluenzainfektionerÆtiologi
Aviær influenza (AI) forårsages af influenza-A virus, som tilhører ortomyxovirus familien.
Aviære influenzavirus af forskellig virulens betegnes ud fra deres kapselantigener i en række
H- og N-typer. Af de 16 H-typer og 9 N-typer kan der opstå 144 forskellige kombinationer. Alle typer kan give anledning til antistofdannelse og positive serologiske reaktioner. Infektionen
er omfattet af EU og national lovgivning, som indeholder definitioner af sygdommen. Som
”aviær influenza” betegnes alle infektioner med AIV af subtyperne H5 eller H7 eller andre
subtyper, som er særligt sygdomsfremkaldende. Lovgivningen omfatter både lavpatogen
(LP) AI og højpatogen (HP) AI, og bekæmpelsesforanstaltningerne tilpasses den aktuelle pa-
116
totype. Diagnosen kræver laboratoriemæssige undersøgelser. Sygdommen betegnes som
HPAI, når visse kriterier vedrørende virus' karakteristik er opfyldte (IVPI = intravenøst patogenicitetsindeks samt sekventering), hvorved det bekræftes, at virus er højpatogent (HPAI).
Symptomer
Symptomerne varierer meget efter omstændighederne og er utilstrækkelige til at stille en sikker diagnose. Pludseligt indtrædende dødelighed, ophørt ægproduktion, respirationsvejssymptomer, øjenbetændelse med ekscessivt tåreflåd, sinuitis, ødem i hoved, subcutan hæmorrhagi med cyanose i kam og hagelapper samt diarré er alle klassiske symptomer associeret med HPAI. Symptombilledet og dødeligheden ved LPAI er meget varierende. Generelt
vil symptomerne være mest fremtrædende hos unge dyr og hos produktionsaktive eller
stressede dyr. Ud over varierende grader af forhøjet dødelighed ses ofte respirationsvejssymptomer og nedsat ægydelse.
Patologi
Generelt vil de patologiske fund reflektere det kliniske forløb, og der ses således cirkulationsforstyrrelser og hæmorrhagi i hud, lever, milt, hjerte, nyrer og lunger. Perakut døde fugle kan
være uden patologiske forandringer.
Diagnostik
I tilfælde af mistanke aftales prøveudtagning og transport af prøver med Fødevareregionen
og laboratoriet. Materialet ledsages af en fuldstændig anamnese med alle relevante oplysninger. Diagnostikken baseres dels på PCR, dels på isolation af virus i embryonerede hønseæg. Isolerede virusstammer karakteriseres ved sekventering af virusgenomet samt ved
bestemmelse af intravenøst patogenicitetsindex (IVPI) i kyllinger.
Forholdsregler
I tilfælde af mistanke underrettes Fødevareregionen straks.
Newcastle disease
Ætiologi
Newcastle disease (ND) er en fjerkræinfektion, der forårsages af en aviær stamme af paramyxovirus type 1 (PMV1). Forskellige stammer af PMV1 udviser stærkt varierende virulens,
og kun infektion med mere virulente stammer diagnosticeres som ND.
Symptomer
Symptomerne varierer meget, afhængigt dels af hvilken patotype af PMV1, der er involveret,
og dels af værtsdyrets specifikke og uspecifikke resistens. Ingen kliniske symptomer er patognomoniske. Ved infektion med højvirulente stammer ses perakut forløb med pludselige
dødsfald uden forudgående klinisk sygdom. Symptomerne kan være nedstemthed, generel
svækkelse, diarré, ødem i hoved, affektion af CNS, produktion af skalløse eller tyndskallede
æg efterfulgt af totalt ophørt ægproduktion. Moderat virulente stammer kan udløse respirationsvejssymptomer i kombination med varierende grader af ovennævnte symptomer.
Patologi
Der er ingen patognomoniske patologiske fund relateret til ND. De patologiske forandringer
kan være knyttet til det organsystem, som bedømt ud fra de kliniske symptomer er afficeret.
Diagnostik
Diagnosen forudsætter indsendelse af et passende antal (5-10 fra større fjerkræflokke) uåbnede stykker fjerkræ ledsaget af en fuldstændig anamnese med alle relevante oplysninger til
laboratoriet. Diagnostikken baseres dels på PCR, dels på isolation af virus i embryonerede
hønseæg. Isolerede virusstammer karakteriseres bl.a. ved bestemmelse af intracerebralt patogenicitetsindex (ICPI) i kyllinger.
Serologiske reaktioner alene er ikke nok til at stille diagnosen ND, der forudsætter isolation
af virus-stammer med ICPI >0,7.
117
Forholdsregler
I tilfælde af mistanke underrettes Fødevareregionen straks.
Epizootisk hæmatopoietisk nekrose (EHN)
Ætiologi
Epizootisk hæmatopoietisk nekrose er en virusbetinget sygdom hos aborrer og regnbueørreder. Virus hører til genus Ranavirus tilhørende familien Iridoviridae. Sygdommen optræder
hos aborrer og regnbueørreder, men eksperimentelt er det vist, at flere arter er modtagelige
for EHNV. EHNV er tæt beslægtet med vira, der giver sygdomme hos padder og frøer. EHNV
er indtil nu kun blevet påvist i Australien, men der er påvist andre meget tæt beslægtede vira
i Tyskland, Frankrig og Italien, der har givet store sygdomsudbrud i bl.a. maller. Det er kun
muligt at skelne de forskellige ranavira ved sekventering.
De kliniske tegn i regnbueørreder er uspecifikke og inkluderer forøget dødelighed, ofte associeret med dårlig vandkvalitet og generelle tegn på, at fiskene går dårligt f.eks. finneerosioner, mørkfarvning og apatisk svømmemønster. Der er set udbrud ved vandtemperaturer fra
11-20ºC. I vilde aborrer kan sygdommen ramme en stor proportion af populationen med høje
mortaliteter. Der er ingen patognomoniske læsioner. Der kan ses svullen milt og lever, forøget serosanginøs peritonealvæske og multiple nekrotiske foci i leveren.
Prøvemateriale
bør derfor altid indsendes ekspres med kurer eller ved direkte levering. Temperaturen i materialet bør på intet tidspunkt overstige 4ºC. Indsendt materiale skal altid medfølges af oplysninger om prøveudtager, ejer, art, anamnese og formål med indsendelsen.
Diagnose
EHNV isoleres fra organmateriale fra inficerede fisk ved dyrkning i cellekulturer.
Forholdsregler
Opstår der mistanke om EHN på et akvakulturbrug eller ved vandløb i Danmark, kontaktes
Fødevaregion Vejle, Sektion for akvakultur straks.
Hæmorrhagisk virusseptikæmi (VHS) (”Egtved-syge”)
Ætiologi
Viral hæmorrhagisk septikæmi eller Egtved-syge er en virusbetinget sygdom hos regnbueørreder. Virus hører til genus Novirhabdovirus i familien Rhabdoviridae. Virus er beslægtet med
infektiøs hæmatopoietisk nekrose (IHN) virus og er genetisk mere beslægtet med Lyssavirus
genus (rabiesvirus) end med vesiculovirus genus (VSV). VHSV er serologisk forholdsvis homogent og kan identificeres med anvendelse af mono- og polyklonale antistoffer. Der forekommer en række forskellige sero- og genogruper, der kan skelnes ved anvendelse af monoklonale antistoffer i neutralisations test eller ELISA eller ved RFLP analyser/sekventering.
Inkubationstiden er under opdrætsforhold normalt 1-3 uger og afhænger af fiskenes alder, viruskoncentration og især vandtemperatur – således er der set inkubationstider på op til 3
måneder i vinterhalvåret. De kliniske symptomer udvikler sig fra akutte/subakutte i løbet af 23 uger. I begyndelsen ses som regel pludselig opstået nervøsitet og uro hos fiskene, uden at
der kan påvises specifikke symptomer. Senere observeres mørkfarvning, udstående øjne,
blege gæller og sløvhed. Blødninger kan ofte ses omkring øjnene samt i hud og muskulatur.
Bugen kan være udspilet af væske. Mod slutningen af udbrud er blødningerne som regel
mindre udtalte, mens der i stedet ses abnorme svømmebevægelser med drejning omkring
118
længdeakslen. Karakteristiske observationer i den akutte/subakutte fase er mørkfarvede,
lethargiske fisk, der står lige under vandoverfladen langs damkanter. Syge fisk forsøger ikke
at flygte ved berøring.
Ved opklipning er de typiske organforandringer først og fremmest blødninger. Disse findes
som regel i muskulatur, hud, gæller, lever, milt, nyrer, hjerte, hjerne, svømmeblære og i subserøst perivisceralt fedtvæv. Milten er ofte let svullen mens midt- og bagtarm i modsætning til
fund ved bakterielle septikæmier som regel er fodertom, bleg og atonisk. Ved opklipning af
rygmuskulatur ses karakteristiske petechiale blødninger.
Prøvemateriale
Diagnose
VHSV isoleres fra organmateriale fra inficerede fisk ved dyrkning i cellekulturer og identificeres ved ELISA.
Forholdsregler
Opstår der mistanke om VHS på et akvakulturbrug eller ved et vandløb, kontaktes Fødevaregion Vejle, Sektion for akvakultur straks.
Infektiøs hæmatopoietisk nekrose (IHN)
Ætiologi
Infektiøs hæmatopoietisk nekrose (IHN) er en virusbetinget sygdom hos regnbueørreder. Virus hører til genus Novirhabdovirus i familien Rhabdovidiae. Virus er beslægtet med viral
hæmorrhagisk septikæmi (VHS) virus og er genetisk mere beslægtet med Lyssavirus genus
(rabiesvirus) end med vesiculovirus genus (VSV). IHNV er serologisk meget homogent og
kan identificeres med anvendelse af mono- og polyklonale antistoffer.
IHN har været kendt i USA og Japan siden 1960’erne og blev i 1987 konstateret i henholdsvis Frankrig og Italien. Sygdommen har siden spredt sig til store dele af Europa. IHN
har aldrig været påvist i Danmark og hele landet er EU godkendt IHN fri zone.
Inkubationstiden er under opdrætsforhold normalt 1-3 uger og afhænger af fiskens alder, viruskoncentration og især vandtemperatur, således er der set inkubationstider på op til 3 måneder i vinterhalvåret. De kliniske symptomer udvikler sig fra akutte/subakutte i løbet af 2-3
uger. I begyndelsen ses som regel pludselig opstået nervøsitet og uro hos fiskene, uden at
der kan påvises specifikke symptomer. Senere observeres mørkfarvning, udstående øjne,
blege gæller og sløvhed. Blødninger kan ofte ses omkring øjnene samt i hud og muskulatur.
Bugen kan være udspilet af væske. Modslutningen af udbrud er blødningerne som regel
mindre udtalte, medens der i stedet ses abnorme svømmebevægelser med drejning omkring
længdeakslen. Der ses ofte såkaldte pseudocasts (gråhvide tråde bestående af fæces og
tarmepithel) som hænger fra gatåbningen. En stor del af de overlevende fisk efter et IHN udbrud, op til 20%, kan få voldsomme deformiteter i hvirvelsøjlen. Høj dødelighed ses ved
vandtemperaturer op til 15ºC. IHN forekommer især i fisk mindre end 100 g. Dødeligheden
hos yngel kan være 80-90%, mens den hos sættefisk sjældent overskrider 20-30%.
