Desinfektion av virus i dricksvatten

Transcription

Desinfektion av virus i
dricksvatten
Emma Forsberg
Uppsats för avläggande av naturvetenskaplig masterexamen i
Miljö- och hälsoskydd 30 hp
Institutionen för biologi och miljövetenskaper, Göteborgs universitet
Juni 2012
Sammanfattning
Allvarliga problem med dricksvatten ansågs av många länge bara finnas i utvecklingsländer,
men på senare år har denna uppfattning ändrats efter ett antal stora sjukdomsutbrott relaterade
till dricksvatten i Sverige. Desinfektion i reningsverk med bland annat klor används för att
säkerställa att dricksvattnet håller tillfredställande kvalitet. Klors desinfektionseffekt är bäst
vid långa kontakttider, högt flöde, hög vattentemperatur och lågt pH. Ett mått på
desinfektionen är Ct-värdet, som är koncentrationen multiplicerat med effektiva kontakttiden
för de 10 % av vattnet som snabbast passerar desinfektionsutrymmet och med hänsyn till att
koncentrationen av klor minskar med tiden. Med hjälp av detta kan inaktiveringsgraden av
mikroorganismer vid en viss koncentration och kontakttid förutsägas. Det finns ett antal olika
mikroorganismer som kan orsaka sjukdomar relaterade till dricksvatten, bland annat
Campylobacter, norovirus och parasitära protozoer så som Cryptosporidium och Giardia
lamblia.
Hypotesen för detta arbete var att reduktionen av levande celler är ett bättre mått på
inaktivering av virus än vad reduktionen av indikatorbakterier är. Försöksmetoden i detta
arbete har varit att till pH-justerat filtratvatten från Lackarebäcks vattenverk tillsätta en viss
mängd kolifager av typen phix174. Kolifager är en form av bakteriofager som infekterar E.
coli. Till vattnet har sedan natriumhypoklorit, i tre olika koncentrationer, tillsats för att
desinficera vattnet. Prover har sedan tagits ut vid olika tidpunkter under det 90 minuter långa
försöket och analyserats med avseende på kolifager, levande celler, viruslika partiklar, fritt
och totalt klor, pH, TOC samt odlingsbara mikroorganismer.
Klors effektivitet som desinfektionsmedel mot bakterier beror på att klor orsakar fysiologiska
effekter hos bakterierna och främst på deras cellmembran. Virus, som har en enklare
uppbyggnad än bakterier, har färre mål för desinfektionsmedlen. De har heller ingen
metabolism, och därför utgör virusets kapsid och dess genom mål för desinfektionsmedlen.
För norovirus är det fortfarande oklart hur motståndskraftiga de är mot klor.
Resultatet av gjorda experiment visar på att den faktiska reduktionen av intakta celler över
hela 90-minutersperioden var större än eller likvärdig med den förväntade enligt Ctberäkningarna. Reduktionen av indikatorbakterier var initialt större än reduktionen av
kolifager och större än reduktionen av levande celler. Kolifagen phix174 hade en faktisk
reduktion som var betydligt större än den framräknade förväntade reduktionen och en stor del
av fagreduktionen skedde i initialskedet.
Slutsatsen är att reduktionen av intakta celler gav en betydligt bättre indikation på
virusinaktivering än reduktionen av indikatorbakterierna. Den använda kolifagen tycks vara
relativt klorkänslig, och ytterligare försök med mer klortåliga fager kan vara ett värdefullt
underlag för bedömningar av hur tåliga humanpatogena virus är mot desinfektion med klor.
1
Summary
Serious problems with drinking water have for a long time been seen as a problem only
existing in developing countries, but recently this have changed due to a number of outbreaks
of disease related to drinking water in Sweden. Disinfection with for example chlorine is used
to ensure that the water has a satisfying quality. Its disinfection efficiency improves with long
contact times, good mixture, high water temperature and low pH. To measure disinfection a
Ct-value can be used, which is the concentration times the effective contact time for the first
10 % of the water and with consideration of that the concentration decline over time. By these
means the inactivation rate at a certain concentration and contact time can be estimated. There
are several different microorganisms that can cause diseases related to drinking water, for
example Campylobacter, norovirus and the parasites Cryptosporidium and Giardia lamblia.
The hypotheses for this report were that the reduction of living cells is a better indicator for
virus inactivation than the reduction of indicator bacteria. The experimental approach was to
pH-adjust water from the water plant and to add coli phages. Coli phages are a form of
bacteriophages that infect coliform bacteria. After addition of sodium hypochlorite, at three
different concentrations, to disinfect the water samples were collected at different times
during 90 minutes. The samples were analyzed for coli phages, living cells, viruslike particles,
free and total chlorine, pH, TOC and growth of microorganism.
The effectiveness of chlorine as a disinfection substance against bacteria is due to its
physiological effects on the cell membrane. Viruses, which have a simpler structure than
bacteria, have fewer targets for disinfection substances. Viruses generally do not have a
metabolism and therefore the capside and the genome is usually the target for the disinfection
substances. It is still unclear how sensitive norovirus is against chlorine.
The results from these experiments show that the actual reduction of living cells over the
whole 90-minutes period where larger or equal with the expected reduction according to the
Ct-calculations. The reduction of indicator bacteria where initially larger than the reduction of
coliphages and overall larger than the cell reduction. The coliphage phix174 had a reduction
that was much bigger expected, and much of it occurred early.
The conclusion of the report is that decrease in living cells is a better indicator for virus
inactivation than the reduction of indicator bacteria. Phix174 seems to be very sensitive to
chlorine, and new experiments with more chlorine-resistant phages would lead to more
information that could be important to determine how sensitive human patogene viruses are to
disinfection with chlorine.
2
3
Innehållsförteckning
Sammanfattning ...................................................................................................................................... 1
Summary ................................................................................................................................................. 2
Innehållsförteckning................................................................................................................................ 4
1 Inledning............................................................................................................................................... 6
1.1 Dricksvattenrening ........................................................................................................................ 6
1.3 Problemställning.......................................................................................................................... 16
1.4 Syfte............................................................................................................................................. 16
1.5 Avgränsningar.............................................................................................................................. 16
2 Material och metod............................................................................................................................ 16
2.1 Försöksmetod.............................................................................................................................. 17
2.2 Provvatten ................................................................................................................................... 17
2.3 Temperering av provvatten......................................................................................................... 17
2.4 pH-justering av provvatten.......................................................................................................... 18
2.5 Kolifag-lösning – propagering av kolifager .................................................................................. 18
2.6 Tillsats av klor .............................................................................................................................. 18
2.7 Tillsats av klor och kolifager ........................................................................................................ 20
2.8 Kontakttid.................................................................................................................................... 23
2.9 Provtagning ................................................................................................................................. 24
2.10 Beskrivning av genomförda försök............................................................................................ 24
2.11 Mikrobiologiska och kemiska analyser...................................................................................... 29
3 Resultat............................................................................................................................................... 32
3.1 Resultat av litteraturstudien ....................................................................................................... 33
3.2 Resultat av genomförda försök ................................................................................................... 36
4 Diskussion........................................................................................................................................... 64
4.1 Problem med metoden ............................................................................................................... 64
4.2 Diskussion av analysresultaten.................................................................................................... 66
4.3 Beräkning av initial halt fritt klor och Ct-värden baserade på klorkurvan .................................. 70
4.4 Klors inaktiveringseffekt på virus ................................................................................................ 71
4.5 Levande celler som indikatormetod för virusinaktivering?......................................................... 72
4.6 Förslag på fortsatta försök .......................................................................................................... 74
5 Slutsatser ............................................................................................................................................ 74
4
Tackord .................................................................................................................................................. 75
Referenser ............................................................................................................................................. 75
Bilaga A. Analysresultat för försöken
Bilaga B. Beräkning av initial klorkoncentration och förväntad reduktion av kolifager respektive
levande celler
Bilaga C. Analysresultat för Lackarebäck filtrat nord och filtrat syd
Bilaga D. Analysresultat för Lackarebäck utgående dricksvatten
Bilaga E. Trend för levande celler i Lackarebäcks utgående dricksvatten samt i filtraten
Bilaga F. Trend för TOC för Lackarebäcks utgående dricksvatten samt filtraten
Bilaga G. Trend för fritt klor i Lackarebäcks dricksvattensnäcka och utgående dricksvatten
5
1 Inledning
Dricksvatten är ett av våra viktigaste livsmedel, och länge sågs problem med dricksvatten
bara vara kopplat till utvecklingsländer. Men de senaste åren har denna uppfattning
förändrats, bland annat på grund av sjukdomsutbrotten relaterade till dricksvatten i Östersund
2010 (Dahlberg, 2011) och Skellefteå 2011. I Göteborg beslutade kommunfullmäktige att
ultrafilter skulle installeras vid Lackarebäcks vattenverk i syfte att förebygga problem med
dricksvattenkvalitén redan innan de nämnda utbrotten ovan (Olof Bergstedt, muntligt). Enligt
the World Health Organisation (WHO) är Campylobacter, norovirus och parasiten Giardia
lamblia de vanligaste mikrobiella smittoämnena i dricksvatten. Utbrott av dessa, och speciellt
norovirus, är enligt WHO den största hälsorisken relaterad till dricksvatten i världen (WHO,
2008).
I dagsläget är det svårt att kvantifiera parasitära protozoer i tillräckligt låga halter i
dricksvatten eftersom de analysmetoder som används inte är tillräckligt känsliga för detta.
Riskvärderingen av påvisade halter försvåras mer av att standardanalyserna inte visar om de
är viabla (levande) eller inte. Problemen med virus är ännu svårare eftersom det
överhuvudtaget inte är möjligt att avgöra viabiliteten hos t.ex. humanpatogena norovirus i
vatten, utan det måste göras genom försök med frivilliga vilket inte är tillåtet i Europa. I dag
används ofta indikatorbakterier, såsom Escherichia coli (E. coli) för att påvisa förekomst av
mikrobiologiska föroreningar i vatten. De kan påvisa färsk fekal förorening, och då kan
slutsatsen dras att det också finns risk för förekomst av andra mikrobiologiska föroreningar.
Frånvaron av indikatorbakterier visar dock inte att smittämnen som är tåligare i miljön och i
dricksvattenberedningen inte skulle kunna finnas i skadliga halter (Dahlberg, 2011; Olof
Bergstedt, muntlig).
1.1 Dricksvattenrening
Enligt Livsmedelsverket gäller att ”dricksvatten ska vara hälsosamt och rent. Det ska anses
vara hälsosamt och rent om det − inte innehåller mikroorganismer, parasiter och ämnen i
sådant antal eller sådana halter att de kan utgöra en fara för människors hälsa” (SLV, 2001).
1.1.1 Mikrobiologisk barriär
En mikrobiologisk barriär är en del av reningsprocessen i ett vattenverk, som syftar till att
reducera antalet mikroorganismer i vattnet. I Sverige finns det krav från Livsmedelsverket att
det ska finnas ett tillräckligt antal mikrobiologiska barriärer i reningsprocessen (SLV, 2001).
Kravet utgår från vilken typ av råvatten som används (grundvatten eller ytvatten) samt vad
råvattnet har för mikrobiologisk kvalitet normalt sett. För att vara en mikrobiologisk barriär
krävs att den kan oskadliggöra patogener antingen genom avskiljning eller genom
inaktivering. Det finns ett antal metoder som kan fungera som mikrobiologiska barriärer,
6
bland annat primär desinfektion med klor, ozon och UV-strålning men också kemisk fällning
med efterföljande filtrering (Lindberg och Lindqvist, 2005).
1.1.2 Desinfektion
Desinfektion är ett effektivt sätt att bli av med oönskade mikrobiologiska föroreningar i
vatten. Idag används flera metoder för desinfektion och den vanligaste är kemiska
desinfektionsmedel så som klor eller ozon, som båda är oxidationsmedel, samt UV-strålning.
Fördelarna med kemisk desinfektion är att desinfektionsmedlet kan tillsättas på olika ställen i
reningsprocessen, och att det går att kombinerar flera olika kemiska desinfektionsmedel med
varandra. Fördesinfektion innebär att desinfektionsmedlet tillsätts direkt till råvattnet, medan
primärdesinfektion är det huvudsakliga desinfektionssteget, där medlet syftar till att inaktivera
mikroorganismer inne i reningsanläggningen. Utöver detta finns en sekundärdesinfektion,
som syftar till att ha långvarig effekt och inaktivera mikroorganismer ute på ledningsnätet.
Det finns ett antal olika faktorer som påverkar effekten av desinfektionen. För klor och ozon
är det främst följande faktorer (Shin and Sobsey, 2008; Ødegaard et al., 2009):
•
•
•
•
•
•
Kontakttiden mellan mikroorganismen och desinfektionsmedlet. Effekten av
desinfektionsmedel kommer i regel att öka med en längre kontakttid vid en bestämd
koncentration av desinfektionsmedlet.
Koncentrationen och typ av desinfektionsmedel. Olika mikroorganismer har olika
tolerans för olika desinfektionsmedel och för olika koncentrationer av dessa.
Flödet i utrymmet där desinfektionen sker.
Antalet mikroorganismer och art.
Vattnets sammansättning och dess temperatur. Bland annat kommer vattnets innehåll
av organiskt material, oxiderbart oorganiskt material och partiklar påverka effekten av
desinfektionen på olika sätt. Även pH, temperatur, alkalinitet etc. påverkar
desinfektionseffekten (Ødegaard et al., 2009)
Hydrauliska förhållanden så som reaktorns utformning och
omblandningsförhållandena i den (Shin and Sobsey, 2008).
När vatten desinficeras är det oftast tre olika mekanismer hos patogenerna som är i fokus
(EPA, 1999). Dessa är:
•
•
•
Att genom fokus på viktiga delar i cellerna, så som cellväggen eller funktionen av
semipermeabla membran, förstöra cellens uppbyggnad.
Att göra enzymerna som är inblandade i energimetabolismen ofunktionella.
Att genom att förhindra syntesen av proteiner, nukleinsyror och co-enzymer påverka
biosyntesen och tillväxten av patogenerna.
I vattenrening är det främst desinfektionsmedlets förmåga att oxidera eller förstöra cellväggen
och dess förmåga att diffundera in i cellen och där integrera med cellaktiviteterna som tros
påverka måttet av inaktivering tillföljd av desinfektion (EPA, 1999).
7
1.1.3 Desinfektion med klor
Klor används i olika former som desinfektionsmedel t.ex. klorgas (Cl2), natriumhypoklorit
(NaOCl) och kalciumhypoklorit (Ca(OCl)2). Vid tillsats av dessa olika former av klor till
vattnet, så kommer medlen att reagera på olika sätt och tre olika former av klor kan uppstå:
HOCl (underklorsyrlighet), OCl-( hypokloritjon) och Cl2 (molekylärt klor). Dessa tre brukar
kallas fritt tillgängligt klor och är den form av klor som ger mest effektiv desinfektion. Av de
tre är HOCl det bästa desinfektionsmedlet (Au and LeChevallier, 2004; Ødegaard et al.,
2009). Nedan beskrivs reaktionerna för Cl2, NaOCl och Ca(OCl)2:
• När klorgas reagerar med vatten sker följande rektioner;
(1) Cl2 + H2O ⇔ HOCl + HCl
(2) HOCl ⇔ H+ + OCl-
Reaktionerna är pH-beroende och reversibla. Om pH är 3,5 -5,5 kommer HOCl vara
den dominerande formen, mellan pH 5,5 och 8,0 kommer mängden av HOCl och OCl
vara i stort sett lika och vid pH över 8 kommer klor i OCl-formen att dominera.
(Au and LeChevallier, 2004; Ødegaard et al., 2009).
• Natriumhypoklorit bildas när klorgas löses upp i natriumhydrooxid. När
natriumhypokloriten sedan reagerar med vatten sker följande reaktion:
NaOCl + H2O ⇔ HOCl + Na+ + OH-
I denna reaktion bildas en OH- -jon som kommer höja vattnets pH (EPA, 1999).
• Fällningen vid upplösningen av klorgas i en lösning av kalciumoxid och
natriumhydrooxid kallas kalciumhypoklorit. När kalciumhypoklorit reagerar med
vatten sker följande reaktion:
8
Ca(OCl)2 + 2H2O ⇔ 2HOCl + Ca2++ 2OH-
Även denna reaktion kommer att höja vattnets pH (EPA, 1999).
Även NH2Cl (monokloramin), NHCl2 (dikloramin) och NCl3 (kvävetriklorid) används som
desinfektionsmedel. Dessa tre former kallas bundet tillgängligt klor och är mindre effektiva
som desinfektionsmedel än de tidigare nämnda grupperna (Ødegaard et al., 2009). Även de
klor som under initialförbrukningen, IF, av kloret binder till organiskt material kallas bundet
klor (Elisabeth Athley, muntligt).
Klordesinfektion är effektiv mot många av de patogener som förekommer i vatten. Dessutom
lämnar klor en kvarvarande produkt som är lätt att kontrollera. Klor är ekonomiskt försvarbart
att använda, och det finns mycket dokumenterat om hur klor använts på ett tillfredställande
sätt i vattenreningssituationer. De nackdelar som kan finnas är att när klor reagerar med
organiska och oorganiska ämnen i vattnet kan det bildas oönskade biprodukter så som
trihalometaner och andra halogenerade föroreningar. Dock anses risken för att de ska ha en
effekt på människors hälsa som liten i jämförelse med riskerna som finns om desinfektionen
istället skulle utebli (WHO, 2008; Ødegaard et al., 2009 ). Klor kan också vid höga doser ge
problem med lukt eller smak i vattnet (Ødegaard et al., 2009). Utöver förmågan att desinficera
vattnet från patogener är klor effektivt mot bland annat algtillväxt, reduktion av järn och
mangan och mot lukt och smakproblem i vattnet (EPA, 1999).
Klor är mycket effektiv mot bakterier. Klordesinfektionen kan dock få minskad verkan om
bakterierna är bundna i flockar eller till partiklar som skyddar dem mot desinfektionen. Höga
turbiditetsvärden kan också skydda mikroorganismer från desinfektion.
Desinfektionseffekten av klor är oftast högst vid höga kvarvarande halter av fritt klor, långa
kontakttider, god omrörning, hög vattentemperatur, lågt pH, låg turbiditet och låg förekomst
av ämnen som kan påverka desinfektionen. Det faktorer som påverkar desinfektionen mest är
pH och temperatur. Lågt pH är bäst, eftersom klor då främst finns i HOCl-formen som är den
effektivaste formen av klor (EPA, 1999).
1.1.4 Ct-begreppet
Ct-begreppet används vid dimensionering och drift av reningsanläggningar med ett
desinfektionssteg. Ct-värdet är koncentrationen multiplicerat med den effektiva kontakttiden
för de 10 % av vattnet som snabbast passerar desinfektionssteget, med hänsyn till att
koncentrationen hela tiden minskar. För att bestämma Ct-värdet behövs information om det
initiala och slutliga kloröverskottet, tiden mellan dessa samt den totala uppehållstiden
(Hartlid, 2009). Med hjälp av Ct-värdet kan inaktiveringsgraden vid en viss koncentration och
kontakttid förutsägas. Därigenom kan Ct-värdet användas för att beräkna hur stor reduktion
9
vattenverken har av mikroorganismer vid de olika mikrobiologiska barriärerna. Med hjälp av
detta kan olika desinfektionsmetoder och desinfektionsmedel jämföras. När ett
desinfektionsmedel tillsatts till vattnet kommer det omedelbart att börja ske en förbrukning av
ämnet, eftersom att det kommer att ske en oxidation av oxiderbara komponenter i vattnet.
Detta är initialförbrukningen, IF. Till detta kommer också ske en förbrukning av
desinfektionsmedlet under hela kontakttiden. Vanligtvis kan detta illustreras som
exponentiellfunktionen;
Cdos = Ci*e-kt
(Ekv. 1)
Där k är nedbrytningskonstanten för klor som beror av vattenkvaliten. Ci är initial
klorkoncentrationen och Cdos är klorhalten. Arean under kurvan representerar de Ct-värden
som mikroorganismerna upplevt under kontakttiden (Ødegaard et al, 2009). I figur 1 nedan
illustreras detta samband.
Figur 1. Illustration av initialförbrukning och förhållandet mellan initial koncentration fritt
klor och utgående koncentration fritt klor (Ødegaard et al., 2009).
I tabell 1 nedan visas olika Ct-värden för inaktivering av virus, bakterier och parasiter med
olika typer av klor och med ozon vid olika temperaturer och pH.
10
Tabell 1. Dimensionerade Ct-värden (mg*min/l) för inaktivering av bakterier, virus och parasiter
vid olika temperaturer och pH (Ødegaard et al., 2009).
3 log
inaktivering av
bakterier
4 C
0,5 C
3 log
inaktivering
av virus
4 C
0,5 C
Klor
pH < 7
pH 7-8
pH > 8
1,0
1,5
2,0
1,5
2,0
3,0
Kloramin
Klordioxid
Ozon
100
1,0
0,5
200 1500
1,5
20
0,75 1,0
4,0
6,0
8,0
2 log inaktivering av
parasiter av gruppen
Giardia
2 log inaktivering av
parasiter av gruppen
Cryptosporidium
4 C
0,5 C
4 C
0,5 C
6,0
8,0
12,0
75
100
175
100
150
250
i.a
i.a
i.a
i.a
i.a
i.a
2000
25
1,5
1750
25
1,5
2500
40
2,0
i.a
1000
30
i.a
1250
45
i.a inget angett. Ct-värdena är så höga att det inte är ointressanta för praktiska ändamål
I figur 3 nedan redovisas en figur med förhållandet mellan Ct-värde och pH. Figuren har
gjorts med hjälp av värdena för 3 log virusinaktivering vid 4 C i tabell 1 ovan. Figuren har i
resultatdelen använts till att beräkna förväntad reduktion av kolifager och levande celler
genom att avläsa ett Ct-värde som representerar ett visst pH. Det Ct-värdet som fås ut härifrån
gäller alltså vid en temperatur på 4 C och för en 3 log inaktivering av virus.
Figur 3. Förhållandet mellan pH och Ct-värde vid 4 C för 3 log virusinaktivering.
11
För att beräkna den förväntade log reduktion, den reduktion som kan förväntas vid de
försökförshållanden som hades vid försöken i denna rapport, har ekvation 2 nedan använts
tillsammans med de beräknade Ct-värdena, som fåtts från klorkurvan för varje koncentration:
Log IA = n * Ctberäknat/Ctnödvändigt
(Ekv. 2)
Där;
Log IA = Log inaktiveringsgrad (reduktion)
n = Nödvändig log inaktivering kopplad till Ctnödvändig
Ctberäknat = Beräknat Ct-värde (arean under klorkurvan)
Ctnödvändigt= Nödvändigt Ct-värde för att uppnå viss inaktivering.
Detta ger alltså den förväntade log reduktionen (Log IA) (Ødegaard et al, 2009).
Generellt mäts graden av inaktivering av mikroorganismerna som log inaktivering, eftersom
inaktivering mäts på en logaritmisk skala. Detta innebär att ett värde i procent
mikroorganismer som är inaktiverade av desinfektionen måste beräknas, och en lathund för
detta finns i tabell 2. En log inaktivering = 2 innebär alltså en procentuell inaktivering på
99,00 (Government of Newfoundland and Labrador, 2005).
Tabell 2. log inaktivering och procentinaktivering (Government of Newfoundland and
Labrador, 2005).