Ved opklipning er de typiske organforandringer først og fremmest blødninger. Disse findes
som regel i muskulatur, hud, gæller, lever, milt, nyrer, hjerte, hjerne, svømmeblære og i subserøst perivisceralt fedtvæv.
Prøvemateriale
udtages af fisk umiddelbart efter aflivning. Da enzymer i fisk er aktive ned til meget lave tem-
119
peraturer sker autolyseringsprocesser væsentligt hurtigere end i pattedyr og fugle. Materiale
Diagnose
IHNV isoleres fra organmateriale fra inficerede fisk ved dyrkning i cellekulturer og identificeres ved ELISA.
Forholdsregler
Opstår der mistanke om IHN på et akvakulturbrug eller ved vandløb, kontaktes Fødevaregion
Vejle, Sektion for akvakultur straks.
Infektiøs lakseanæmi (ILA/ISA)
Ætiologi
Infektiøs lakseanæmi (ILA) eller Infectious salmon anemia (ISA) er en virusbetinget sygdom
hos Atlantisk laks (Salmo salar). ILAV er desuden fundet i symptomløse regnbueørreder. Virus hører til familien Orthomyxoviridae. Virus er beslægtet med influenza virus, men har dog
en række unikke karakteristika der adskiller den fra kendte orthomyxovirus fra varmblodige
dyr. ILAV er serologisk ret homogent og kan identificeres med anvendelse af MAb.
ILA blev første gang konstateret i Norge i begyndelsen af 1980’erne. Sygdommens virusætiologi blev først fastslået i begyndelsen af 1990’erne. Sygdommen er efterfølgende blevet
påvist i Canada, Skotland, Færøerne, USA og Chile. ILA er aldrig blevet påvist i Danmark.
ILA udbrud forekommer især om foråret ved temperaturer mellem 5 og 15qC. Syge fisk bliver
sløve, de lægger sig på bunden eller hænger sig i munden i netkanten i havopdræt, ofte står
syge fisk lodret med hovedet i vandoverfladen. Under eksperimentelle forhold er inkubationsfasen som regel 10-20 dage. I smittede populationer under feltforhold kan infektionen ligger
skjult i månedsvis før sygdommen bryder ud. Et sygdomsudbrud kan enten have et akut forløb med høj dødelighed eller være mere langtrukket med forhøjet daglig dødelighed, der kan
fortsætte i flere måneder.
Typiske fund er blege gæller, udstående øjne og udspilet bug. Sent i sygdomsforløbet ses
blødninger i huden, skæltab og blodigt, svullent gat. Milt og lever er ofte stærkt svulne, mørkfarvede og med punktformede blødninger. Sådanne kan også forekomme i perivisceralt fedtvæv og i bughinden. Hjertet er blegt som følge af anæmien og hæmatokritværdierne meget
lave (hæmolytisk anæmi). Histopatologisk ses hæmorrhagiske levernekroser. De makroskopiske forandringer er mørkfarvning, blødninger, især under bugen og anæmiske gæller. Ved
opklipning ses ofte mørk lever, blegt hjerte og blege gæller.
Prøvemateriale
udtages af fisk umiddelbart efter aflivning. Indsendt materiale skal altid medfølges af oplysninger om prøveudtager, ejer, art, anamnese og formål med indsendelsen. Prøvemateriale til
RT-PCR indsendes i rør med RNAlater (hæmmer RNAse aktivitet). Materiale til histologi indsendes i formalin med max. en del organmateriale til 9 dele formalin 4% med fosfatbuffer.
Diagnosen er vanskelig og baseres på den nævnte kombination af kliniske, patologiske og
klinisk/kemiske fund. ILAV isoleres fra organmateriale fra inficerede fisk ved dyrkning i særlige cellekulturer og identificeres ved RT-PCR eller immunofluorescens. Sygdommen kan evt.
forveksles med bakterielle septikæmier (vibriose, furunkulose) eller viral hæmorrhagisk septikæmi (VHS).
Forholdsregler
Opstår der mistanke om ILA på et akvakulturbrug eller ved vandløb, kontaktes Fødevaregion
Vejle, Sektion for akvakultur straks.
120
121
Undersøgelser med henblik på specifikke sygdomme/infektioner
Efterfølgende oversigt skal tjene til orientering vedrørende en række specielle undersøgelser, der foretages på DTU Veterinærinstituttet, og til vejledning ved udtagelse og indsendelse
af prøver. Angivelse om undersøgelsernes varighed skal betragtes som omtrentlige og er ikke bindende for instituttet. Undersøgelser, der er akkrediteret i henhold til ISO 17025 standarden (DANAK) er mærkede med a).
Forkortelser for undersøgelsesmetode
Agg: Agglutination
AGID: Agar Gel ImmunoDiffusion
CCE: Counter Current Elektroforese
CF:
Komplementbinding;
ELISA: Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay
EM:
Elektron-Mikroskopi
FAVN: Fluorescens Antibody Virus Neutralisation Test
FISH: Flourescence In Situ Hybridisering
HI:
Hæmagglutination Inhibition
IF:
ImmunoFluorescens
IPT: Immuno Peroxidase Test
MAT: MikroAgglutinationsTest
PCR: Polymerase Chain Reaction
RBT: Rose Bengal Test
SAT: Serum Agglutination Test
Sens.: Diagnostisk individsensitivitet
Spec.: Diagnostisk individspecificitet
VN:
Virus Neutralisation.
122
tabel sygdomsoversigtHer begynder tabellen. tabel sygdomsoversigtHer begynder tabellen.
Sygdom/
Infektion
Abort
Dyreart
Kvæg
Får
Ged
Materiale
Placenta med 5-6
kotyledoner
Foster (eller hjerte,
lunger, milt, lever, hoved, løbeindhold og
væske fra brysthule.)
Ustab. blodprøve af
moderdyr
UnderVarigBemærkninger/
søgelse
hed/ Undersøgelsessted
art
Dage
2-4 Se også s. 78,79 og
Bakteriologi
2-8 87
Serologi
5-14 Kvæg: Ved kastninVirologi
5-14 ger med mistanke om
Histologi
BVD sendes materialet til virusundersøgelse på:
Lindholm
København
Svin
2-3 fostre og placenta
Bakteriologi
3-6 Vedr. virus: se Parvovirus og PRRS.
Se også afsnit om
reproduktionsforstyrrelser s. 57
København
Ræv
Mink
Foster og placenta
Bakteriologi
Histologi
3-6
3-6
Hest
Foster (eller lunge, lever, milt, pleuravæske
og placenta). Se også
Virusabort.
Bakteriologi
Histologi
3-6
3-6
Stabiliseret blod, milt,
lunge eller lymfeknuder
Virusundersøgelse foretages på
andet laboratorium
Århus
København
Actinobacillus Svin
pleuropneumoniae: Se Ondartet lungesyge
Afrikansk
hestepest
Hest
ELISA
Afrikansk
svinepest
Svin
Ustab. blodprøve til
antistofbestemmelse
Milt, tonsiller, lymfeknude
Podning på
cellekultur
Påvisning af
nukleinsyre
ved PCR
Ustabiliserede blodprøver
Serologi/IPT
Ved mistanke:
Kontakt Fødevareregionen straks.
2-7 Materiale sendes til:
Lindholm
7-10 Ved mistanke:
1-2
Materiale sendes på
hurtigste måde efter
nærmere aftale med
1-2 instituttet.
Lindholm
123
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Aktinomykose
Kvæg
Svin
Almindelig
lungesyge:
Se Enzootisk
pneumoni
Svin
Aujeszky’s
sygdom
Alle pattedyr
Materiale
Pus eller vævsdele
Podning på
Hoved med 2-3 halscellekultur
hvirvler samt lungestykke eller hele dyret. ELISA
Har et dyr vist kløe,
medsendes den del af
CNS, som innerverer
kløestedet. Næsesvaber i 0,5 ml sterilt fysiologisk saltvand.
Ustab. blodprøve
Aviær encephalomyelitis
(AE)
Høns
Aviær
influenza (AI)
Fjerkræ
Fugle
Aviær pneumovirus
(APV)
Undersøgelse
art
Mikroskopi
Histologi
Ustab. blodprøve
ELISA a)
VN a)
ELISA
VarigBemærkninger/
Dage
1-2
3-6
København
2-6 NB: Gelsvaber kan
ikke anvendes.
2-6
5-8
Lindholm
2-14
København
Fjerkræ
Hele, uåbnede kadavere
Svaberprøver fra luftveje/kloak
Podning i
hønsefostre/cellekultura)
PCR
Ustab. blodprøve
HI a)
AGID
Hele uåbnede kadave- Podning i
embryonere
rede hønseæg/cellekultur
PCR
Ustab. blodprøve
ELISA
21-28 Ved mistanke: Kontakt Fødevareregionen straks.
Århus
2-5
2-8
2-14
København
21-28
Århus
1-3
2-8
København
124
Sygdom/
Infektion
Babesiose
Dyreart
Kvæg
Materiale
Lufttørrede, methanolfikserede udstrygningspræparater af
blod, samt evt. heparin/EDTA stab. blodprøve
Undersøgelse
art
Mikroskopi
VarigBemærkninger/
Dage
1-2 Udstrygningspræparat fikseres 3-5
min. i methylalkohol.
København
Hest:
Se piroplasmose (T.
equi, B.
caballi).
Bakteriel nyre- Fisk
syge
(BKD)
Dyrkning
Hele fisk, min. 5 stk.
ELISA a)
eller nyrevæv, min.
1 g (nyrevæv fra maks.
5 fisk må blandes
sammen)
16 uger Ved mistanke: Kon-
2-3 takt straks Fødevareregion Syd, Vejle,
Sektion for Akvakultur.
Vigtigt, at materialet
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
Beskelersyge
hos hest: Se
Dourine og
Equint coitalt
exanthem.
Hest
Bluetongue
Kvæg
Får
Ged
Border disease Får
Ged
EDTA stabliliseret
blodprøve, evt. milt og
lymfeknuder
PCR
2-5 Ved mistanke: Kontakt Fødevareregionen straks.
Ustab. blodprøve
ELISA
2-5
Lindholm
Aborterede fostre eller
hele nyfødte dyr
Podning på
cellekultur
ELISA
5-14
Lindholm
Heparin-stabiliseret
blodprøve
ELISA
2-8 Antigenpåvisning
2-8 Antistofpåvisning
Lindholm eller
København
125
Sygdom/
Infektion
Borreliainfektion
Dyreart
Hest
Hund
Materiale
Ustab. blodprøve
Undersøgelse
art
IF
VarigBemærkninger/
Dage
Undersøgelsen foretages ved et udenlandsk laboratorium.
Kontakt Veterinærinstittuttet, København inden indsendelse.
København
Botryomykose
Botulisme
Hest
Alle dyr
Pus eller vævsdele
Mikroskopi
Histologi
Podning på
Lever (min. 60 g). Af
smådyr (pelsdyr) tillige forsøgsdyr
mave- og tarmindhold.
Prøve af mistænkt foder eller vand
1-3
3-6
København
3-8 Materiale fra selvdøde dyr foretrækkes.