Log inaktivering
Procent
inaktivering
0.00
68.38
90.00
99.00
99.90
99.99
99.999
99.9999
99.99999
0.0
0.5
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
7.0
1.1.5 Dricksvattensberedning vid Lackarebäcks vattenverk
Vattnet som kommer in till Lackarebäcks vattenreningsverk kommer huvudsakligen från Göta
älv via Delsjöarna genom intaget i Lärjeholm. Råvattnet som tas in i ett vattenverk går först
igenom en grovrening som oftast sker med ett grovgaller och ett fingaller där större partiklar
och alger plockas bort. I nästa steg i reningsprocessen pH-justeras vattnet med hjälp av kalk
till pH 9,5 - 10, så att efterkommande fällningssteg ska fungera tillfredställande. I det kemiska
fällningssteget tillsätts aluminiumsulfat till vattnet, vilket gör att partiklar som finns i vattnet
bildar flockar, och flockarna drar till sig de ämnen i vattnet som gör råvattnet grumligt och ger
12
det viss färg. I detta steg sjunker pH till 6,5. Efter detta förs vattnet vidare till
sedimenteringsbassänger där flockarna kommer att sjunka eftersom de har högre densitet än
vattnet. I botten på bassängerna finns skrapor som skrapar bort slammet som samlas på
bottenytan. Vissa av flockarna är dock inte tillräckligt tunga för att sedimentera i bassängerna
utan dessa avskiljs när vattnet förs genom ett snabbfilter som består av aktivt kol. Kolet
adsorberar ämnen som annars kan ge viss lukt och smak i vattnet. Till sist, innan vattnet leds
ut till reservoarerna, tillsätts kalk, lut och kolsyra för att justera pH till cirka 8. Detta görs för
att undvika att vattnet utsätter ledningarna för korrosion. Slutligen tillsätts klor/klordioxid
som desinficerar vattnet (Göteborg Stad, 2011).
Pilotanläggning av ultrafilter
Inom Göteborg Vatten gör Lackarebäcks vattenverk i dagsläget ett försök med en
ultrafilteranläggning. Tanken är att installationen av ultrafilter vid vattenverket ska förbättra
vattenverkets mikrobiologiska barriär. Ultrafiltret har vid försök visat ge en reduktion av
somatiska kolifager (phix174) på >4 log. Reduktionen av viruslika partiklar har visat sig vara
ungefär 4 log (Kjellberg, 2011). I dagsläget håller Lackarebäcks vattenverk på att bygga ut
anläggningen med ultrafilter.
1.2 Mikroorganismer
Till mikroorganismer hör bland annat bakterier, protozoer, alger och virus. Mikroorganismer
finns överallt där det finns förutsättning för liv och därför finns de också naturligt i vatten. De
flesta mikroorganismer är icke-patogena, dvs. att de inte orsakar sjukdom. De faktorer som
kan påverkar förekomsten av mikroorganismer är bland andra pH, temperatur, ljus och
näringsämnen (Dahlberg, 2011).
1.2.1 Bakterier
Bakterier är mindre än protozoer men större än virus. Deras storlek och laddning är av stor
vikt för möjligheten att avlägsna dem via avskiljning i reningsprocessen. Bakterier är
encelliga och finns överallt i vår omgivning. De flesta bakterier är känsliga för desinfektion
och de har också ofta en dålig tillväxt i vattenverk, där tillväxtmöjligheterna för dem är dåliga
till följd av låga temperaturer och lite tillgång på näring inne i verken. Dock är deras
överlevnadsförmåga större vid lägre temperatur. De bakterier som hittills varit mest kopplade
till sjukdomsutbrott orsakade av dricksvatten är Campylobacter, Salmonella och E. coli O157
(Lindberg och Lindqvist, 2005; Dahlberg, 2011).
1.2.2 Virus
Kunskapen om virus är sämre än den om bakterier. Kunskaper om deras överlevnad och
förekomst i råvatten och dricksvatten är bristfällig och det är svårt att verifiera avskiljningen
av virus. Liksom för bakterier så är virus chans att överleva större vid lägre temperatur. Virus
13
har genetiskt material (DNA eller RNA) inneslutet i ett proteinskal (kapsid) och kan inte växa
utanför sin värdcell och inte heller föröka sig i vatten. Däremot krävs det endast en liten
mängd virus för att infektera människor, och desinfektion har inte alltid inverkan på virus, så
virus utgör därför ett hot mot människor och påverkar därigenom dricksvattnets kvalitet
negativt (Lindberg et al., 2005; Dahlberg, 2011).
Norovirus hör till familjen Calicivirus, som är den familj av virus som orsakar det vi kallar
vinterkräksjukan. Norovirus kräver bara 10-100 partiklar för att orsaka en infektion vilket
innebär att de är väldigt virulenta, och spridningen av dem sker både via kontaktsmitta och
genom aerosoler. Viruset har kort inkubationstid på 24-48 timmar och symptomen är
illamående, kräkningar och diarréer samt magsmärtor. Globalt antas norovirus orsaka 90 % av
alla icke-bakteriella och 50 % av alla epidemier och sporadiska fall av mag-tarminfektioner.
Norovirus består av enkelsträngat RNA som inte har något hölje (lipidhölje från
värdorganismens cellmembran) och norovirus är ett av de minsta virus som finns, med en
storlek på cirka 30 nm. Viruset är sfäriskt och har en enkel arvsmassa som bara kodar för ett
par proteiner, och arvsmassan är under ständig förändring. Detta har lett till att det finns ett
stort antal varianter av norovirus som till viss del har olika egenskaper. Totalt delas det in i
fem olika grupper (GI till GV) som baseras på deras genetiska likheter, genogrupp GII är den
grupp som står bakom de flesta av de rapporterade sjukdomsutbrott som finns dokumenterade.
Utbrotten av viruset är nära sammankopplat till mat- och vattenburen smitta och det sprids i
stor utsträckning från person till person, så kallad sekundär smitta (Dahlberg et al., 2010).
Virusets egenskaper gör att det har förutsättningar för spridning och på så vis också
förutsättningar för att orsaka sjukdomsutbrott. Dels krävs det ett fåtal partiklar för att orsaka
infektion, dels utsöndras viruset under lång tid efter det att den infekterade blivit av med
symptomen vilket gör att viruset sprids under längre tid. Viruset är stabilt och tål både att
frysas ner samt att upphettas till 60°C. Dessutom tros norovirus vara mycket
motståndskraftigt mot desinfektion och tåla höga koncentrationer av klor. Viruset når
dricksvatten bland annat genom otillräcklig rening av avloppsvatten eller i samband med
läckage av avloppsvatten vid extrem nederbörd då bräddning av avloppsvatten kan ske.
Spridning av norovirus är ofta svårt att begränsa i samband med misstanke om vattenburen
smitta, eftersom det inte finns några standardiserade metoder för att analysera förekomst av
viruset i vatten. Just utbrott orsakade av vattenspridning är mycket allvarliga eftersom många
människor riskerar att bli infekterade på kort tid, och när ett stort antal människor insjuknar
innebär det en belastning på samhället med stora kostnader som följd (Dahlberg et al., 2010).
Norovirus kan finnas kvar i vattenmiljöer under lång tid och gynnas av lägre
vattentemperaturer och är i regel motståndskraftiga mot miljömässig inaktivering. En
minskning av viruset kommer dock ske naturligt genom exponering för pH-variationer, solljus
och värme samt inaktivering genom kemiska processer (Dahlberg et al., 2010).
Enterovirus tillhör familjen Picornaviridae och familjen har tre underarter; coxsaxkievirus,
echovirus och poliovirus. Poliovirus kan nå ryggmärgen och då orsaka polio det vill säga
barnförlamning. Polio utrotades 1957 i Sverige tillföljd av vaccinationen mot polio.
14
Människor eller djur som blivit infekterade av viruset sprider det lät vidare eftersom att de
exkreerar stora mängder av det som då kan kontaminera bland annat råvatten. Spridning av
viruset ses som ett stort problem i länder där de sanitära förhållandena är dåliga. Enterovirus
är motståndskraftiga mot höga temperaturer och mot höga koncentrationer av natriumklorid
och på så vis tål det till viss grad klorering i reningsverk (Hällqvist, 2010).
Bakteriofager är virus som bara infekterar bakterier. Kolifager är en form av bakteriofager
som infekterar E. coli, och de kan fungera som indikatorer på fekal förorening i vattnet och
även som indikatorer på hur effektiv reningsprocess ett reningsverk har. Kolifager är enkla att
analysera och analyserna kan göras i ett vanligt mikrobiologisk laboratorium med snabba och
billiga metoder (WHO, 2008). När ett bakterievirus infekterar en stam av E. coli bildas det
som kallas en somatisk kolifag. Det första som sker i infektionsprocessen är att viruset binder
in till bakteriens cellvägg och att virusets genetiska material injiceras in i värdcellen där det
sedan amplifieras och tillföljd av detta bildas nya viruspartiklar. Detta kommer göra att
värdcellen lyserar och till slut spricker vilket gör att viruset sprids och då kan infektera andra
bakterieceller (Göteborg Vatten, 2010; ISO, 2000).
Phix174 är en somatisk kolifag som består av en cirkel enkelsträngat DNA som är omgiven av
ett skal av proteiner. Phix174 har en storlek på cirka 26-32 nm och har en kapsid som är gjord
för att hitta och infektera bakterieceller med sitt DNA. Phix174 attackerar E. coli och
infekterar den och får den att tillverka mer virus (Goodsell, 2010).
Fager delar många av de egenskaper som enteriska virus har bland annat: struktur,
sammansättning, morfologi, storlek och plats för replikation. Anledningen till att fager
används är att de är lättare att detektera än virus, och de metoder som används för att
detektera dem visar om de fortfarande är ineffektiva. Fager är på grund av dessa faktorer
lämpliga att använda som indikatororganismer för att bedöma virus beteende och
överlevnadsgrad vid vattenrening och desinfektion. Om fager hittas vid analys är det ett
tecken på att det även finns närvaro av enteriska virus. Om det inte finns några fager i vattnet
tyder det ofta på att det inte heller finns några enteriska virus i vattnet, eftersom antalet fager i
regel finns i mycket större antal än mängden virus. Faktorer som påverkar fagers överlevnad i
vatten är: densitet hos värdbakterie och fag, närvaro av partiklar, närvaro av organiska ämnen,
UV-ljus, ljus, temperatur, pH, koncentration och typ av joner, närvaro av mikroorganismer
(inte värdorganismen) (Grabow, 2001).
1.2.3 Protozoer
Parasitära protozoer som Cryptosporidium och Giardia har ingen tillväxt i vatten, men de
överlever länge i vatten och de har en god motståndskraft mot desinfektion. Dessutom krävs
de endast en låg dos av dem för att de ska orsaka infektion. Protozoernas storlek gör dock att
de är relativt lätta att avskilja i vattenverk, eftersom de är större än både virus och bakterier.
Protozoer är urdjur som är encelliga och är speciella på så vis att de genomgår ett cyststadium
som gör dem särskilt lämpliga att överleva under extrema förhållanden. Vanligen kan Giardia
och Cryptosporidium hittas i ytvatten i Sverige och det var Cryptosporidium som visade sig
15
orsakade sjukdomsutbrottet i Östersund 2010 (Lindberg och Lindqvist, 2005; Dahlberg,
2011).
1.3 Problemställning
Trots krav på mikrobiologiska säkerhetsbarriärer i de svenska vattenverken, når
mikroorganismer konsumenterna och kan i vissa fall orsaka sjukdom relaterade till dessa
(Dahlberg, 2011). Det är svårt att mäta halter av t.ex. virus i dricksvatten, eftersom att de ofta
innehåller väldigt låga halter av virus och oftast används olika indikatororganismer för att dra
slutsatser om det finns virus i vattnet eller inte. Men indikatororganismerna ger bara en
indikation på att det kan finnas virus i vattnet men det ger inget säkert resultat. På grund av
detta finns det en viss osäkerhet i hur effektiva desinfektionsstegen i dricksvattenverk faktiskt
är med avseende på virus.