København
Bovin herpesmammilitis
Kvæg
Materiale fra patte- eller yvereruptioner, vesikelvæske
Podning på
cellekultur
Ustab. blodprøver, evt. VN
parrede prøver udtaget
med 2-3 ugers mellemrum
10-14 Ved mistanke om tidligere infektion bør
der indsendes 2
blodprøver, udtaget
8 med ca. 2 ugers mellemrum.
Lindholm
Bovint respira- Kvæg
torisk syncytial
virus
(BRS)
Næsesvaber i 0,5 ml
sterilt fysiologisk saltvand. Trachealskyl
Lunge
ELISA
ELISA
Parrede blodprøver
(ustab.) med 3-4 ugers
mellemrum
NB: Gelsvaber kan
ikke anvendes.
2-9 Antistofpåvisning/
titerstigning
København
126
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Bovin spongi- Kvæg
form encephalopati
(BSE)
Materiale
Hoved
Undersøgelse
art
ELISA a)
sens. 0,9999
(LCL 99,95%)
spec. 1,0000
(LCL 98,5%)
Klinisk mistanke
Immunhisto-kemi a)
og
histologi a)
VarigBemærkninger/
Dage
3-5 Ved mistanke:
12-16 Vigtigt, at materialet
fremsendes ekspres
og nedkølet.
København
Bovin virusdiarré
(BVD)
Brucellose
Kvæg og
andre
klovbærende
dyr
Alle dyr
Prøver til sundhedskontrol, import osv.:
Heparinstabiliserede
blodprøver fra dyr
uden maternelle antistoffer. Us for virus og
antistof.
Antistof
ELISA a)
Antigen
a
ELISA )
Kun på
Hep.stab.
blod
3-8
København
eller Lindholm
Har kalven fået kolostrum og er under 4
mdr., indsendes ustabiliseret blodprøve.
PCR a)
5-9
Lindholm
Mistanke om akut udbrud:
Døde dyr: Stykke af
milt, lunge samt serum
eller pleuravæske.
Levende dyr: Ustabiliseret og heparinstabiliseret blod.
Viruspåvisning ved
dyrkning ela
ler PCR )
Antistof
a
ELISA )
6-14
Lindholm
Kastningsmateriale,
kønsorganer, lymfeknuder, tonsiller, milt.
Bakteriologi
8 Ved mistanke:
Sæd
Agg
Bakteriologi
Agg
2-8 Fra dyr, der har ka8 stet, indsendes både
2-14 placenta, foster og
blodprøve.
CF a)
SAT a)
RBT a)
ELISA
2-14
2-14
2-14
2-14
Hund
Ustab. blodprøve
Kvæg,
får, ged,
svin
Ustab. blodprøve
Kun på
ustab. blod
Prøver i forbindelse
med sundhedskontrol, import, eksport
osv. indsendes til:
København
København
127
Sygdom/
Infektion
Bændelorm
Dyreart
Hest
Materiale
Fæces min. 30 g
Undersøgelse
art
Sedimentation
Flotation
Mikroskopi
København
Hund
Kat
Kvitterede led opslemmet i vand
Vildtlevende
ræve
Kadaver, tarmsæt, fæ- Parasitologi
ces
/
mikroskopi
1-4
uger
Vaginalslimprøve
(tamponprøve)
Agg
Placenta og
foster
Bakteriologi
Sædprøve
Forhudsskylleprøve
Mikroskopi
Bakteriologi
2-8 Instrumentarium og
vejledning rekvireres
fra laboratoriet.
6-8
Se undersøgelse af
sædprøver, forhuds1-2 skylleprøver og vagi6-8 naltamponprøver side
15.
Campylobacter Kvæg
fetus ssp.
venerealis
(gl. navn: Vibrio fetus)
Mikroskopi
VarigBemærkninger/
Dage
1-2
1-2 Slægts- evt. artsiden1-2 tifikation
Århus
København
Campylobacter Hund
Kat og
andre
mindre
husdyr
Chicken
anaemia virus
(CAV)
Høns
Fæcesprøve
Dyrkning
PCR
5-14
2-5
Århus
Ustab. blodprøver
ELISA
2-8
København
128
Sygdom/
Infektion
Chlamydiainfektioner
Dyreart
Pattedyr
Materiale
Forandrede
organdele.
Objektglas-præparat.
Undersøgelse
art
IF
Svaberprøve
AGID
Får
Ged
Kat
Kvæg
Svin
Ustab. blodprøve
CF
Fjerkræ
Fugle
Kat
Se Ornitose
VarigBemærkninger/
Dage
2 Aftrykspræparater
fremstilles ved sammentrykning og udstrygning af pus/fibrin
2 mellem to objektglas,
som adskilles og indtørres før forsendelse
(4 præparater og 1
svaber pr. sag)
2-8
København
Svaber
PCR
1-2
Århus
Svin
Circovirus,
porcint circovirus type 2
(PCV2):
Se også Postweaning Multisystemic
Wasting Syndrome
(PMWS)
Ustab. blodprøver
Clostridieinfek- Nyfødte
tioner og ente- lam/kid.
rotoksæmi
Ældre
lam, får
Hele dyret.
PCR
2-6 Viruspåvisning
København
Bakteriologi
Hele tyndtarmen, lever, milt, nyre.
Kvæg
Se: Miltbrandsemfysem
Fjerkræ
Hele uåbnede kadave- Bakteriologi
re
2-5 Ved mistanke om
pulpy kidney disease
kan tillige indsendes
urinprøve.
København
2-6
Århus
129
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Coccidiose
Fjerkræ
Coccidiose:
Se mavetarmparasitter
Alle dyr
Coggins test:
Se equin
infektiøs
anæmi
Hest
Conjunktivitis
Kat
Contagiøs
bovin pleuropneumoni:
Se oksens
ondartede
lungesyge
Kvæg
Contagiøs
equin metritis
(CEM)
Hest
Materiale
Undersøgelse
art
Mikroskopi
VarigBemærkninger/
Dage
1-2
Århus
Se: Chlamydiainfektioner
Ved mistanke: Kontakt Fødevareregionen straks.
Fra hopper: svaberprøve fra sinus clitoridis.
Bakteriologi
Fra hingst: Svaberprøve fra fossa glandis
6-12 Forsendelse skal ske
i forsendelsesmedium indeholdende
medicinsk kul. Prøver
skal være laboratoriet
i hænde, således at
undersøgelsen kan
påbegyndes indenfor
48 timer efter udtagelsen (ingen indsendelse på fredage).
København
Coronavirus
Kvæg
ELISA
Fæcesprøve, evt.
stykker af tyndtarm,
colon og rectum. Næsesvaber i 0,5 ml. sterilt fysiologisk saltvand.
Trachealskyl
Lunge
Parrede, ustab. blodprøver udtaget med 34 ugers mellemrum.
ELISA
2-8 Antigenpåvisning.
NB: Gelsvaber kan
ikke anvendes.
København
København
130
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Materiale
Undersøgelse
art
VarigBemærkninger/
Dage
Svin
Coronavirus:
Se Porcin respiratorisk coronavirus, TGE
og PED
Cryptosporidio- Kalv
se
Lam
evt. Pattegris
m.fl.
Demodekose
Hund
Fæcesprøve eller
tarmstykke (med colon)
Mikroskopia)
1-2
København
Skrab opslemmet i fys. Mikroskopi
saltvand.
1-2
Århus
Biopsi
Histologi
3-5
Gæs
Derzsy’s disease (Goose
virus hepatitis)
Histologi
3-6
Dirofilariose
EDTA- eller heparinstab. blodprøve (1 ml
blod med 10 ml 2%
formalin)
Larve konc.
test
Fæcesprøve
Mikroskopi
efter sedimentation
1-2
CF
2-8 Antistofpåvisning.
Distomatose
Dourine
(ondartet beskelersyge)
Hund
Kvæg
Får
Hest
Århus
Ustab. blodprøve
2-3
København
København
Ved mistanke:
København
Duck virus enteritis
(Duck plaque)
Svømme Hele, uåbnede kada-fugle
vere
Histologi
PCR
3-6
2-5
Århus
131
Sygdom/
Infektion
Echinococcus
multilocularis
Dyreart
Materiale
Fæces
Ræv
Hunde i (min. 5 g)
risikogruppe
(fanger
og fortærer mus
eller an- Tarmsæt
dre gnavere)
Egg drop syndrome
(EDS)
Fjerkræ
Egtvedsyge:
Se Viral hæmorrhagisk
septikæmi
Fisk
Ehrlichia
Hest
Hund
Ustab. blodprøve
søgelse
art
Dage
7-14
Påvisning af
Taenia-æg i
fæces. Positivt fund
verificeres
København
ved PCR
Århus
HI
2-8
København
Århus
Ustab. blodprøve
IF
Undersøgelsen foretages ved et udenlandsk lab.
Kontakt DTU Veterinærinstituttet, København inden indsendelse.
Encephalomyocarditis
virus
Svin
Ustab.blodprøve
IPT
2-5
Lindholm
132
Sygdom/
Infektion
Enzootisk
pneumoni
(M. hyopneumoniae)
Dyreart
Svin
Materiale
Lungevæv
Ustab. blodprøve
Undersøgelse
art
IF
Dyrkning
ELISA a)
sens. 1,00
(0,98-1,00)
spec. 1,00
(0,93-1,00)
VarigBemærkninger/
Dage
2-4 Dyrkning foretages
14-28 kun efter anmodning.
Blodprøver (20 stk.)
2-8 af 4-6 måneder gamle svin anvendes til
besætningsundersøgelse i SPFbesætninger.
besætn.sens.
0,93
besætn.spec.
0,96
København
Eperythrozoon Kvæg
Får
Ged
Svin
EDTA- eller heparinstab. blodprøve
Kvæg
Epizootic
haemorrhagic Hjort
disease (EHD)
EDTA stabiliseret
blodprøve, evt. milt og
lymfeknuder
Mikroskopi
1-2
København
Ved mistanke:
Foretages
på andet
laboratorium.
10-14
Viruspåvisning
3
Ustab. blodprøve
Antistofpåvisning
Fisk
Epizootisk
hæmatopoietisk nekrose (EHN)
Podning på
Fortrinsvis samleprøcellekultur
ver af nyre, milt og
hjerte fra 1-10 fisk i
prøverør med fortyndingsmedium. Alternativt hele uåbnede fisk.
Materiale sendes til:
Lindholm
30 Ved mistanke: Kontakt straks Fødevareregion Syd, Vejle,
Sektion for Akvakultur.
Prøverør med fortyndingsmedium rekvireres fra laboratoriet.
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
133
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Epizootisk lym- Hest
fangitis
Fisk
Materiale
Pus eller vævstykke
Undersøgelse
art
Mikroskopi
Hele, uåbnede fisk.
Små stykker af formalinfikseret muskelvæv
eller organmateriale,
udtaget nær læsioner.
Videresendelse til
EUs referencelaboratorium.
VarigBemærkninger/
Dage
1-2
København
Ved mistanke:
Kontakt straks Fødevareregion Syd, Vejle, Sektion for Akvakultur.
Prøverør med formalin rekvireres fra laboratoriet.
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
Equin arteritis
virus (EAV)
Hest
Ustab. blodprøve evt.
parrede prøver, udtaget med 2-3 ugers
mellemrum.