1.4 Syfte
Syftet med denna studie var att genom försök på laboratoriet på Lackarebäcks vattenverk
bestämma desinfektionseffekten av slutklorering med avseende på virus i dricksvatten.
1.5 Avgränsningar
Försöken har begränsats till desinfektion med endast natriumhypoklorit (och inte andra typer
av klor exempelvis klordioxid), dels på grund av tidsbrist, dels på grund av att det inte fanns
någon utrusning uppsatt för denna analys på Lackarebäck då försöken gjordes.
Försöksmatrisen har också begränsats till endast en typ av kolifager (phix174), en temperatur
(cirka 4 C) och ett pH (8).
2 Material och metod
Arbetet inleddes med en litteraturstudie som fokuserades på desinfektion, mikroorganismer
och på vilka mekanismer som klor inaktiverar hos olika virus och bakterier. Den
följdes/kombinerades med laboratorieförsök där kolifager tillsattes till vattnet, och därefter
tillsattes klor i form av natriumhypoklorit för att desinficera vattnet. Försöken gjordes vid en
bestämd temperatur och ett pH. Prover togs ut från försöken och analyserades med avseende
på bland annat levande celler, viruslika partiklar och kolifager. Desinfektionseffekten i
försöken har jämförts med framräknade värden på förväntad reduktion för kolifager och
levande celler.
16
2.1 Försöksmetod
Den generella försöksmetoden var att filtratvatten från Lackarebäcks reningsprocess tappades
upp i 5 liters flaskor med kran dagen innan försöken. Vattnet pH-justerades sedan för att hålla
ett pH på cirka 8. Efter detta tillsattes en bestämd volym av kolifag-lösningen som hade ett
känt antal kolifager per milliliter till provvattnet. Sedan tillsattes klor i form av
natriumhypoklorit i 3 olika volymer för att få en initial koncentration fritt klor på cirka 0,2,
0,32 samt 0,5 mg Cl2/l i provvattnet. Försöksflaskans vatten blandades med hjälp av en
omrörare och flaskan ställdes tillbaka i kylen mellan provtagningarna för att behålla
temperaturen på provvattnet. I varje försöksomgång gjordes fem försök, en nolla utan klor och
kolifager och en kontroll med kolifager men utan klor samt tre flaskor med de tre olika
klordoser.
Det material som använts i försöken var: 5 liters glasflaskor med kran och kork, omrörare,
magnetomrörare, kylskåp, polyetenflaskor för kemisk provtagning, glasflaskor för
mikrobiologiskprovtagning med natriumtiosulfat, mikropipetter 10-100 µl och 100-1000 µl
samt pipettspetsar, 1M NaOH, natriumhypoklorit med 250 respektive 2740 mg Cl2/l och
termometer.
2.2 Provvatten
Proverna togs från filtratvatten i en provtagningsstation på vattenverket. Filtratvatten har gått
igenom samtliga reningssteg i vattenverket utom de slutliga stegen innefattande desinfektion
med klor och pH-justering innan vattnet går ut på rörnätet. Alltså innehöll provvattnet inget
klor och hade ett lägre pH än dricksvattnet. Normalt pH för filtrat-vattnet ligger runt 6,6 - 6,7
enligt bilaga C.
2.3 Temperering av provvatten
Temperering av provvattnet gjordes innan försöken. När vattnet togs från
provtagningsstationen i vattenverket låg dess temperatur runt 3,5 C. Temperering till cirka
4ºC gjordes i kylskåp över natt och vattnet kontrollmättes innan försöken startades.
Kontrollmätning av temperaturen i kylskåp och i försöksflaskorna gjordes ett par gånger per
dag innan försöken startade i ett försök att kartlägga de variationer som uppstod normalt i
kylskåpet. Slutsatsen av dessa mätningar var att temperaturen i övre och undre delen av
kylskåpet skiljde sig åt och att det var kallast i övre delen av kylskåpet. Temperaturerna i
försöksflaskorna varierade också mellan olika tider på dygnet med de variationerna som
normalt fanns i kylskåpet. Resultatet från tempereringsförsöken visar på att försöken i denna
rapport har utförts i ett temperaturintervall från 3,5 – 5,5 ºC. Temperaturen i själva kylskåpet
har legat på cirka 5 ºC.
Försöksflaskorna ställdes in i kylskåpet igen efter varje omrörning och provtagning.
Temperaturmätningar från de tidiga försöken har visat att under försökets 90 minuter har
temperaturen i försöksflaskorna ökat ungefär 1 C från sin ursprungstemperatur när denna
metod använts. Till tempereringen användes termometer, kylskåp, provvatten och 5 liters
försöksflaskor med kran och kork.
17
2.4 pH-justering av provvatten
Provvattnet pH-justerades med 1 M natriumhydrooxid (NaOH) till önskat pH. Försöken
gjordes med ett pH på cirka 8, för att efterlikna det pH som dricksvatten normalt har (se
bilaga D). För att fastställa vilken mängd 1M NaOH som krävdes för pH-justeringen gjordes
försök där 1,5 liter tempererat provvatten sattes på omrörning och sedan tillsattes små
mängder 1M NaOH i taget för att nå rätt pH. Den erhållna volymen 1M NaOH från försöken
omvandlades sedan till en volym 1M NaOH för att pH-justera försöksflaskorna på 5 liter.
Resultaten av pH-justeringen blev att till 1,5 liter vatten behövdes 130 µl 1M NaOH tillsättas
för att nå önskat pH och i försöket uppnåddes pH 8,10. Detta innebär att det till en 5 liters
försöksflaska behövde tillsättas 433 µl 1M NaOH.
Det material som användes var: 1M NaOH, 2 liters bägare, magnetomrörare, omrörare,
mikropipett 10-100 µl, pipettspetsar, pH-meter, termometer och provvatten.
2.5 Kolifag-lösning – propagering av kolifager
Kolifagerna som har använts i försöken är av typen phix174. De odlades fram i laboratoriet
genom att infektera en stamlösning med E. coli med virus. Virusen infekterar då samtliga E.
coli i lösningen. Stammen av phix174 kommer från Statens smittskyddsinstitut (SMI).
För att kunna propagera phix174 har först en färsk lösning av fag-inokulum gjorts. Den görs
genom att ta 100 ml MSB, 1 ml 14,6 %-ig CaCl2 och 4 ml övernattkultur av E. coli som sedan
inkuberas innan 10 ml av den ”gamla” phix174 stammen tillsätts. Vid propageringen av
phix174 har en övernatt kultur av E. coli tillsatts till 1000 ml MSB-buljong och 10 ml CaCl2.
Denna lösning har sedan inkuberats ett par timmar innan 10 ml fag-inokulum har tillsatts.
Därefter har lösningen återigen inkuberats. Lösningen har sedan fått stå i rumstemperatur över
natten och sedan har kloroform tillsats för att lysera E. coli-cellerna, efter en kvart hälls
kloroformen av och lösningen är klar. I denna lösning kan bara ett visst antal kolifager växa
fram och det är då direkt beroende av hur många E. coli som lösningen innehåller (Göteborg
Vatten, 2010; ISO, 2000). Halten av kolifager i försöksvattnet är från början 0. Tillsatsen av
kolifager anpassades så att filtratets normala tillstånd inte ändrades för mycket, men tillsatsen
skulle ändå vara så stor så att en reduktion på 104-1010 kunde ses i resultatet. Propageringen
av kolifager gjordes av personalen på laboratoriet.
Innehållet i MSB (Modified Scholtens Broth)-buljongen är en blandning av pepton,
jästextrakt, köttextrakt, NaCl, Na2CO3 lösning, MgCl2-lösning och milliQ-vatten (Göteborg
Vatten, 2010; ISO, 2000).
2.6 Tillsats av klor
Klor tillsattes i försöken i tre olika koncentrationer för att försöka få en initialhalt av fritt klor
på cirka 0,2 mg/l, 0,32 mg/l respektive 0,5 mg/l.
18
Koncentrerad natriumhypoklorit har en koncentration på ungefär 150 g klor/liter (Kjellberg,
2012) och har en molmassa på 74,5g/mol. Vid tillsats till vatten kommer natriumhypokloriten
att höja vattnets pH samt påverka vattnets alkalinitet (Haas, 1999). Koncentrationen av fritt
aktivt klor påverkas av initialförbrukningen av kloret och koncentrationen av totalt tillsatt
klor.
För att bestämma hur stor volym natriumhypoklorit som behövde tillsättas till provvattnet för
att uppnå önskade halter av initialt fritt klor så utfördes några testförsök. Där 1 liter
provvatten tempererades och pH-justerades och sedan tillsattes natriumhypoklorit i olika
volymer till flaskan. Försöken gjordes också med olika kontakttider för att säkerställa att en
eventuell initialförbrukning av kloret redan skett när provet tagits ut för analysen av halten
fritt klor. Det material som användes var: Natriumhypoklorit med koncentration 250
respektive 2740 mg Cl2/l, 1 liters glasflaskor med kork, magnetomrörare, omrörare, polyeten
flaskor för provtagning, mikropipett 10-100 µl och 100-1000 µl, pipettspetsar, bägare,
termometer, 1M NaOH, tidtagarur, provvatten.
Till de första försöken användes en natriumhypoklorit-lösning som hade en klorkoncentration
på 2740 mg Cl2/l, och resultaten från försöken återfinns i tabell 3 nedan.
Tabell 3. Uppmätt halt fritt klor (mg Cl2/l) vid olika klortillsatser till pH-justerat provvatten,
natriumhypoklorit koncentration 2740 mg Cl2/l.
Försök
Tillsats
klor(µl)
Kontakttid
(sek)
pH-justering
1M NaOH
(µl)
Start
temperatur(ºC)
Volym
(l)
Fritt
klor
(mg/l)
1
3100
30
86,6
5,1
1
11
2
94
30
86,6
4,2
1
0,24
3
125
30
86,6
3,9
1
0,33
4
189
30
86,6
7
1
0,52
5
125
90
86,6
7,1
1
0,34
6
94
30
86,6
-
1
0,19
7
125
30
86,6
-
1
0,31
8
189
30
86,6
-
1
0,55
I de första försöken användes 470, 625 respektive 945 µl för att uppnå de tre initiala
klorkoncentrationerna av fritt klor i fem liters flaskorna. Alltså den volym som visades sig ge
rätt klorkoncentration i 1 liters flaskan gånger fem ex. 94 µl*5= 470 µl.
19
I nästkommande försök användes den natriumhypoklorit-lösning med koncentrationen 250
mg Cl2/l. Resultaten från detta försök visas i tabell 4 nedan.
Tabell 4. Uppmätt halt fritt klor (mg Cl2/l) vid olika klortillsatser till pH-justerat provvatten,
natriumhypoklorit koncentration 250 mg Cl2/l.
Försök
Tillsats
klor(µl)
Kontakttid
(sek)
pH-justering
1M NaOH (µl)
Start
Volym(l)
temperatur(ºC)
Fritt
klor
(mg/l)
1
1430
30
86,6
6
1
0,19
2
2300
30
86,6
7,7
1
0,38
3
3600
30
86,6
7,9
1
0,67
4
1936
30
86,6
-
1
0,34
5
2700
30
86,6
-
1
0,47
Volymerna natriumhypoklorit som tillsattes i 5 liters flaskorna var 7,2, 9,7 respektive 13,5 ml
för att uppnå de tre önskade koncentrationerna av fritt klor initialt. Alltså den volym som
visades sig ge rätt klorkoncentration i 1 liters flaskan gånger fem ex. 1430 µl*5= 7150 µl =
7,2 ml.
2.7 Tillsats av klor och kolifager
När kolifagerna tillsattes till vattnet (5 ml kolifager till 5 liter vatten) upptäcktes problem med
klortillsatsen, eftersom kolifagerna och den buljong, MSB, de fanns i förbrukade allt fritt klor.