VN
Sædprøve
Foster/føl: lunge, milt,
lever, hoved
Equint Coitalt Hest
Exanthem (godartet beskelersyge, EHV3)
Svaberprøve fra vagina eller præputium.
Evt. materiale fra huderuptioner (vesikelvæske)
Podning på
cellekultur
Equin infektiøs Hest
anæmi
Ustab. blodprøve
AGID
Undersøgelsen foretages på et udenlandsk lab.
Kontakt DTU Veterinærinstituttet København inden indsendelse.
2-8 Antistofpåvisning ved
Coggins test.
Ved mistanke:
København
134
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Materiale
Equin influenza
Hest
Lunge
Næsesvaber i 0,5 ml.
sterilt fysiologisk saltvand
Equin rhinopneumonitis
(EHV-4)
Hest
Parrede blodprøver
(ustab.) udtaget med
3-4 ugers mellemrum
Undersøgelse
art
PCR
VarigBemærkninger/
Dage
2-6 NB gel- og kulsvabere kan ikke anvendes.
København
Kontakt evt. DTU Veterinærinstituttet, København inden indsendelse mhp. vejledning.
Fasciola
hepatica
(leverikte)
Alle dyr
Felin infektiøs
peritonitis
(FIP)
Kat
Felin leukæmi
(FeLV)
Kat
Felin
panleukopeni
Kat
Fæcesprøve
Mikroskopi
1-2
København
Hele dyret
Histologi
3-6
Århus
Hele dyret
Histologi
3-6
Århus
Fæcesprøve
ELISA
Hele dyret eller et
stykke tyndtarm (evt.
formalinfikseret) samt
hjerte (hvalpe)
Histologi
2-8 Formalinfikseret materiale skal holdes
adskilt fra øvrigt materiale.
Århus
135
Sygdom/
Infektion
Felin spongiform encephalopati: Se
transmissibel
spongiform
encephalopati
Dyreart
Undersøgelse
art
VarigBemærkninger/
Dage
Kat
Fjerkrækopper Fjerkær
Fugle
Furunkulose
(klassisk)
Materiale
Fisk
Hele, uåbnede
kadavere
Hele, uåbnede fisk eller nyresvaberprøver,
3-5 fisk eller
3-5 prøver
Podning i
hønsefostre/
Cellekultur
21-28
Århus
Histologi
3-6
Dyrkning
3-7 Specielt transportmedium kan rekvireres på laboratoriet.
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
Får
Geder
Levende dyr: Biopsi af
hudlæsioner
Foretages
på andet laboratorium
Døde/aflivede dyr:
Hudlæsioner, lungelæsioner, lymfekirtler
Ved mistanke: Kontakt Fødevareregionen straks.
Materiale bør nå frem
indenfor 24 timer og
bør transporteres
nedkølet.
Lindholm
Fåre- og
gedepest
(Peste des
Petits
Ruminants)
Får
Geder
Stabiliseret blod, øjen- Foretages
på andet lasvaber, næsesvaber,
mundsvaber, mesente- boratorium
riale og bronchiale
lymfeknuder,
lunger, milt, tarm
Ved mistanke:
indenfor 24 timer, og
bør transporteres
nedkølet.
Lindholm
136
Sygdom/
Infektion
Giardiose
Dyreart
Hund
Kat
Materiale
Fæcesprøve
Undersøgelse
art
IF
VarigBemærkninger/
Dage
2-5
Århus
Glässers sygdom
(H. parasuis)
Gumboro disease (Infectious bursal
disease, IBD)
Svin
Høns
Hele dyret, evt. uåbnet Bakteriologi
led, hoved, lunge, hjerte, lever, nyre.
4-6
Parrede blodprøver
(ustab.) udtaget med
2-3 ugers mellemrum
CF
med henblik på evt.
titerstigning.
København
Hele, uåbnede kadavere.
AGID
Histologi
PCR
3-6 Viruspåvisning
3-6
2-5
Århus
Ustab. blodprøve
AGID
2-8
Hele dyret eller formalinfikseret og ufikseret
levervæv.
Histologi
København
H. Parasius:
Se Glässers
sygdom
Hepatitis
contagiosa
canis (HCC)
Hund
Ræv
HEV
Hemagglutinating Encephalomyelitis
virus:
Se Vomiting
and wasting
disease
Pattegris
Århus
137
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Hudlidelser
Hund
Kat og
andre
mindre
husdyr
Hudparasitter
Alle dyr
Hundesyge
Hvalpesyge
Hund
Ræv
evt. andre dyr
Mink
Hypertrofisk
kardiomyopati
Kat
Hæmobartonella felis
Kat
Materiale
Undersøgelse
art
Histologi
VarigBemærkninger/
Dage
2-8 Formalinfikseret maVæv (evt. formalinfikteriale skal holdes
seret), svaberprøve el2-8 adskilt fra øvrigt maBakteriologi
ler skrab
teriale
Århus
Mykologi
2-14
Skrabmateriale fra angrebne hudpartier; fra
svin fortrinvis fra ørets
inderside (dybt i
øregruben)
Mikroskopi
Hønsetyfus
(S.gallinarum/
pullorum)
Fjerkræ
Hele dyret, evt. trachea og lunge
IF
Hele dyret eller hjerteog lungesæt
Patologi
3-5 Specifik DNAsekvens.
Århus
1-2
Århus
2-8
Århus
Mikroskopi
Udstrygningspræparater, evt. heparinstabiliseret blodprøve
Histologi
1-2 Lufttørrede udstrygningspræparater fikseres i alkohol i 3-4
min.
Århus
3-6
Århus
Hele uåbnede kadave- Bakteriologia)
sens. 0.80
re
3-6
Århus
spec. 1.00
IBD: Se Gumboro disease
Andre dyr sendes til:
København
IF
Hele dyret eller trachea, lunge, blinkhinde PCR
eller 3 svabre eller 3
udstrygningspræparater fra disse væv
Hæmorrhagisk Kalkuner Hele, uåbnede kadavere
enteritis
1-2 Materiale fra hund,
kat, pelsdyr, vildt
sendes til:
Århus.
Høns
Agg
2-6
København
138
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Kvæg
IBR/IPV:
Infektiøs bovin
rhinotracheitis/
infektiøs
pustuløs vulvovaginitis
Materiale
Næsesvaber i 0,5 ml
sterilt fysiologisk
saltvand, vaginalsvaber, forhudsslimprøve (svaberprøve),
lunge.
Ustab. blodprøve.
Ustab. blod-prøve
Undersøgelse
art
Podning på
cellekultur
ELISA
VN
ELISA a)
VarigBemærkninger/
Dage
4-10 Ved mistanke om
akut udbrud sendes
materiale efter aftale
med Fødevareregion
til:
Lindholm.
NB: Gelsvaber kan
2-6 ikke anvendes.
5-8
2-8 Sundhedskontrol
sens. 1,00
(0,974-1,00)
spec. 1,00
(0,987-1,00)
Impetigo
contagiosa
suis
(Sodeksem)
Svin
Hele dyret. Hudstykke Bakteriologi
eller skrabmateriale fra inkl.
PCR
angrebne hudpartier
Infektiøs
bronchitis
(IB)
Høns
Podning i
hønsefostre/ cellekultur
Fisk
6-8 Autovaccine kan
fremstilles.
København
21-28
PCR
2-5
Århus
HI
2-8
København
Ustab. blodprøve
Infektiøs
hæmatopoietisk nekrose
(IHN)
København
Podning på
Fortrinsvis samleprøcellekultur a)
ver af fornyre, milt og
3-16 Ved mistanke:
kontakt straks Fødevareregion Syd, Vejle, Sektion for Akvakultur.
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
139
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Infektiøs lakse- Fisk
anæmi
(ISA)
Materiale
Undersøgelse
art
Formalinfikseret lever, Histologi
Podning på
milt, hjerte og nyre.
Samleprøve af nyre fra cellekultur
RT-PCR a)
1 – 10 fisk i prøverør
med fortyndingsmedium. Alternativt hele uåbnede fisk.
Nyre i RNA-later.
VarigBemærkninger/
Dage
3-5 Ved mistanke:
28-35 Kontakt straks Fødevareregion Syd, Vej2-3 le, Sektion for Akvakultur.
Fiksativ og prøverør
med fortyndingsmedium eller RNAlater
rekvireres fra laboratoriet.
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
Infektiøs laryn- Høns
gotracheitis
(ILT)
Infektiøs
pankreas
nekrose
(IPN)
Fisk
(yngel)
Hele, uåbnede kadavere.
Histologi
Dyrkning
PCR
3-5 Ved mistanke:
2-8 Kontakt Fødevare2-4 regionen straks.
Århus
Ustab. blodprøve
ELISA
2-8
Hele, uåbnede fisk eller samleprøver af fornyre, milt, hjerte fra 110 fisk i prøverør med
fortyndingsmedium
Podning på
cellekultur a)
København
3-16 Prøverør med fortyndingsmedium rekvireres fra laboratoriet.
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
140
Sygdom/
Infektion
Influenza
Dyreart
Hest
Svin
Materiale
Undersøgelse
art
Parrede blodprøver
(ustab., udtaget med
2-3 ugers mellemrum)
Lunge
sterilt fysiologisk saltvand.
PCR
Lungemateriale, evt.
næsesvaberprøver
(akut syge dyr).
PCR
Kalvediarré
Lunge, næsesvabere i
0,5 ml. sterilt fysiologisk saltvand
Fjerkræ
Fugle
Se: Aviær influenza
(AI)
Kalv
Fæcesprøver (ikke
svaber) eller organer
(især tarm, milt, lever)
2-6 Viruspåvisning
NB. Gel- og kulsvaber kan ikke anvendes.
København
2-5 Viruspåvisning
Se også PCRluftvejspakke side 41
Ustab. blodprøver for- HI
trinsvis fra 4-6 måneder gamle grise. Fra
ældre dyr udtages parrede prøver med 2-3
ugers mellemrum
Hund
Kat
VarigBemærkninger/
Dage
Antistofpåvisning.
PCR
København
2-6 Viruspåvisning
Århus
Bakteriologi
Parasitologi
Virologi
2-4
1-2
2-8
København
141
Sygdom/
Infektion
Karpens
forårsviræmi
(SVC)
Dyreart
Fisk
Materiale
Fortrinsvis samleprøver af fornyre, milt og
Undersøgelse
art
Podning på
cellekultur
VarigBemærkninger/
Dage
15 Ved mistanke:
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
Kaseøs lymfadenitis
Får
Geder
Lymfeknude med forandringer
Dyrkning
Histologi
3-6 Aspiration af pus er
3-6 ikke mulig.
København
Klassisk svinepest
Svin
Tonsiller, krøslymfeknuder, nyre, milt og
ustabiliseret blod
Podning af
cellekultur a)
og PCR a)
2-3 Ved mistanke:
ELISA a),
VN a)
2-6 Materiale sendes på
hurtigste måde efter
nærmere aftale med
indstituttet.
Lindholm
Konjunktivitis:
Se Chlamydia
Pattedyr
Fjerkræ
Fugle
Koi herpesvirus
(KHV)
Fisk
Hele, uåbnede fisk. Al- PCR
tenativt gælle og nyre i
lysisbuffer.