Därför gjordes ytterligare försök för att fastställa orsaken till den snabba förbrukningen av
fritt klor och hur försöket skulle utformas för att kringgå detta problem. De alternativ som
fanns var att det var antingen MSB-buljongen, kolifagerna eller de E. coli som finns kvar i
lösningen som förbrukade det fria kloret.
Ett försök gjordes först med samma försöksförutsättningar som det första försöket men med
en tillsats av endast 0,5 ml ofiltrerad kolifag-buljong till 5 liter provvatten, men även detta gav
en snabb initialförbrukning av klor och försöket avbröts innan ytterligare analyser gjordes.
Resultaten från dessa två första försök återfinns i resultatdelen i denna rapport under avsnitt
3.2.2 och 3.2.3.
För samtliga kommande avsnitt 2.7.1 – 2.7.5 användes följande material; Natriumhypoklorit
med koncentration 2740 mg Cl2/l respektive 250 mg Cl2/l, 1 liters glasflaskor med kork,
magnetomrörare, omrörare, polyeten flaskor för provtagning, mikropipett 10-100 µl och 1001000 µl, pipettspetsar, glasbägare, termometer, 1M NaOH, tidtagarur, MSB-buljong,
provvatten, kolifag-lösning, LTLSB-buljong, centrifug med varvtal 6000 rpm, 5ml
plastsprutor, 0,2 µm filter (Whatman, Anotop 25 0,02 µm cat.,
20
No. 6809-2002. Inorganic membrane filter, 0,02µm 25mm 50 units.), 0,45 µm filter (Filtropur
S 0,45. LOT 10358103. REF. 831826. Från Starstedt.), 0,02 µm filter och falconrör 50 ml (50
ml polypropylene, 30*115mm, från Becton Dickinson Labware).
2.7.1 Försök med MSB-buljong
I tabell 5 återfinns resultaten från försök gjorda endast med MSB-buljongen, utan innehåll av
kolifager och E. coli. Försöken gjordes för att kunna se om det var MSB-buljongen i sig som
förbrukade allt fritt klor.
Till en liter pH-justerat provvatten tillsattes en viss mängd MSB-buljong och sedan 125 µl
natriumhypoklorit. Ett prov togs ut efter 30 sekunders kontakttid. Från resultaten kunde
konstateras att det verkade vara MSB-buljongen som förbrukade det fria kloret då tillsats av
bara MSB-buljong till filtrat-vattnet även det gav stor förbrukning av fritt klor.
Tabell 5. Resultat av försök med olika tillsatser av MSB-buljong och kolifag-lösning för att
fastställa orsaken till den stora förbrukningen av fritt klor.
Nr.
Innehåll i försöksflaska
MSB
(ml)
V(l) Klor(µl)
1M
NaOH(µl)
Fritt
klor
(mg/l)
Totalt
klor(mg/l)
1
MSB + filtrat + klor
0,1
1
125
86,6
<0,03
0,44
2
MSB + filtrat + klor
0,01
1
125
86,6
0,28
0,42
3
MSB + filtrat +klor
0,01
1
125
86,6
0,28
0,43
4
Kolifag-lösning + filtrat +
klor
0,01
1
125
86,6
0,28
0,41
Det sista försöket, nummer 4, gjordes för att se hur stor klorförbrukningen var vid tillsats av
en låg volym kolifag-lösning och som framgår i tabell 5 är klorförbrukningen inte längre lika
stor. Men volymen, 10 µl, är en för liten tillsats av kolifag-lösningen för att en tillräckligt stor
reduktion av kolifager ska kunna ses i försöken.
Till följd av dessa resultat gjordes ytterligare försök för att försöka filtrera bort så stor del av
MSB-buljongen som möjligt för att försöka komma förbi problemet att den förbrukar så
mycket fritt klor, beskrivning och resultat av dessa försök återfinns i avsnitten nedan.
2.7.2 Filtrering av kolifag-lösning med 0,2 µm respektive 0,45 µm filter
En mindre tillsats av kolifaglösningen minskade förbrukningen av fritt klor men
förbrukningen var fortfarande för stor för att kunna uppnå de klorkoncentrationer som var
tänkta med försöken från början. Och en tillsats på 0,05 ml av kolifaglösningen till 5 liter
21
vatten var för liten för att tillräckligt stor reduktion av fagerna skulle kunna ses. På grund av
detta gjordes ett försök med att filtrera kolifaglösningen genom ett 0,45 µm filter och sedan
tillsattes den filtrerade lösningen i låg volym till 1 liter pH-justerat provvatten dit också 125
µl natriumhypoklorit tillsattes. Från detta uppmättes ett värde på fritt klor till 0,25 mg/l vilket
innebär att det inte verkade finnas någon skillnad i klorförbrukning mellan filtrerad (0,45 µm)
och ofiltrerad tillsats av kolifag-lösning. Innan försöket gjordes sattes ett prov med filtrerad
kolifag-lösning för att se hur mycket kolifager som förloras genom filtreringen. Det visade sig
att denna förlust var mycket liten och filtrerad mängd kolifager hamnade på 8,7*108 pfu/ml
jämfört med normalhalten som brukar ligga runt 2,9*109 pfu/ml.
När 0,45 µm filtret inte hade någon effekt gjordes ett försök att filtrera kolifaglösningen
genom ett 0,2 µm filter. Kolifaglösningen filtrerades först och sedan tillsattes 10 µl
kolifaglösning till 1 liter pH-justerat vatten och sedan tillsattes 125 µl natriumhypoklorit.
Halten fritt klor uppmättes då till 0,23 mg/l vilket tydde på att filtreringen med 0,2 µm inte
heller hade gett någon effekt.
2.7.3 Försök med LTLSB-buljong
Ett försök gjordes med LTLSB-buljong för att se om den buljongen förbrukar lika mycket
klor som MSB-buljongen. Tanken var att om LTLSB-buljongen inte förbrukar lika mycket
klor så fanns det en möjlighet att försöka propagera upp kolifagerna i den istället för i MSBbuljongen. Resultatet av detta var dock att även LTLSB-buljongen förbrukade mycket klor
och vid en tillsats av 0,1 ml LTLSB-buljong till 1 liter pH-justerat provvatten och med 125 µl
natriumhypoklorit så var halten fritt klor <0,03 mg/l alltså under detektionsgränsen.
2.7.4 Centrifugering av kolifaglösning
Ett försök gjordes att centrifugera kolifaglösningen för att separera kolifagerna från övrig
lösning. Centrifugeringen gjordes med 6000 rpm (rotations per minut) under 20 minuters tid
och sedan gjordes ett försök där 10 µl av den centrifugerad kolifag-lösning tillsattes till 1 liter
pH-justerat provvatten. Där efter tillsattes 125 µl natriumhypoklorit till vattnet och ett prov
togs ut för analys och halten fritt klor mättes till 0,24 mg/l. Detta innebar alltså att
centrifugeringen inte heller minskade förbrukningen av fritt klor.
2.7.5 Filtrering och backspolning av kolifaglösningen med 0,2 µm respektive
0,02 µm filter
Då ingen av ovanstående lösningar gav ett tillfredställande resultat gjordes försök att först
sprutfiltrera kolifaglösningen genom ett 0,2 µm filter. Efter det sögs denna lösning upp genom
ett 0,02 µm upp i sprutan. Tanken var då att kolifagerna skulle fastna på filtret och att
buljongen skulle följa med genom filtret in i sprutan. Sedan togs filtret av och buljongen
sprutades ut ur sprutan (1,8 ml). Efter det sattes filtret på igen och ultrafiltrerat vatten sögs
upp i sprutan för att skölja rent kolifagerna från så mycket buljong som möjligt. Tillsist drogs
dubbelt så mycket ultrafiltrerat vatten upp som buljong (3,6 ml) i sprutan utan filter, filtret
22
sattes på igen och vattnet pressades genom filtret i ett försök att då skölja med kolifagerna.
Kvar fanns då en lösning bestående av till stor del kolifager (med små rester av buljong kvar)
samt ultrafiltrerat vatten.
På detta sattes sedan prov för att analysera kolifager för att se hur stor förlust av kolifager som
uppstod längs processen, resultatet av detta var att i den ofiltrerad phix174 räknades antalet
till 1,20*109 och mängden i provet där phix174 filtrerats enligt ovan mättes till 1,70*108.
Genom filtreringen har alltså en tiopotens förlorats i mängden kolifager. Kolifaglösningen
testades sedan i 1 liters flaskor där 0,1 ml respektive 2 ml av den filtrerade kolifaglösningen
tillsattes till pH-justerat provvatten och sedan tillsattes 125 µl natriumhypoklorit, resultatet
finns i tabell 6.
Tabell 6. Uppmätta halter av fritt klor (mg Cl2/l) vid tillsats av en kolifaglösningen som är
filtrerad genom ett 0,2 µm filtrerad och sedan backspolad genom ett 0,02 µm filter till 1 liter
pH-justerat provvattnen.
Försök
1
2
V (l)
1
1
1M NaOH (µl)
86,6
86,6
Klor (µl)
125
125
Kolifager (µl)
100
2000
Fritt klor (mg/l)
0,28
<0,03
Som resultatet i tabellen visar så blev resultatet tillfredställande vid tillsats av 0,1 ml kolifaglösning men vid större tillsats så var klorförbrukningen återigen för stor. Slutsatsen av detta
var att försöken kunde köras med en tillsats av 0,5 ml till 5 liter provvatten av den kolifaglösning som först är filtrerad genom ett 0,2 µm filter och sedan backspolad genom ett 0,02 µm
filter.
Efter detta gjordes en större mängd av lösningen som skulle räcka till samtliga försök. Även
denna lösning analyserades med avseende på kolifager och resultatet blev att lösningen
innehöll 1,6*108 pfu/ml. Denna gång användes ett 0,45 µm filter istället för 0,2 µm filtret.
Detta kunde göras då tidigare försök visat att båda filtren verkade ha ungefär samma effekt på
kolifagerna. Denna lösning användes sedan genom försöken och har kontrollerats vid varje
försöksomgång så att den bibehöll samma halt av kolifager. Resultat från detta finns i avsnitt
3.2.1 i denna rapport. Lösningen förvarades i ett falconrör i ett kylskåp med en temperatur
runt 6-7 C.
2.8 Kontakttid
Den längsta kontakttiden i försöken är relaterad till den effektiva kontakttiden av klor i
reservoarerna på Lackarebäcks vattenverk. I vattenverket är den 84 minuter (Elisabeth Athley,
muntligt) och därför bestämdes det att försöken skulle pågå i 90 minuter.
23
2.9 Provtagning
Provtagning gjordes vid fyra olika tillfällen under försökens gång, ett innan klortillsatsen (T=
-1 min), ett direkt efter klortillsats (T=1 min), ett efter 45 minuter och ytterligare ett prov togs
efter 90 minuter. Proverna för mikrobiologisk analys togs i glasflaskor som innehöll
natriumtiosulfat. Natriumtiosulfat gjorde så att kloret inaktiverades så att det inte fortsatte att
utöva desinfektionseffekt efter provtagningen. Proverna för kemisk analys togs i
polyetenflaskor som fylldes helt för att undvika luftbubblor. Om det fanns luftbubblor i
flaskan var det möjligt att kloret skulle ”sticka iväg” vilket i sin tur skulle göra att analysen av
klor ger för låga värden. I proverna för kloranalys tillsattes heller ingen natriumtiosulfat till
provflaskan. Analysen av klor gjordes så fort efter provtagning som möjligt. Proverna togs
upp till laboratoriet för analys direkt efter provtagningen.
2.10 Beskrivning av genomförda försök
I avsnitten nedan beskrivs de olika försöken som genomförts närmare. I tabellerna listas
försöksförutsättningarna med vilka tillsatser som gjorts och vid vilka tider provtagningen
gjorts.