3-5 Ved mistanke:
Prøverør med lysisbuffer rekvireres fra
laboratoriet.
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
142
Sygdom/
Infektion
Kvægpest
Dyreart
Materiale
Undersøgelse
art
Stabiliseret blod, øjen- Foretages
Kvæg
på andet
svaber, næsesvaber,
(geder,
får, svin) mundsvaber, mesente- laboratoririale og prescapulære um
lymfeknuder, lunger,
milt, tarm
VarigBemærkninger/
Dage
Ved mistanke:
Materialet bør nå
frem indenfor 24 timer, og bør transporteres nedkølet.
Lindholm
Lawsonia
intracellularis:
Se Proliferativ
enteropati
Svin
Leptospirose
Alle
pattedyr
Hund
Fostre, placenta
Andet organmateriale
IF
2-4 Antigenpåvisning (alle serogrupper).
Ustab. blodprøve.
MAT
1-8 Påvisning af serogruppe specifikke antistoffer
Parrede blod-prøver
(med 1 uges mellemrum)
AGID a)
ELISA
København
Leukose
(Enzootisk bovin leukose)
Kvæg
Leukose
Andre
pattedyr
Biopsi eller organmate- Histologi
riale
Høns
Listeriose
Kvæg
Får
Geder
Chinchilla
Af levende dyr: ustab.
blodprøve.
Af døde dyr: ikkefikseret tumorvæv og
kadaverblod
København
Histologi
3-6 Afhængig af dyreart:
København/Århus
3-6
Århus
Bakteriologi
Ved abort:
Histologi
Foster og placenta.
Ved CNS-symptomer:
hoved (ubeskadiget).
Ved generaliserede infektioner: Organmateriale
2-4 OBS:
8-10 Differential-diagnose
til BSE/scrapie.
8-10
2-4
Histologi
Bakteriologi
København
Århus
143
Sygdom/
Infektion
Lumpy skin
disease
Dyreart
Kvæg
Materiale
Levende dyr: biopsi af
hudlæsioner.
Døde/aflivede dyr:
hudlæsioner, lungelæsioner, lymfekirtler
Undersøgelse
art
Foretages
på andet
laboratorium.
VarigBemærkninger/
Dage
Ved mistanke:
indenfor 24 timer og
bør transporteres
nedkølet.
Lindholm
Lungeorm
Maedi-Visna
(Lentivirus)
Alle dyr
(inkl.
hund)
Får
Geder
Fæcesprøver
Ustabiliserede. Blodprøver
Baermann
Sedimentering og
mikroskopi
AGID
2-3
København
Ved undersøgelse af
enkelte dyr er et negativt resultat kun af
begrænset værdi.
København
Marek’s disea- Høns
se
Mastitis
Kvæg
Enkeltkirtel-prøver
(aseptisk udtagne)
Podning i
hønsefostre/cellekultur.
Histologi
PCR
Bakteriologi
og celletalsbestem
melse
21-28
3-6
2-5
Århus
2-3 Eksportundersøgelser
København
144
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Alle dyr
Mavetarmparasitter.
Materiale
Fæcesprøver.
Vegetationsprøve
Se også:
Giardiose
Undersøgelse
art
Mikroskopi
VarigBemærkninger/
Dage
1-2 Materiale fra hund,
kat, pelsdyr, fjerkræ
Udvaskning
4-10 sendes til:
Århus
og mikroskopi
Fra andre dyr sendes
til:
København
Vegetationsprøve må
være repræsentativ
for det pågældende
areal.
København
Miltbrand
Alle dyr
Blodprøver:
En stabiliseret og en
ustabiliseret
Mikroskopi
1-2 Ved mistanke:
1-2 Kontakt Fødevareregionen straks.
DTU Veterinærinstituttet orienteres
inden indsendelse.
Sendes forsvarligt
indpakket.
København
Miltbrandsemfysem og
malignt ødem
Mink
encephalopati
Kvæg
Får
Mink
Et stort stykke muskulatur fra den angrebne
region (aseptisk udtaget)
Bakteriologi
Hele uåbnede kadave- Histopatore
logi
6-8
København
6-8
Århus
145
Sygdom/
Infektion
Mund- og klovesyge
Dyreart
Materiale
Blærevæg fra tunge,
Klovbærende evt. klove eller patter
dyr
Undersøgelse
art
ELISA a),
PCR a)
Podning på
cellekultur a)
ELISA a),
VN a)
VarigBemærkninger/
Dage
1 Ved mistanke:
2-6
Materialet transporteres på hurtigste må2-6 de efter nærmere aftale med laboratoriet.
Lindholm
Mykoplasmainfektion
M. mycoides:
Se oksens
ondartede lungesyge
Kvæg
Evt. andre pattedyr
Lunger, ekssudat,
sædprøve, skylleprøve, slimhindeprøve,
led, mælkeprøve m.v.
Dyrkning
6-14 Undersøgelse af prøver inkl. svabere
kræver brug af specielt transportmedium
”M”, som rekvireres
fra laboratoriet.
København
Svin
Fjerkræ
Mykoplasma- Svin
ledbetændelse
M. hyopneumonia.
Se: Enzootisk
pneumoni,
Dyrkning
M. hyosynoviae Se:
Mykoplasmaledbetændelse
6-14
M. hyorhinis (kadaver,
lunge)
Dyrkning
6-14
Hele dyr
Dyrkning
Ustab. blodprøve
Agg.
Uåbnede led,
sterilt udtaget ledvæske/svabre.
Heparinstab. blod +
transportmedium ”M”
Dyrkning
København
6-14
Århus
2-8
København
6-14 Dyrkning fra blod: 2
dele heparinblod + 1
del ”M” medium, der
rekvireres fra Handelsvirksomheden.
NB: ”M” Medium indeholder antibiotika
(uegnet til BU)
København
146
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Materiale
Mykose: Se
også ringorm
Alle dyr
Forandrede organdele
Myxomatose
Kanin
Hele dyret eller hoved
samt nyre. Evt. serum
efter aftale med Århus
Undersøgelse
art
Dyrkning
Histologi
PCR
VarigBemærkninger/
Dage
7-14 København eller År8-10 hus, afhængigt af dyreart
8-14 Ved mistanke: Kontakt Fødevareregion.
Århus
Neosporose
Kvæg
Foster (eller
organer, spec. hoved,
hjerte og pleuravæske)
og ustabiliseret blodprøve af moderen
Histologi
Immunhisto
-logi
ELISA
6-10 Infektion med
10-14 Neospora er en vigtig
årsag til abort hos
2-8 kvæg.
København
Hund
Ustab. blodprøve
IF
7-14 Undersøgelsen foretages på et udenlandsk lab.
Newcastle
disease
(ND)
Fjerkræ
Fugle
Ustab. blodprøve
Podning i
embryonerede hønseæg/
cellekultur a)
PCR
HI a)
21-28 Ved mistanke:
1-3
2-8
sens. 0,85
spec. 0,87
New duck
syndrome
(Riemerella
anatipestifer)
Ænder
Bakteriologi
Århus
København
2-6
Århus
147
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Materiale
Nosematose
Ræv
Kanin
Hele dyret
Nysesyge
Svin
Næsesvaberprøver
Hoved
Undersøgelse
art
Histologi
Patologi
Bakteriologi
ELISA
VarigBemærkninger/
Dage
3-6
Århus
2 Der undersøges for
2-8 toksinproducerede
2 P. multocida og
B. bronchiseptica eller alene for PMT.
Svabre og glas med
0,9% natriumklorid
rekvireres fra laboratoriet.
København
Oksens ondar- Kvæg
tede lungesyge
(M. mycoides)
Ondartet katar- Kvæg
feber
Lunger
Patologi
Bakteriologi
Ustab. blodprøve
CF
ELISA
Hovedet, stykke af
tyndtarm med tilhørende krøslymfeknuder, milt, lever, nyre,
lunge
Histologi
2 Ved mistanke:
6-14 Kontakt Fødevareregionen straks
2-8
2-8
København
6-14 Sammen med det friske materiale tilrådes
indsendelse af formalinfikserede stykker af
de nævnte organger.
København
Ondartet klovesyge
Får
Ged
Kulsvaber eller biopsi
fra inficerede områder
Bakteriologi
6-10 Der undersøges for
Dichelobacter nodosus og nekrosebakterier.
København
148
Sygdom/
Infektion
Ondartet lungesyge
(A. pleuropneumoniae)
Dyreart
Svin
Materiale
Hele dyret eller lunge,
hjerte
Ustab. blodprøve
søgelse
art
Dage
Bakteriologi
3-8 Isolater: Serologisk
Serotypning
3-14 typebestemmelse.
PCR baseret typning
for serologisk krydsreagerende isolater.
CF
ELISA
a)
Ap2
sens. 1,00
(0,99-1,00)
spec. 0,93
(0,90-0,95)
bes.sens. 1,00
(0,59-1,00)
bes.spec. 0,86
(0,86-0,89)
a)
Ap5
a)
Ap6
2-8 Blodprøver: Påvis2-8 ning af serotypespecifikke antistoffer.
Serotypeønsker skal
anføres; i modsat fald
undersøges for typerne 2 og 6.
København
Orf
Ornitose
Får
Fjerkræ
Fugle
Skrab fra
læsioner
PCR
Hele dyret
Mikroskopi
PCR
2-3
1-3
Århus
CF
2-8
København
Ustab. blodprøve
Overførbar
gastroenteritis: Se TGE
Svin
Parafilaria
bovicola
Kvæg
Parainfluenza- Kvæg
3
(PI-3)
Lindholm
Vævsdele fra forandret Histologi
subcutis
sterilt fysiologisk saltvand.
Trachealskyl
Lunge
2-5
ELISA
ELISA
Parrede blodprøver
(ustab.) med 3-4 ugers
mellemrum
3-6 De kønsmodne parasitter er årsag til
grønlige, ødematøse
forandringer i subcutis.
København
Gelsvaber kan ikke
anvendes.
3-9 Antistofpåvisning/
titerstigning.
København
149
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Paramyxovirus Fjerkræ
Fugle
Materiale
Undersøgelse
art
Podning i
hønsefostre/
cellekultur
VarigBemærkninger/
Dage
21-28 Se endvidere Newcastle disease.
Århus
PCR
2-5
HI
2-8
AGID
CF
ELISA
2-8 Antistofpåvirkning
2-8
2-8
Ustab. blodprøve
Parapox: Se
Pseudopox
Kvæg
Paratuberkulose
Kvæg
Får
Geder
Ustab. blodprøve
Fæcesprøve og slimhindeprøve fra rectum, Mikroskopi
Dyrkning
ileum og et stykke af
den forreste del af colon, begge med intakte
krøslymfeknuder
København
1-2
2-4
mdr.
København
Parvovirus
Svin
Stenfostre og dødfødte ELISA
IF
grise.
ELISA
Ustab. blodprøve
København
Hund
Kat
Mink
Pasteurella
Fjerkræ
(fjerkrækolera)
Fæcesprøve
ELISA
Hele dyret eller et
stykke tyndtarm (evt.
formalinfikseret) samt
hjerte (hvalpe)
Histologi
adskilt fra det øvrige
materiale.