2.10.1 Försök 1 med den mellersta klorkoncentrationen, 2012-02-28
Det första försöket gjordes med enbart den mellersta klorkoncentrationen och med en kontroll
(flaska 2) med filtrat och kolifager för att säkerställa att antalet kolifager, viruslika partiklar
och levande celler var konstanta under försökets gång. I detta försök gjordes även en
kompletterande provtagning där natriumhypoklorit tillsattes till filtratvatten för att kontrollera
att natriumhypokloriten fungerade som den skulle göra. I tabell 7 nedan återfinns
försöksförutsättningarna för försöket. I försöket användes den första lösningen av
natriumhypoklorit som hade en koncentration på 2740 mg Cl2/l och den ofiltrerade
kolifaglösningen.
24
Tabell 7. Försöksförutsättningar för försök 1 som gjordes 2012-02-28 med den mellersta
klorkoncentrationen och en kolifag-tillsats på 5 ml till 5 l provvatten.
Försöksflaska
Innehåll försöksflaska
pH-justering med 1 M NaOH (µl)
Tillsatt volym natriumhypoklorit
(µl)
Initialt fritt klor (mg/l)
Mängd kolifager (ml) Ofiltrerad
lösning
Starttemperatur (ºC)
Extra
Filtrat +
klor
433
625
2
Filtrat+kolif.
4
Vatten + kolif. + klor
433
0
433
625
0,32
-
0
5
0,32
5
x
x
x
x
x
4
Provtagning
T=0 (innan klor)
T=1
T=45min
T=90min
x
I det andra försöket användes den mellersta klorkoncentrationen och en lägre tillsats av den
ofiltrerade kolifaglösningen än i försök 1 ovan. I försöket användes en kontroll med filtrat och
kolifager för att kontrollera att halten av de olika mikrobiologiska parametrarna hölls konstant
genom försöken. Försökets förutsättningar presenteras i tabell 8 nedan. I försöket användes
den första lösningen av natriumhypoklorit som hade en koncentration på 2740 mg Cl2/l.
Tabell 8. Försöksförutsättningar för försök 2 gjort med den mellersta klorkoncentrationen
och en kolifag-tillsats på 0,5ml till 5 l provvatten, 2012-03-01
Försöksflaska (5l)
Tillsatt volym natriumhypoklorit (µl)
Mängd kolifager (ml) Ofiltrerad lösning
Provtagning
T=0 (innan klor)
T=1
T=45min
T=90min
2
Filtrat+kolif.
433
0
0
0,5
4,9
4
Filtrat + kolif. + klor
433
625
0,32
0,5
3,8
x
x
25
x
x
x
Försök 3 gjordes med den mellersta klorkoncentrationen, alltså en tänkt klorkoncentration på
cirka 0,32 mg/l i initialhalt fritt klor samt en blank med bara pH-justerat filtratvatten och med
en kontroll med pH-justerat filtratvatten samt kolifager. I tabell 9 och 10 finns
försöksförutsättningar för försöket. I försöket användes den första lösningen av
natriumhypoklorit som hade en koncentration på 2740 mg Cl2/l. Försöket gjordes med den
kolifaglösning som var filtrerad genom ett 0,45 µm samt backspolad genom ett 0,02 µm filter.
Tabell 9. Försöksförutsättningar för försök 3 gjort med den mellersta klorkoncentrationen
och filtrerad kolifaglösning, 2012-03-15.
Mängd kolifager (ml) (0,45µm och 0,02 µm)
Provtagning
T=0 (innan klor)
T=1
T=45min
T=90min
2
Filtrat+kolif.
433
0
0
0,5
5,2
4
Filtrat + kolif. + klor
433
625
0,32
0,5
5,2
x
x
x
x
x
Provtagning i flaska 2 har gjorts vid tid noll och vid 90 minuter. Detta för att kunna
säkerställa att ingenting har förändrats naturligt i försöksflaskan under försökstiden. I flaska 4
har prover tagits vid tid 0,25,1, 10, 45 och 90 min. Att inget prov tas vid tid noll i flaska 4 är
för att innehållet i försöksflaska 2 och 4 är samma vid tid noll och därför har bara provet tagits
ut i försöksflaska 2 för att kunna hålla nere antalet analyser. Detta gäller för samtliga fortsatta
försök.
26
Tabell 10. Försöksförutsättningar för försök 3 och försöksflaska 4 med den mellersta
klorkoncentrationen och filtrerad kolifag-lösning, 2012-03-15.
Tid (min)
Filtrat +
kolif. + klor
Kolifager
VLP
Levande celler
Tot/fritt
klor
Mikroorg.
3d (1ml)
0,25
1
10
45
90
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
Flaska 4
Mikroorg.
3d
(100ml)
x
x
x
-
I detta försök togs prover ut vid 2 extra tillfällen i försöksflaska 4 i ett försök att kunna följa
klorets omedelbara initiala förbrukning.
Försök 4 gjordes med den mellersta klorkoncentrationen, alltså initial halt fritt klor cirka 0,32
mg/l och med en kontroll med pH-justerat filtratvatten samt kolifager. I försöket användes den
första lösningen av natriumhypoklorit, som hade en koncentration på 2740 mg Cl2/l. Försöket
gjordes även med den kolifag-lösning som var filtrerad genom ett 0,45 µm samt backspolad
genom ett 0,02 µm filter. I tabell 11 finns försöksförutsättningarna för försöket.
Tabell 11. Försöksförutsättningar försök 4 med den mellersta klorkoncentrationen samt med
filtrerad kolifaglösning, 2012-03-22
Mängd kolifager (ml) (0,45µm och 0,02 µm)
Provtagning
T=0 (innan klor)
T=1
T=45min
T=90min
2
Filtrat+kolif
4
Filtrat+ kolif. + klor
433
0
0
0,5
3,9
433
625
0,32
0,5
5,3
x
x
x
x
x
x
27
2.10.4 Försök 5 med samtliga tre klorkoncentrationer, 2012-03-29
Det femte försöket gjordes med samtliga tre klorkoncentrationer (flaska 3-5) och en blank
(flaska 1) med bara pH-justerat filtratvatten och med en kontroll (flaska 2) med pH-justerat
filtratvatten samt kolifager. I försöket användes den nyare lösningen av natriumhypoklorit
som hade en koncentration på cirka 250 mg Cl2/l samt den kolifaglösning som filtrerats
genom ett 0,45 µm och som backspolats genom ett 0,02 µm filter. I tabell 12 återfinns
försöksförutsättningarna för försöket.
Tabell 12. Försöksförutsättningar för försök 5 med samtliga tre klorkoncentrationer och med
pH-justering med 1 M
NaOH (µl)
Tillsats
natriumhypoklorit konc.
250mg Cl2/l. (ml)
Mängd kolifager (ml)
(0,45µm och 0,02 µm)
Provtagning
T=-1 (innan klor)
T=1
T=45min
T=90min
1
Filtrat
2
Filtrat +
Kolif.
3
Filtrat + kolif.
+ klor
4
Filtrat +
kolif. + klor
5
Filtrat +
kolif. + klor
433
433
433
433
433
0
0
7,2
9,7
13,5
0
0
0
0,5
0,2
0,5
0,32
0,5
0,5
0,5
4,7
4,7
4,5
5,8
6,2
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
Försök nummer 6 gjordes som en upprepning av försök nummer 5 med samtliga tre
klorkoncentrationer (flaska 3-5) och en blank (flaska 1) med bara pH-justerat filtratvatten och
med en kontroll (flaska 2) med pH-justerat filtratvatten samt kolifager. Även i detta försök
användes den nyare lösningen av natriumhypoklorit som hade en koncentration på cirka 250
mg Cl2/l samt den kolifag-lösning som filtrerats genom ett 0,45 µm samt backspolats genom
ett 0,02 µm filter. I tabell 13 finns försöksförutsättningarna för försöket uppdelat för
respektive försöksflaska.
28
Tabell 13. Försöksförutsättningar för försök 6 med samtliga 3 klorkoncentrationer och
pH-justering med 1 M
NaOH (µl)
Tillsats natriumhypoklorit
konc. 250mg Cl2/l. (ml)
Mängd kolifager (ml)
(0,45µm och 0,02 µm)
Provtagning
T=-1 (innan klor)
T=1
T=45min
T=90min
1
Filtrat
2
Filtrat +
Kolifager
3
Filtrat +
kolif. + klor
4
Filtrat +
kolif. + klor
5
Filtrat +
kolif. + klor
433
433
433
433
433
0
0
7,2
9,7
13,5
0
0
0
0,5
0,2
0,5
0,32
0,5
0,5
0,5
4,6
4,6
4,4
5,9
5,9
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
x
2.11 Mikrobiologiska och kemiska analyser
2.11.1 Analys av levande celler
I denna analys användes en epifluorescensmetod där både levande och döda celler kunde
räknas. De levande cellerna, som har ett intakt cellmembran, fluorescerade ett grönt ljus och
de döda cellerna, med skadat cellmembran, fluorescerade ett rött ljus. Utförandet började med
att en känd provvolym filtrerades genom ett polykarbonatfilter och sedan färgades cellerna
som fastnat på filterytan med flourokromerna SYTO9 och propidiumjodid. SYTO9 är grön
nukleinsyrafluorokrom som färgar alla celler, levande som döda. Propidiumjodiden kallas röd
nukleinsyraflourokrom och färgar bara de celler som har skadat cellmembran. Efter
infärgningen undersöktes filtren i fluorescensmikroskop med ett påfallande UV-ljus och de
gröna respektive röda cellerna räknades beroende på vad som efterfrågades. I analyserna i
detta arbete har de gröna cellerna räknats, alltså de celler som är levande. De skillnader som
uppstår i fluroscensintensitet beror på hur stor mängd flurokrom som bundits in till cellerna
och det beror i sin tur på hur mycket DNA respektive RNA som finns i cellen (Göteborg
Vatten, 2005b; SIS, 1993).
Uträkningen av antalet celler görs enligt (Göteborg Vatten, 2005b; SIS, 1993):
X= C*Ae/n*V*As
(Ekv. 3)
29
Där;
X= antalet bakterier per ml prov.
C= totala antalet bakterier i alla räknade synfält
n= antal räknade fält
V= provvolym
Ae= effektiva filterytan (innerdiametern på trattarnas nedre del).
As= Räknefältsyta (mm2) vid 1000x
Synfält = 0,041 mm2
Ruta = 0,000098 mm2
Materialet som används vid analysen var ett fluorescensmikroskop, polykarbonatfilter,
mikropipett, vakuumsug, filter-anordning, pincett, objektglas, täckglas, monteringsvätska,
brännare, etanol 75 % och färglösning (SYTO9 och propidiumjodid).
2.11.2 Analys av viruslika partiklar - VLP
Analysen av viruslika partiklar utfördes med epiflourescensmikroskopi med hjälp av SYBR
Green I. Först filtrerades en bestämd provvolym genom ett aluminiumoxidfilter som gjorde att
viruspartiklarna ansamlades på filterytan. Filtret färgades sedan med flourokromen SYBR
Green I som binder till dubbelsträngat DNA, och de komplexen som innehöll DNA
absorberade blått ljus och sände ut grönt ljus. Filtret undersöktes sedan i ett
flouroscensmikroskop med ett påfallande UV-ljus. Här visade sig de viruslika partiklarna som
små gröna partiklar och celler som större gröna prickar. Cellerna som ses kan vara antingen
levande eller döda, alltså syns bara totala antalet celler i mikroskopet om denna metod
används till skillnad från metoden ovan (Göteborg Vatten, 2005a).
Uträkningen av antalet viruslika partiklar gjordes enligt formeln nedan (Göteborg Vatten,
2005a):
X=C*Ae/n*V*As
(Ekv. 4)
Där:
X= antalet bakterier per ml prov.
C= totala antalet bakterier i alla räknade synfält
n= antal räknade fält
V=provvolym
Ae= effektiva filterytan (inner diametern på trattarnas nedre del).