Århus
Bakteriologi
2-6 Ved mistanke:
Århus
150
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Piroplasmose Hest
(Theileria equi,
Babesia
caballi)
Materiale
Ustab. blodprøve
Undersøgelse
art
CF
IFAT
VarigBemærkninger/
Dage
Undersøgelsen foretages på et udenlandsk laboratorium.
Plasmacytose
(parvovirus)
Mink
Porcin Derma- Svin
titis og Nefropati Syndrom
(PDNS)
Hele dyret
Histologi
3-6
Ustab. blodprøve
CCE,
ELISA
IPT
Patologi
Histologi
IHC (PCV2)
Lindholm
Kadavere.
Organer: Hud, lunge,
lever, milt, nyre,
krøslymfeknude
Århus
2 Karakteristiske for4-8 andringer specielt i
2-4 hud og nyre.
Svinepest kan være
en differentialdiagnostisk mulighed.
København
Porcin epidemisk diarré
(PED)
Svin
Porcin reproduktions- og
respirationssygdom
(PRRS)
Svin
Ustab. blodprøve
ELISA
2-5
Lindholm
Pleuravæske eller lungevæv fra fostre eller
dødfødte/svagt-fødte
grise.
PCR
NB. Gel- og kulsvabere kan ikke anvendes
sterilt fysiologisk saltvand
Porcin respira- Svin
torisk coronavirus
(PRCV)
2-6 Viruspåvisning
Se også PCRluftvejspakke side 41
Ustab. blodprøve
IPT
ELISA
København
2-6
Parrede, ustab. blodprøver udtaget med 34 ugers mellemrum.
ELISA
Lungemateriale, evt.
næsesvaberprøver
(akut syge dyr)
Podning på
cellekultur
8-14 Viruspåvisning
Lindholm
151
Sygdom/
Infektion
Postweaning
Multisystemic
Wasting Syndrome
(PMWS)
Proliferativ nyresyge
(PKD)
Dyreart
Svin
Fisk
Proliferativ en- Svin
teropati
(PIA, PHE)
Materiale
Kadavere
søgelse
art
Dage
5-10
Patologi,
histologi,
bakteriologi
3-8
IHC (PCV2)
København
Ustab. blodprøve
ELISA
(PCV2)
3-8
Formalinfikseret nyremateriale fra 3-5 fisk
Histologi
3-5 Fiksativ kan rekvireres fra laboratoriet.
Århus
Tarm (ileum + evt.
colon)
IF på formalin-fikseret
tarmsnit
Fæcesprøve
PCR
2-5 Lawsonia intracellularis idenficeres ved
antigenpåvisning (IF)
eller ved påvisning af
2-5 specifik gensekvens
(PCR).
Ustab. blodprøve
ELISA
København
Pseudorabies:
Se Aujeszky’s
sygdom
Alle pattedyr
Pseudopox
Kvæg
Vesikelindhold eller
skrab
PCR
2-5 Viruspåvisning
Lindholm
Pyelonefritis
Kvæg
Svin
Urinprøve, nyre og
urinblære
Bakteriologi
3-6
Kvæg
Får
Ustab. blodprøve
CF
ELISA
Q-feber
København
2-8
Placenta
FISH
5-14
København
Rabbit
haemorrhagic
disease
(RHD)
Kanin
Serum
ELISA
Hele dyret
Histologi
10-14
3-6
Århus
152
Sygdom/
Infektion
Rabies
Dyreart
Alle dyr
Materiale
Undersøgelse
art
Hoved af mistænkt dyr. IF
Af kvæg også ryggens Podning på
cellekultur
lændedel.
Af ræv, mår, kat, flagermus m.fl.: Hele dyret.
VarigBemærkninger/
Dage
1-2 Ved mistanke: Kon5 takt Fødevareregionen straks.
Ved bidsager kontakt
egen læge. Bid skal
oplyses i anamnesen.
Lindholm
Ved samtidig mistanke om BSE/scrapie
(kvæg, får, ged) sendes materiale til:
København
Rift Valley
Fever
FAVN a)
Hund
Kat
Ustab. blodprøve
(2 ml)
eller serum (1ml)
Kvæg
Får
Geder
Stabiliseret blod, lever, Foretages
på andet
milt, hjerne.
laboratoriVed abort: Fostre
um
4-8 Antistofundersøgelse, bl.a. før rejse til
rabiesfrie lande.
Lindholm
indenfor 24 timer, og
bør transporteres
nedkølet.
Ved mistanke:
Lindholm
Ringorm
(Dermatofytose)
Rotavirus
Alle dyr
Kvæg
Får
Svin
Hest
Rødmundsyge Fisk
(ERM)
Hår og skrab fra angrebne hudpartier.
Området vaskes omhyggeligt med rent
vand før prøve udtages.
Dyrkning
5-14 Tilsætning af nogle få
dråber sterilt vand til
materialet vil kunne
modvirke indtørring.
Afhængig af dyreart:
København/Århus
Fæcesprøver fra kalve, ELISA
lam, grise, føl med diarré, evt. hele tarmsæt
Hele, uåbnede fisk el- Dyrkning
ler nyresvaber-prøver,
3-5 fisk eller
3-5 prøver
3-7 Vigtigt at materialet
sendes ekspres og
nedkølet.
NB: Svaberprøver er
uegnede
København
Århus
153
Sygdom/
Infektion
Rødsyge
Dyreart
Svin
Materiale
søgelse
art
Dage
Bakteriologi
2-5 Ved knuderosen kan
Hele dyret, evt. orgader udtages hudbiopner, herunder uåbnede
si til BU.
led og hjerte
Ved akut rødsyge:
Næsesvaber eller
sekretprøve
København
Fjerkræ
Salmonella
Kvæg
Svin
Hest
Fæcesprøver fra
enkeltdyr på 5-25 g.
Samleprøver på 25g.
Samleprøver, repræsenterende op til 5 dyr
eller 5 steder i stien/
boksen.
Organmateriale
Bakteriologi
2-6
Århus
Bakteriologi
a)
sens. 0,80
spec. 1,00
Negative
Positive
3-6
6-12
Kastningsmateriale: Se
abort
København
Kvæg
Svin
Høns
Ustab. blodprøve/
kødsaft/æg
ELISA a)
2-8 Blodprøveundersøgelse kan anvendes
til besætningsovervågning, opklaring af
smittebelastning
samt forsøgsvis til
påvisning af smittebærere.
København
Fjerkræ
Ustab. blodprøve
Agg.
2-8
Hund
Kat
Krybdyr
Pelsdyr
Vildt
Fæcesprøver,
organer
Bakteriologi
3-6
Fjerkræ
Fugle
Fæces
København
Århus
Bakteriologi a)
sens. 0,80
spec. 1,00
3-6
Århus
154
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Får
Scrapie
Klinisk mistan- Geder
ke
Materiale
Undersøgelse
art
Hovedet evt. hele dyret ELISA a)
sens. 1,0000
(LCL 99,7%)
spec. 1,0000
(LCL 98,8%)
Histologi og
immunhistokemi
Skab
Alle dyr
Smitsomt blæ- Svin
reudslæt
(SVD)
21-24
København
Skrab fra angrebne
hudpartier
Mikroskopi
1-2 Afhængig af dyreart:
København/Århus
Blærevæg fra klove
og/eller tryner
ELISA a),
PCR
Podning på
cellekultur a)
1-2 Ved mistanke:
2-6 Kontakt Fødevareregionen straks.
VN a)
ELISA a)
Jf. i øvrigt mund- og
8 klovesyge.
Lindholm
2-3
Blodprøve
Svin
Smitsom
svinelammelse, Enterovirus
encephalomyelitis (tidligere Teschen
sygdom)
Hjerne og rygmarv,
evt. hele dyret
Podning på
cellekultur
Parrede blodprøver
(ustab.)
IPT
Snive
Ustab. blodprøve
Hest
VarigBemærkninger/
Dage
3-5 Ved mistanke:
8-10 Ved mistanke:
8-10
Lindholm
CF
Ved mistanke:
København
Sodeksem: Se Svin
Impetigo contagiosa suis
Spirochætal
diarré: Se Svinedysenteri
Svin
155
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Svinedysenteri Svin
(Brachyspira
hyodysenteriae)
Materiale
Fæcesprøve, rectalkulsvaber, colon, evt.
hele dyret
søgelse
art
Dage
Bakteriologi
6-10 Fæcessvaberprøver
FISH
(kulsvabre)
Se også side 44
København
Svinepest: Se
Klassisk svinepest og
Afrikansk svinepest
Svin
Tarmbrand
(Clostridium
perfringens
type C)
Pattegris
Ved mistanke hos
svin:
Hele dyret
Bakteriologi
med toksinpå-visning
ved ELISA
5-7 Helst flere grise fra
samme kuld.
København
Tarmlidelser
Hund
Kat og
andre
mindre
husdyr
Teschen sygdom: Se Smitsom svinelammelse
Svin
TGE:
Transmissible
gastroenteritis
Svin
Væv (evt. formalinfikseret).
Histologi
Bakteriologi
Fæcesprøve
Parasitologi
Hele dyret eller dele af Podning på
cellekultur
tyndtarm
Ustab. blodprøve
ELISA
Diff. PRCV/
TGE: ELISA
2-8 Formalinfikseret
materiale skal holdes
2-8 adskilt fra øvrigt materiale
2-5
Århus
Lindholm
156
Sygdom/
Infektion
Dyreart
Toxoplasmose Får
Ged
Svin
Kat
Materiale
Foster (hjerne) evt.
placenta.
Undersøgelse
art
Mikroskopi
Podning af
forsøgsdyr
Ustab. blodprøve
ELISA
Fæcesprøve
Mikroskopi,
flotation
VarigBemærkninger/
Dage
1-2 Infektion med toxo40-50 plasmer kan være årsag til abort eller fødsel af svagelige
2-8 lam/kid.
København
1-2 Udskillelse af
oocyster er begrænset til 1-2 uger.
Århus
Transmissibel Kvæg
spongiform
Får
encephalopati Ged
(TSE)
Klinisk mistanke
Trichomoniasis
Trikinose
Hoved
Se TSE side 80-82
ELISA a)
sens. 0,9999
(LCL 99,95%)
spec. 1,0000
(LCL 98,5%)
Se Scrapie side 113
Immunhisto
kemi og
histologi
Kat
Mink
ZOO dyr
Hovedet, evt. hele
dyret
Kvæg
Foster med placenta,
børflåd.
Mikroskopia)
Forhudsskylleprøve.
Vaginaltamponprøve
Mikroskopia)
og dyrkning
Rovdyr
Vildsvin
Evt. andre dyr
3-5 Ved mistanke hos
kvæg, får og ged:
21-24
København
Århus
10 g muskelvæv (helst Digestion a)
diafragma, tunge eller (trikityggemuskel eller
noskopi)
(ræv) forbensmuskulatur)
1-2 Instrumentarium,
skyllevæske og udtagningsvejled-ning
4-6 kan rekvireres fra laboratoriet.
København
1-2 Har det til undersøgelsen indsendte
væv været dybfrosset, anføres dette.
Kød fra vildt anvendt
til konsum undersøges ikke hos DTU
Veterinærinstituttet.
København
Svin
Ustab. blodprøve
Undersøgelsen foretaes ved et udenlandsk laboratorium.
Kontakt Veterinærinstituttet København
inden indsendelse.