As= Räknefältsyta (mm2) vid 1000x
Synfält = 0,041mm2
Ruta = 0,000098mm2
Det material som använts vid denna analys var ett flouroscensmikroskop, SYBR Green I,
aluminiumoxidfilter, ett filter till, pincett, filter-anordning, vakuumsug, milliQ-vatten,
30
monteringsvätska (10 µl 10 % Phenylenediamine och 990 µl 10 % glyc/PBS lösning),
objektsglas, täckglas, brännare, etanol 75 %.
2.11.3 Analys av kolifager
Analysen av kolifager gjordes för att detektera och beräkna antalet somatiska kolifager. Detta
gjordes genom att inkubera ett analysprov med en värdorganism. Vid analys av kolifager
växer E. coli som en matta över agarsubstratet och det bildas plack på ytan som kan ses med
blotta ögat. Placken är uppklarnade zoner på agarplattan där en värdcell blivit infekterad av en
kolifag-partikel.
Vid analysen användes en känd provvolym som blandades med ett flytande agarmedium som
tempererats. Sedan tillsattes en värdstam till blandningen som sedan delades upp i Petri-skålar
och inkuberades. När inkuberingen var klar räknades antalet synliga plack på agarplattorna
och resultatet uttrycktes sedan i plaque-forming units, pfu, per ml provvolym.
Resultatet räknas ut enligt:
X=N/(n*V*F)
(Ekv. 5)
Där;
X= Antal plaque forming units av somatiska kolifager per ml provvolym.
N= Totala antalet placks om räknats på plattorna.
n = Antal replikat av spädning.
V= Provvolym i ml.
F= Spädfaktorn
Vid varje sättning sattes även en naturlig kontroll som gjordes på avloppsvatten där halten
kolifager är känd. Resultaten från sättningen jämfördes med den kända mängden för att se så
att de överensstämde. Vid varje omgång sattes även ett nollprov i slutet för att försäkra att
ingen kontaminering skett under sättningen (Göteborg Vatten, 2010; ISO, 2000).
2.11.4 Mikroorganismer 3 dygn 1 ml
I metoden så gjuts max 2 ml prov in i 15-20 ml smält substrat, i detta fall jästextrakt som är ett
rikt näringsmedium, och när agarn stelnat inkuberades Petri-skålen upp och ned vid 36 ± 2ºC i
44 ± 4 timmar. När inkuberingen är klar räknas antalet kolonier på plattan och resultatet ges i
antal kolonibildande enheter per 1 ml prov (Cfu/ml) (SIS, 1999).
2.11.5 Mikroorganismer 3 dygn 100 ml
Denna metod baseras på metoden ovan men istället för att gjuta in 1 ml av provet i agarn
filtreras istället 100 ml av provet på ett svart filter och sedan har filtret lagts på en jästextraktagarplatta. Petri-skålen inkuberades sedan på samma sätt som för 3 dygn på 1 ml prover enligt
ovan 2.11.4.
31
2.11.6 Analys av klor
Analysen av klor gjordes med en metod som är anpassad för att analysera vatten som
behandlats med bland annat klorgas eller natriumhypoklorit. Analysen gjordes på halten fritt
aktivt klor och på totalt aktivt klor. Med fritt aktivt klor menas oxiderande klorföreningar
såsom hypoklorit (ClO-) och underklorssyrlighet (HClO). Dessa reagerar direkt med N-Ndietyl-p-fenylendiamin (DPD) som användes i analysen. Med totalt aktivt klor menas summan
av de fria aktiva kloret och det klor som är bundet och aktivt. Exempel på bundet aktivt klor
är oorganiska kloraminer och organiska mono-och dikloraminer. Dessa kommer att reagerar
med DPD om jodid är närvarande. Inför analysen fylldes provtagningsflaskan av polyeten helt
och analysen påbörjades så snart efter provtagning som möjligt (Göteborgs Vatten- och
avloppsreningsverk, 1992; SIS, 1989).
Bestämning av fritt aktivt klor
Fosfatbuffert och DPD-lösning tillsattes till en E-kolv och därefter tillsattes100 ml av provet
som ska analyseras. Efter max 2 minuter mättes absorbansen i provet vid 515 nm och
klorhalten bestämdes sedan utifrån en kalibreringskurva. Kalibreringskurvan fanns tillgänglig
färdig på laboratoriet och den görs 4 gånger per år (Göteborgs Vatten- och
Bestämning av halten totalt aktivt klor
Även här tillsattes fosfatbuffert och DPD-lösning till en E-kolv denna gång tillsammans med
jodid. Sedan tillsattes 100ml av provet och efter 2 minuter mättes absorbansen vid 515 nm
och klorhalten bestämdes utifrån kalibreringskurvan (Göteborgs Vatten- och
2.11.7 pH
pH mättes vid provets temperatur och gjordes på laboratoriet med hjälp av en pH-meter där
provets pH mäts i flöde.
2.11.8 TOC
Proverna som skulle analyseras för TOC, innehåll av organiskt material, skickades för analys
hos ALcontrol.
3 Resultat
I denna del följer resultatet av litteraturstudien samt av genomförda försök som finns
noggrannare beskrivna i metoddelen, avsnitt 2.10, i denna rapport.
32
3.1 Resultat av litteraturstudien
I detta avsnitt kommer resultaten från litteraturstudien presenteras och denna del omfattar
avsnitt om hur klor utövar effekt på bakterier (3.1.1) respektive virus (3.1.2). Dessutom finns
resultat presenterat från olika experimentella försök om hur stor effekt klor tros ha på virus.
3.1.1 Bakterier och klor
Klor har använts i över hundra år för att desinfektera vatten. Klors effektivitet som
desinfektionsmedel mot bakterier beror på att klor orsakar fysiologiska effekter hos
bakterierna och då främst på deras cellmembran, eftersom fritt klor kan reagera med ett antal
olika delar av bakteriecellen. Bland annat kan HOCl i kombination med olika kemiska
substanser i bakterien orsaka oxidation, hydrolys och skapa fysiologiska skador hos bakterien
som kan påverka dess cellprocesser. Effekten på cellmembranet beror troligtvis på att
cytokromer, järn-sulfat proteiner och nukleotider hos bakterierna är väldigt känsliga för
oxidativ nedbrytning av fritt klor. Det har också visat sig att respirationen, glukos-transporten
och halterna av adenosintrifosfat har minskat i bakterier som blivit utsatta för klor. Dessutom
kan klor påverka proteinsyntesen samt påverka bakteriernas metabolism. Klor kan även
modifiera purin- och pyrimidinbaser och på så vis orsaka genetiska förändringar i bakterien.
De bakterier som har visat sig kunna motstå desinfektion med klor har i större grad visat sig
vara gram-positiva. Troligtvis beror detta på att gram-positiva bakterier har en tjockare
cellvägg än gram-negativa. Sporbildande bakterier har också en högre motståndskraft mot
desinfektion (Stanfield et al., 2012; Au och LeChevallier, 2004). Resultat tyder också på att
klor direkt inaktiverar bakterier och att reproduktion inte krävs innan inaktiveringen kan ske.
Detta visar på att det inte är mutationer eller skador som är mekanismerna bakom
inaktiveringen med klor, eftersom att då skulle det krävas minst en generation av reproduktion
för att inaktiveringen ska kunna ske (EPA, 1999).
I en jämförelse mellan desinfektionseffekten av ozon, fritt klor och klordioxid på E. coli
jämfördes hur de olika starka oxidationsmedlen påverkade proteiner, cellpermeabiliteten och
cellmembranet hos E. coli. Fritt klor som är det svagaste oxidationsmedlet av dem visades sig
i högre grad påverka de intracellulära komponenterna genom att gå igenom cellväggen utan
att i högre grad påverka den eller dess permeabilitet. Bland annat påverkar det fria kloret
intracellulära enzymer. Fritt klor har låg effekt på frisättning av proteiner, lipid peroxidation
och cellpermeabiliteten. Ozon påverkar E. coli på motsatt sätt än fritt klor och har större
verkan på proteiner och fosforlipider i cellmembranen. Skador på lipider i membranen är
kopplade till skador på cellmembranet vilket leder till minskad respirationsaktivitet och
celldöd. Klordioxid hamnar mellan ozon och fritt klor i sitt sätt att påverka E. coli och
påverkar i viss mån både intracellulära mekanismer och skador på cellmembranet. Effekten
som de olika desinfektionsmedlen utövar på bakterien är nära kopplat till deras
oxidationspotential (Cho et al., 2010). Ytterligare studier har visat påverkan på cellväggen,
läckage genom cellmembranet och att DNA-syntesen sker i lägre grad hos E. coli tillföljd av
tillsatts av klor. Dessutom har det visat sig att klor direkt minskar utnyttjandegraden av syre
hos bakterier (EPA, 1999).
33
3.1.2 Virus och klor
Generellt är virus mer motståndskraftiga mot klordesinfektion än bakterier. Virus som är
kombinerat med organiska partiklar kan kräva ännu högre doser av klor eftersom att det
organiska materialet kan skydda viruset. Inaktivering av virus tros bero på att desinfektionen
antingen skadar virusets proteiner eller dess genom (Rule Wiggintion och Kohn, 2011).
Olika desinfektionsmedel har olika desinfektionsmål, vissa desinfektionsmedel påverkar
genomet, medan andra påverkar proteinerna hos viruset. Under desinfektionen kan ett antal
olika biprodukter bildas tillföljd av reaktionen med antingen genom eller proteiner, vilket gör
det svårt att förutspå effektiviteten hos desinfektionsmedlet. För att helt kunna förstå hur
virusinaktivering fungerar till följd av desinfektion behövs information om vilka av virusets
proteiner som är inblandande i dess fundamentala funktioner och hur detta varierar mellan
olika virus. Det behövs dessutom information om vart de kemiska förändringarna inträffar i
genomet och kapsiden när vattnet desinficeras, och hur dessa förändringar kommer att
påverka viruset i dess funktion och struktur. Till sist behövs också information om likheter
som kan finnas mellan hur olika virus förändras till följd av desinfektion (Rule Wigginton och
Kohn, 2011).
Virus har en enklare uppbyggnad än vad andra mikroorganismer har vilket resulterar i att det
finns mindre mål för desinfektionsmedlen hos virus än jämförelsevis bakterier. Virus har inte
heller någon metabolism, så därför utgör virusens kapsid och dess genom mål för
desinfektionsmedlen. Kapsiden består främst av proteiner, och dess uppgift är att upprätthålla
virusets struktur och skydda virusets nukleinsyror, RNA eller DNA, mot yttre angrepp. Om
virusets kapsider förstörs, vid exempelvis desinfektion, kommer nukleinsyrorna att frigöras.
Dessa kan vara sjukdomsframkallande och därför ses inte virus som inaktiverat förrän
kapisden är förstörd (Morat et al., 2003).
Det är för tillfället oklart hur motståndskraftigt norovirus är mot klor, och olika studier har lett
till olika resultat. Det är dock klarlagt att det är ett antal olika parametrar som påverkar klors
inaktiveringseffekt på norovirus, och dessa är främst pH, kontakttid och mängd organiskt
respektive oorganiskt material i vattnet. Vilket pH som försöket görs avgör i vilken form
kloret kommer vara i (Ødegaard et al., 2009; Dahlberg et al., 2010). Osäkerheten kring
norovirus beror mycket på att det inte går att odla viruset in vitro och därför inte heller mäta
hur stor effekt exempelvis klordesinfektion har på viruset. För att bestämma
desinfektionseffekten av virus som inte kan odlas in vitro måste studier på människor eller
studier med liknande virus göras för att kunna förutspå hur norovirus uppför sig vid
desinfektion (Rule Wigginton och Kohn, 2011). Klor har som sagts tidigare högre
desinfektionseffekt som underklorsyrlighet, och klor i den formen dominerar vid pH under
6,5. Det är i dagsläget inte gjorda några utredande studier på typiskt svenska förhållanden, det
vill säga vid pH över 8, korta kontakttider med låga klordoser samt betydande
humusförekomst. Dessa egenskaper hos svenska vatten kan medföra dålig inaktiveringseffekt
av norovirus (Ødegaard et al., 2009; Dahlberg et al., 2010 ).