København
157
Sygdom/
Infektion
Tuberkulose
Dyreart
Alle dyr
Fjerkræ
Tumorlidelser
Materiale
søgelse
art
Dage
3-6 Ved mistanke om TB
Forandrede organer el- Histologi
1-3 af bovin eller human
Miskroskopi
ler dele af disse samt
type:
tilh. lymfeknude. Ved
Typebe2-4 Kontakt Fødevarereudbredt tuberkulose
mdr. gionen straks.
behøves ikke prøver af stemmelse
ved dyrkalle forandrede organer, men det må oply- ning evt.
ses, hvilke organer der podning på
forsøgsdyr.
er angrebet
Identifikation ved
dyrkning og
København
hybridisering
Mikroskopi
Hund
Kat og
andre
mindre
husdyr
Væv (evt. formalin fikseret)
Histologi
adskilt fra øvrigt materiale
Århus
Alle dyr
Blærevæg
Podning på
cellekultur
Ustab. blodprøve
VN
2-8 Ved mistanke:
2-8
Lindholm
1-3
Århus
Turkey rhinotracheitis
(TRT): Se
Aviær Pneumovirus
(APV)
Vesikulær
stomatitis
(VSV)
Kvæg
Vibriose: Se
Campylobacter
fetus
Vibriose
Fisk
Hele, uåbnede fisk el- Dyrkning
ler nyresvaber-prøver,
3-5 fisk eller
3-5 prøver
sendes ekspres og
nedkølet.
Århus
158
Sygdom/
Infektion
Viral
hæmorrhagisk
septikæmi
(VHS)
Dyreart
Fisk
Materiale
søgelse
art
Dage
Fortrinvis samleprøver Podning på
3-16 Ved mistanke: Konaf fornyre, milt og hjer- cellekultur a)
takt straks Fødevarete fra 1-10 fisk i prøveregion Syd, Vejle,
rør med fortyndingsSektion for Akvakulmedium. Alternativt hetur.
le, uåbnede fisk.
Vigtigt at materialet
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
Virusabort
(EHV-1)
Hest
Foster, lever, lunge.
Histologi
IHC
3-6
3-6
København
Organer fra føl ved
mistanke om neonatal
infektion.
Evt. ustab. blodprøve
fra hoppe.
Undersøgelse af
blodprøver foretages
ved et udenlandsk
lab.
Ved resp. symptomer
eller lammelse: Parrede, ustab. blod-prøver,
udtaget med 2-3 ugers
mellemrum
Virus enteritis
(parvovirus)
Mink
Fæcesprøve
Kontakt evt. Veterinærinstituttet, København inden indsendelse mhp. vejledning.
ELISA a)
sens. 0,99
spec. 1,00
Hele dyret
Histologi
Mindst 5 repræsentative fæces3-6
prøver pr. farm.
Århus
Vomiting and
wasting disease
(HEV)
Pattegris Hele dyret
Ustab. blodprøve
Podning på
cellekultur
IPT
7-14 Ved mistanke om udbrud i en besætning
indsendes et repræ8 sentativt antal blodprøver udtaget med
2-3 ugers mellemrum.
Lindholm
159
Sygdom/
Infektion
YDS/CWD
Yngeldødelighed/ vintersår
(coldwater
disease).
Flavobacterium psychrophilum
Dyreart
Fisk
(yngel/
sættefisk)
Materiale
YDS: Milte på svaberpind, mindst 5 stk.
CWD: Milte på svaberpind (mindst 5) og
svaberprøver fra sår.
Alternativt hele og
uåbnede fisk
Undersøgelse
art
Dyrkning
VarigBemærkninger/
Dage
fremsendes ekspres
og nedkølet.
Århus
Yersinia
enterocolitica
O:3 og O:9
Svin
Ustab. blodprøve
ELISA
Tonsiller, tarmstykker
Bakteriologi
2-8
10-12
København
Yersinia
enterocolitica
Kvæg
Får
Geder
Her slutter tabellen.
Fæcesprøver
Bakteriologi
10-12
København
tabelsygdomsoversigt slut
160
tabel sygdomsoversigtHer begynder tabellen.
161
Stikordsregister
A
A. pleuro-pneumoniae ........................................ 148
A. pyogenes.......................................................... 52
Abort ..................................................57;75;78;79;86
Actinobacillus pleuropneumoniae ......................... 37
Adenovirus............................................................ 95
Afrikansk hestepest ......................................101;113
Afrikansk svinepest............................................. 101
Anmeldelse af husdyrsygdomme........................ 101
Anthelmintikaresistens (AR) .............................32;84
Antibiotikabehandling........................................52;94
Antibiotikafølsomhed ........................................28;29
Ap .....................................................................37;38
Ap-serotyper ......................................................... 38
APV .................................................................... 123
AR ...............................................................32;33;84
Arvelige sygdomme hos kvæg.............................. 80
ASF .................................................................... 111
ASF Afrikansk svinepest..................................... 111
Aspergillose .......................................................... 91
Aujeszky's sygdom ............................................. 102
Aviær influenza..........................89;101;115;123;140
Avlsdyr.................................................................. 21
B
B. bronchiseptica ..............................................36;37
Babesiose........................................................... 124
Bakteriel nyresyge .............................................. 124
Batrachochytrium dendrobatidis ......................... 103
Besvarelse af laboratorieundersøgelser ............... 25
Besvarelse og betaling af laboratorieundersøgelser
............................................................................. 25
Besætningskontrol ................................................ 21
BKD .................................................................... 103
Bluetongue ............................................101;104;124
Bonamia estreae ................................................ 102
Bonamia exitiosa ................................................ 102
Bordetella bronchiseptica .................................31;36
Borrelia ............................................................... 125
botulisme .............................................................. 70
Botulisme..........................................................70;95
Bovin herpes-mammilitis..................................... 125
Bovin spongiform encephalopati (BSE) .............. 110
Bovin virus-diarré................................................ 126
Bovin virusdiarré (BVD) ........................................ 69
Brachyspira hyodysenteriae.................................. 45
BRS ...................................................................... 63
Brucella ovis ....................................................... 102
Brucellose.....................................................107;126
BSE ......................................80;81;101;110;113;126
BVD ...........................................................69;80;102
Bændelorm ......................................................... 127
C
C. perfringens ....................................................... 42
Campylobacter ...................................17;78;127;157
Campylobacter fetus............................................. 17
Caprin arthritis/encephalitis .................................102
Chasteks paralyse ................................................ 95
Chicken anaemia virus ........................................127
Chlamydia-infektioner ..........................................128
Chorioptes ..............................................74;75;76;86
CHR-nr. ............................................................15;49
Clostridium perfringens......................................... 42
Coccidiose .......................................72;85;92;94;129
Contagiøs equin metritis ......................................102
Contagiøs equin metritis (CEM)...........................129
Cooperia ...........................................................73;83
Coronavirus ..........................................64;66;89;129
Coryza .................................................................. 90
CRD.............................................................89;90;91
Cryptosporidier ..................................................... 66
Cryptosporidio-se.................................................130
CSF .....................................................................111
CWD....................................................................159
Cysticerkose ........................................................102
D
Demodekose .......................................................130
Derzsy’s disease .................................................130
Diarré.................................................................... 42
Dicrocoelium......................................................... 74
Dictyocaulus .....................................................73;84
Dirofilariose..........................................................130
Distomatose.........................................................130
Dourine ...........................................101;114;124;130
Duck virus enteritis ..............................................130
E
E. coli
...... 16;28;29;31;42;43;50;52;62;65;66;79;91;94;108
E. rhusiopathiae................................................51;52
Echinococcus multilocularis..........................102;131
Efterårsdiarré........................................................ 94
Egg drop syndrome .............................................131
EHD.....................................................................104
EHN..............................................................102;117
Eimeria .........................................53;55;56;83;85;92
Eimeria-arter.....................................................72;93
Eksport ................................................................. 21
Eksportundersøgelser........................................... 18
Encephalomyocarditis..........................................131
Enterovirus encephalomyelitis .............................111
Enzootisk kvægleukose .......................................102
Enzootisk pneumoni .......................................63;132
Eperythrozoon .....................................................132
162
Epizootic haemorrhagic disease (EHD) .............. 132
Epizootisk hæmato-poietisk nekrose (EHN) ....... 132
Epizootisk hæmorrhagi ....................................... 101
Epizootisk lym-fangitis ........................................ 133
Epizootisk ulcerativt syndrom (EUS)................... 133
Equin arteritis virus (EAV)................................... 133
Equin encephalomyelitis (Eastern og Western) .. 101
Equin infektiøs anæmi ...........................101;115;133
Equin influenza ................................................... 134
Equin rhino-pneumonitis (EHV-4) ....................... 134
Equin viral arteritis .............................................. 102
Equint Coitalt Exanthem ..................................... 133
Erysipelothrix rhusiopathiae..............................51;52
Escherichia coli............................................42;49;52
ETEC.................................................................... 42
EUS ................................................................98;102
F
Fasciola .......................................................74;76;84
Fasciola hepatica................................................ 134
FECRT ................................................................. 32
Fedtede hvalpe..................................................... 94
Felin infektiøs peritonitis ..................................... 134
Felin leukæmi (FeLV) ......................................... 134
Felin panleukopeni.............................................. 134
Felin spongiform encephalopati .......................... 135
Fjerkræblodprøver ................................................ 16
Fjerkrækolera ..................................................... 102
Fjerkrækopper ................................................90;135
Fjerkræundersøgelser .......................................... 17
Fowl plague .......................................................... 89
Fravænningsdiarré................................................ 94
Furunkulose........................................................ 135
Fæcesprøver ......................16;54;55;63;65;73;74;83
Fæcessvaberprøver .........................................42;94
Fåre- og gedekopper ....................................101;135
Fåre- og gedepest ........................................101;135
G
Giardiose ......................................................136;144
Glässers sygdom .........................................50;51;57
Glässers sygdom)............................................... 136
Gumboro disease ............................................... 136
H
H. parasuis ................................................51;52;136
H. somnus ............................................................ 64
Haemophilus paragallinarum ................................ 90
HCC...................................................................... 95
Hepatitis contagiosa canis (HCC) ....................... 136
HEV ..............................................................136;158
HPAI ................................................................... 116
Hudlidelser.......................................................... 137
Hudparasitter ...................................................... 137
Hundesyge ......................................................... 137
Hvalpesyge..............................................95;103;137
Hydatidose.......................................................... 102
Hypertrofisk kardiomyopati ................................. 137
Hæmobarto-nella felis......................................... 137
Hæmorrhagisk enteritis........................................137
Hønsetyfus ...................................................102;137
I
I. suis ................................................................42;56
IB .......................................................................... 89
IBD ......................................................................137
IBR ......................................................................102
IBR/IPV................................................................138
IHN ...............................................................102;118
ILA/ISA ................................................................119
ILT ........................................................................ 89
Impetigo................................................................ 53
Impetigo contagiosa suis .....................................138
Indsendelse af materiale....................................... 80
Infektiøs bronchitis (IB)...................................89;138
Infektiøs Hæmatopoietisk nekrose (IHN) .............138
Infektiøs lakseanæmi (ILA/ISA) ...........................119
Infektiøs lakseanæmi (ISA)..................................139
Infektiøs laryngotracheitis ....................................103
Infektiøs laryngotracheitis (ILT) ............................ 89
Infektiøs laryn-gotracheitis (ILT) ..........................139
Infektiøs pankreas nekrose (IPLT).......................139
Influenza ..............................................................140
IPN ......................................................................103
IPV.......................................................................102
ISA................................................................102;119
Isospora suis ..........................................42;53;55;56
K
Kalvediarré .....................................................65;140
Karantæne............................................................ 21
Karpens forårsviræmi (SVC)................................141
Kaseøs lymfadenitis.............................................141
Keratoconjunctivitis............................................... 91
KHV ................................................................99;103
Klassisk svinepest ..........................101;111;141;155
Knuderosen .......................................................... 51
Koi herpesvirus (KHV) .........................................141
Kvægpest ..............................................101;109;142
L
Lawsonia intracellularis.........................45;46;47;142
Ledbetændelse..................................................... 52
Leptospirose ........................................................142
Leptospirose hos produktionsdyr .........................102
Leukose ...............................................................142
Leverikter.....................................................74;76;84
Listeria monocytogenes........................................ 80
Listeriose ........................................................87;142
LSD .....................................................................109
Luftvejsinfektioner hos kalve................................. 63
Luftvejsinfektioner hos svin................................... 36
Luftvejslidelser hos fjerkræ ................................... 89
Lumpy skin disease ...............................101;109;143
Lungebetændelse ................................................. 37
Lungeorm ........................................63;73;77;84;143
Løbetarmorm ........................................................ 76
Løbetarmstrongylider..............................66;73;75;83
163
M
Maedi-visna ........................................................ 102
Maedi-Visna (Lentivirus) ..................................... 143
malignt ødem...................................................... 144
Marek’s disease.................................................. 143
Marteilia refringens ............................................. 102
Mastitis ...........................................................79;143
Mavesår................................................................ 47
Mave-tarmparasitter ........................................... 144
Mikrocytos mackini ............................................. 102
Miltbrand................................................101;105;144
Miltbrands-emfysem ........................................... 144
Mink encephalopati............................................. 144
MKS.......................................................105;107;111
Mund- og klovesyge...............................101;105;145
Mycoplasma flocculare ......................................... 39
Mycoplasma gallisepticum ..............................90;103
Mycoplasma hyorhinis .......................................... 39
Mycoplasma hyosynoviae.................................51;52
Mycoplasma melagridis ...................................... 103
Mycoplasma meleagridis ...................................... 90
Mycoplasma synoviae .......................................... 90
Mykoplasma infektion ......................................... 145
Mykoplasmaledbetændelse ................................ 145
Mykoplasmer ........................................................ 63
Mykose ............................................................... 146
Myxomatose .................................................103;146
N
ND ...................................................................... 116
NE ....................................................................45;46
Nefropati Syndrom (PDNS) ................................ 150
Neospora .....................................................75;79;80
Neosporose ........................................................ 146
Nervøse symptomer hos pelsdyr .......................... 95
New duck syndrome ........................................... 146
Newcastle disease.......................17;89;102;116;149
Newcastle disease (ND) ..................................... 146
Nosematose ....................................................... 147
Nupah virus encephalitis..................................... 101
Nysesyge........................................................36;147
Næsesvaberprøver ......................................36;40;51
O
Oksens ondartede lungesyge ................101;110;147
ondartet beskelersyge ........................................ 101
Ondartet katarfeber ............................................ 147
Ondartet klovesyge............................................. 147
Ondartet lungesyge ........................................37;148
Orf ...................................................................... 148
Ornitose ........................................................103;148
Osteochondrose ................................................... 53
Ostertagia ...............................................73;76;83;84
P
P. multocida.................................................36;37;40
P. multocida toksin (PMT)..................................... 36
Parafiliaria bovicola............................................. 148
Parainfluenza-3(PI-3)...........................................148
Paramyxovirus ..............................................103;149
Parapox ...............................................................149
Parapoxvirus........................................................112
Parasitter hos får og ged ...................................... 83
Parasitter hos kvæg.............................................. 72
Parasitter hos svin ................................................ 53
Paratuberkulose .............................................68;149
Parvovirus.....................................................122;149
Pasteurella.........................................31;36;39;64;90
Pasteurella (fjerkrækolera) ..................................149
Pasteurella multocida ..................................36;39;90
Pasteurellose........................................................ 90
PCR-diarrepakke .................................................. 47
PCR-luftvejspakke ................................................ 41
PCV2 ..............................................................61;128
Perkinsus marinus ...............................................102
Perkinsus olseni ..................................................102
PHE ..................................................................45;46
PI-3....................................................................... 63
PIA........................................................................ 45
PI-dyr .................................................................... 69
Piroplasmose.......................................................150
Plasmacytose .................................................95;103
Plasmacytose (parvovirus) ..................................150
PMWS .................................................................151
Porcin Dermatitis .................................................150
Porcin epidemisk diarré (PED) ............................150
Porcin intestinal adenomatose (PIA)..................... 45
Porcin reproduktions- og respirations-sygdom
(PRRS) ................................................................. 57
Porcin respiratorisk coronavirus (PRCV) .............150
Porcint parvovirus (PPV) ...................................... 57
Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome
(PMWS) ................................................................ 61
PPV ...................................................................... 57
Proliferativ enteropati............................................ 45
Proliferativ enteropati (PIA, PHE) ........................151
Proliferativ nyresyge (PKD) .................................151
PRRS ..................................40;41;57;59;60;102;150
PRRSV ................................................................. 59
Prævalens ............................................................ 20
Pseudopox...........................................................151
Pseudorabies.......................................................151
Psoroptes ....................................................74;75;86
Pyelonefritis .........................................................151
Q
Q-feber ...........................................................71;151
Q-fever ................................................................102
R
Rabbit haemorrhagic disease .............................151
Rabies ............................................101;103;106;152
Ranavirus ............................................................103
Regional ileitis (RI) ............................................... 46
Reproduktionsforstyrrelser.................................... 57
RI......................................................................45;46
Rift Valley fever ...................................................101
Rift Valley Fever ..................................................152
Rift Valley fever (RVF) .........................................107
164
Ringorm (Dermatofytose) ................................... 152
Rotavirus ..............................................42;65;66;152
RVF .................................................................... 107
Rødmundsyge (ERM) ......................................... 152
Rødsyge .........................................................51;153
S
S. aureus .............................................................. 52
S. Dublin ............................................................... 67
S. suis...............................................................50;52
Salmonella............ 16;31;49;66;67;83;88;95;102;153
Salmonella Dublin................................................. 67
Salmonella gallinarum ........................................ 102
Salmonella pullorum ........................................... 102
Salmonellose ...................................48;67;91;95;102
Sarcoptes ..........................................53;55;74;75;86
Scrapie .............................................81;101;113;154
Sensitivitet ............................................................ 20
Septikæmi.........................................................49;50
Skab .....................................................55;56;76;154
Skabmider ........................................................74;86
Skrabprøver.......................................................... 75
Smitsom blæreudslæt......................................... 101
Smitsom blæreudslæt hos svin (SVD) ................ 111
Smitsom svinelammelse ........................101;111;154
Smitsomt blæreudslæt (SVD) ............................. 154
Snive .....................................................101;114;154
Sodeksem.......................................................53;154
Sopirochætal diarré ............................................ 154
Specificitet ............................................................ 20
Spolorm ................................................................ 56
Stafylokokmastitis ................................................. 79
Staphylococcus hyicus .....................................52;53
Streptococcus suis ......................................50;52;62
Streptokok-septikæmi ........................................... 50
Subklinisk salmonellainfektion .............................. 48
Sundhedsstatus.................................................... 22
Svaberprøver..........................................16;17;63;65
SVC ................................................................98;103
SVD ..............................................................101;111
Svinedysenteri ...................................................... 44
Svinedysenteri (Brachyspira hyodysente-riae).... 155
Svineinfluenza ...................................................... 40
Svinepest............................................................ 111
T
Tarmbrand (Clostridium perfringens type C)....... 155
Tarmlidelser........................................................ 155
Taura syndrom ................................................... 102
Teschen sygdom ................................................ 155
TGE ..............................................................102;155
Toxoplasma .......................................................... 79
Toxoplasmose .....................................................156
Trachealskylleprøver ............................................ 63
Transmissibel spongiform encephalopati (TSE) ..156
Transmissible gastroenteritis ...............................155
Trichomonas fetus ................................................ 17
Trichomoniasis ....................................................156
Trikinose .......................................................102;156
TRT ...................................................................... 89
TSE .....................................................................101
Tuberkulose...........................................101;108;157
Tularæmi .............................................................103
Tumorlidelser.......................................................157
Turkey rhinotracheitis (TRT) ................................157
U
Universel tarmblødning......................................... 46
Ureaplasma .......................................................... 63
Urinprøver............................................................. 16
V
Venezuelan equine encephalomyeltis .................101
Vesikulær stomatitis .....................................101;107
Vesikulær stomatitis (VSV) ..................................157
VHD.....................................................................103
VHS .......................................................102;117;119
Vibriose................................................................157
Viral hæmorrhagisk septikæmi (VHS)..................158
Virus enteritis (parvovirus) ...................................158
Virusabort (EHV-1) ..............................................158
Vomiting and wasting disease .............................158
VS........................................................................107
W
West Nile fever ....................................................101
White spot disease ..............................................102
Y
YDS .....................................................................159
Yellowhead disease.............................................102
Yersinia enterocolitica..........................................159
Ø
Ødemsyge ...................................................42;43;62
Å
A-avitaminose....................................................... 91
Dianova for dyrlæger
Veterinær diagnostik
Dianova A/S er et datterselskab
i DTU koncernen.
Hos os får du online adgang til dine laboratoriesvar og faglig rådgivning
fra specialister hos DTU Veterinærinstituttet og DTU Fødevareinstituttet.
Vi forhandler godkendt emballage, som du skal bruge ved pakning og
forsendelse af diagnostisk materiale.
Vi afhenter diagnostisk materiale på klinik eller hos landmand overalt i
Danmark.
Vacciner og sera
Bestil online på dianova.dk når du har bedst tid, send en bestillingsseddel
til fax 35 88 50 01 eller få personlig betjening på tlf. 35 88 50 00.
Vi leverer direkte med køletransport til praksis eller landmand overalt i
Danmark.
INCUBA Science Park Skejby
Brendstrupgårdsvej 102
8200 Århus N
www.dianova.dk
ISSN 0908-2727
Eftertryk og brug af citater er tilladt med kildeangivelse.
Tel: +45 35 88 50 00
Fax: +45 35 88 50 02

Fødevareindustrien

Transcription

Similar documents

orienteringsmateriale vedr. nye vindmøller ved nees vest

Opgavesæt gg4.pdf

Naturplejekvæg anpartsbevis.docx

Bilag - Den Danske Maritime Fond

Blomsterdesign: Modeugens nye blomst

Aktive danske forskningsmiljøer med projekter og viden

Novomatrix søger marketingsassistent

10. juni 2013 – ordinært møde

December 2012 - Dyrlæge Boysen

Genetisk artsbestemmelse af flagermus indsendt til undersøgelse for

Jeg vil avle med min toller.pdf