34
Försök gjorda av Shin och Sobsey (2008) visade på att norovirus inte är så motståndskraftigt
mot klor som forskning, av bland annat Keswick (1985), tidigare visat på. Shin och Sobsey
anger bland annat som orsak att i försöken av Keswick så var viruslösningen inte renad och
Shin och Sobsey menar då att det är rimligt att anta att viruspartiklarna antingen var
ihopklumpade eller integrerade med partiklar i lösningen. Detta påverkar effekten av tillsatsen
av fritt klor då dessa formationer antingen kan skydda viruset från kloret eller konsumerar
kloret eller en kombination av båda. Med anledning av detta anser Shin och Sobsey att det är
rimligt att anta att reduktionen av norovirus kan vara större om lösningen först är renad och
dispergerad och därför utförde de sina försök med en behandlad lösning. Dessutom använde
Keswick suspensioner av norovirus i ett medium av köttbuljong. Buljongen har i sig en
klorförbrukning som gjorde att fritt klor omvandlades till kombinerade former av klor, och de
formerna har mindre möjlighet att skada mikroorganismer. Dessutom utfördes Keswicks
studie på människor och det krävs bara en låg dos virus för att de ska orsaka infektion. Dessa
tre faktorer ihop kan ha inverkat på Keswicks resultat då de möjliggör att noroviruset
överlever trots klortillsatsen. I ett vattenverks reningsprocesser finns ytterligare reningssteg
innan desinfektionen, och de stegen hjälper till att ta bort ämnen som ökar klorbehovet
(ämnen som annars skulle påverka desinfektionseffekten negativt) och virus som är bundna
till partiklar. Shin och Sobey menar i sin rapport att norovirus inte är så resistent mot fritt klor
som tidigare forskning visat på och att genom desinfektion med fritt klor i kombination med
övriga reningsprocesser i ett vattenreningsverk kan mängden norovirus i vattnet kontrolleras
(Shin och Sobsey, 2008; Keswick et al., 1985).
I försök av Hornstra et al. (2010) så har de använt klordioxid som desinfektionsmedel på en
bakteriofag med namn MS2. MS2 är använt i försöken för att de liknar humana enterovirus
och för att de ses vara ganska motståndskraftiga mot klor. I försöken använde de låga
koncentrationer av klordioxid och fick, vid koncentrationer av klor på; 0,5 mg/l och
kontakttiden 20 minuter och vid 0,1 mg/l och kontakttid 50 minuter samt vid koncentration
0,02 mg/l och kontakttid 300 minuter, en reduktion på 5 log (Hornstra et al., 2010).
I studien gjord av Cromenas et al. (2010) så fann de att vid en koncentration på 0,2 mg Cl2/l
fritt klor, pH 7-8 och vid 5 C så skedde en snabb inaktivering av murint norovirus medan det
krävdes en längre kontakttid för inaktivering av enterovirus (Cromeans et al., 2010).
Försök gjorda av Duizer med flera gjordes med två typer av calcivirus som förekommer i djur
för att försöka dra paralleller till hur känsligt norovirus är mot olika desinfektionsmetoder. De
fann i sin studie att för att uppnå effekt på de två virustyperna krävdes en koncentration av
natriumhypoklorit på över 300 mg/l fritt klor för att uppnå en effektiv inaktivering, upp till en
koncentration på 30mg/l uppnåddes ingen effekt alls (Duizer et al., 2004).
Durań med flera (2003) har gjort desinfektionsförsök med natriumhypoklorit med tre olika
grupper av bakteriofager, de två vanliga indikatororganismerna (E. coli och enterokocker),
samt enterovirus (AR51101.1, Poliovirus 1). De tre olika bakteriofaggrupperna var; somatiska
kolifager (phix174, MY2), F-specifika RNA bakteriofager (MS2) och bakteriofager som
35
infekterar Bacteria fragili (B40-8, SR51, SC12, SS13) (Durań et al., 2003). I tabell 14 nedan
finns resultaten från desinfektion på sekundärt avloppsvatten.
Tabell 14. Log10 reduktion av enterovirus och bakteriofager i sekundärt avloppsvatten efter
klorering med 20mg/l klor (Efter 20 minuters kontakttid var de fria kloret 0 mg/l)(Durań et
al., 2003).
Mikroorganism 20 min 30 min
AR 5110.1
3,1
3,6
phix174
2,8
3,3
MY2
2,3
2,8
SR51
2
2,5
MS2
1,3
2,1
Poliovirus 1
1,3
1,6
SC12
1
1,7
SS13
0,2
0,4
B40-8
0,1
0,4
Enteroviruset Ar 5110.1, de somatiska kolifagerna phix174 och MY2 samt SR51 hade en
snabbare reduktion än övriga. MS2, poliovirus 1 och SC12 hade en reduktion som var
mittemellan övriga testade substanser. Lägst reduktion hade bakteriofagerna SS13 och B40-8
(Durań et al., 2003). Alltså var de två senaste bakteriofagerna mest tåliga mot
klordesinfektion.
De gjorde även försök där de spikade flaskvatten med bakteriofager och enterovirus från
avloppsvatten samt E. coli. Där kunde ses att E. coli inaktiverades först, 5,6 log på 3 minuter
och 7,9 log vid 10 minuter. Phix174 inaktiverades 3,2 log respektive 3,2 log vid samma tider
och B40-8 inaktiverades 1,6 log respektive 1,7 log. Enteroviruset Ar51101.1 inaktiverades 3.2
log vid tre minuters kontakttid alltså lika snabb inaktivering som phix174, men vid T=10
minuter var inaktiveringen 4,1 log, alltså högre än phix174 inaktivering vid samma tidpunkt
(Durań et al., 2003).
I obehandlat avloppsvatten som klorerats brukar de generellt se ut så här enligt Durań med
flera; somatiska kolifagerna visar sig vara bland de känsligaste av bakteriofagerna med en
reduktion på 6-7 log, efter dem kom de F-specifika RNA bakteriofagerna på 5-6 log och de
fager som var mest klortåliga var bakteriofagerna som infekterar Bacteria fragilis som hade
en reduktion på 4-5 log (Durań et al., 2003).
3.2 Resultat av genomförda försök
I denna del kommer resultaten från de olika försöken att redovisas. Detta har gjorts dels i
tabellform och även med kompletterande figurer och text, förutsättningarna för försöken finns
beskrivna i avsnitt 2.10 i rapportens metoddel. Fullständiga analysresultat finns i bilaga A.
36
3.2.1 Information om försöken
Gemensamt för hela resultatdelen är flasknumren och deras innehåll enligt tabell 15 nedan.
Flaska ett har fungerat som blank för att se så att ingen kontaminering skett av
försöksflaskorna och flaska två har fungerat som kontroll för att säkerställa att det inte sker
någon ändring i antalet kolifager, levande celler eller viruslika partiklar naturligt under de 90
minuter långa försöket. L-filtrat står för Lackarebäck filtrat, alltså filtrat från Lackarebäcks
vattenreningsprocess.
Tabell 15. Innehåll i de fem olika försöksflaskorna i försöken.
Flasknummer
Innehåll
Nr 1
L-filtrat
Nr 2
L-filtrat + kolifager
Nr 3
L-filtrat + kolifager + klor (lägre konc.)
Nr 4
L-filtrat + kolifager + klor (mellan konc.)
Nr 5
L-filtrat +kolifager + klor (högre konc.)
Det tre klorkoncentrationerna som använts i försöken har eftersträvats att vara 0,2 mg Cl2/l
(lägre konc.), 0,32 mg Cl2/l (mellan konc.) samt 0,5 mg Cl2/l (högre konc.).
Ett ”-” tecken i tabellerna i resultatdelen innebär att den parametern inte mättes för aktuellt
prov.
I figur 2 nedan finns en beskrivning av hur arean under klorkurvorna räknats ut i denna
rapport, alltså Ct-värdet vid de olika tidpunkterna. Uträkningarna baseras på arean av trianglar
respektive rektanglar och visas i bilaga B för respektive försök och klorkoncentration.
Figur 2. Exempel på uträkning av arean under kurvan vid T=1 min, T=45 min och T=90 min
för att få fram ett Ct-värde vid respektive tidpunkt.
Fritt klor (mg/l)
A1=(1*(C2-C1))/2
A3=44*C
37
A4=(45*(C2-C1))/2
A2=1*C
A5=45*C
Kontaktid (min)
1
45
90
A (T=1min) = A1 + A2
A (T= 45 min) = A1+A2+A3
A (T= 90min) = A1+A2+A3+A4+A5
I varje försök som gjordes med den filtrerade och backspolade phix174 sattes en kontroll av
stammen för att säkerställa att den filtrerade och backspolade lösningen bibehöll sin
koncentration av fager. I de flesta försöksomgångar har också en ofiltrerad phix174 sats för att
ha som jämförelse till den filtrerade och backspolade. I tabell 16 nedan finns resultatet från
dessa mätningar och i den syns att båda typerna av phix174 varierar lite i koncentration
mellan försöken men vad det verkar så är detta inget som går att justera i dagsläget utan de
viktiga är att variationen inte blir för stor. Generellt ligger den ofiltrerade phix174 en
tiopotens högre i koncentration än den filtrerade och backspolade.
Tabell 16. Mätningar och jämförelse av phix174 och den filtrerade och backspolade phix174.
Datum
Ofiltrerad phix174 Filtrerad och backspolad
(pfu/ml)
phix174 (pfu/ml)
120306
1,20*109
4,0*108
120308
1,60*109
1,60*107
120315
120316
6,50*109
-
8,50*107
9,10*108
120322
120329
-
7,60*107
8,60*108
120403
2,90*10
9
-
1,40*108
Först försöket gjorde med den mellersta klorkoncentrationen och med ofiltrerad
kolifaglösning. Resultaten från försöket finns i tabell 17 nedan.
38
Tabell 17. Resultat från försöksomgång 1 med den mellersta klorkoncentrationen och
ofiltrerad kolifaglösning.
Försöksflaska
Extra
2
2
4
4
4
Tid
för
prov
(min)
60
-1
90
1
45
90
Temp.
( C)
4,2
6
-
Kolifager
(pfu/100
ml)
1,8*106
1,4*106
1,4*106
1,4*105
8,0*104
Levande
VLP
Fritt
celler
(antal/ml) klor
(antal/ml)
(mg/l)
1000
170
220
260
200
150
1,5*105
1,8*105
1,1*105
2,1*106
8,5*104
1,5*105
0,31
<0,03
<0,03
<0,03
Totalt
klor
(mg/l)
0,39
0,36
0,34
pH
TOC
(mg/l)
Mikroorg.
3d (cfu/ml)
-
280
260
290
310
300
7,9
-
I detta försök märktes att något i kolifaglösningen snabbt förbrukade allt fritt klor i
försöksflaskan eftersom att det fria kloret redan vid T=1 min var nere i en koncentration som
låg under detektionsgränsen för analysen. I försöksflaska två kan ses att antalet kolifager
förblivit konstant under försökets 90 minuter. Efter tillsatsen av klor minskade antalet
kolifager ungefär en tiopotens under försökets 90 minuter och antalet levande celler hade inte
förändrats märkbart. De viruslika partiklarna var konstanta under hela försökstiden. Antalet
odlingsbara mikroorganismer har inte ändrats under försökets gång och överlag låg antalet
odlingsbara mikroorganismer högt jämfört med normala halter i filtraten enligt bilaga C.
Avläsningen av levande celler var mycket svår eftersom att provet troligtvis var stört av
innehållet i kolifag-buljongen och avläsningen stördes av ”moln” som gjorde att det var svårt
att se de levande cellerna. På grund av detta är sannolikt värdena från denna analys av levande
celler alldeles för låga.
Anledningen till att antalet levande celler, kolifager och mikroorganismer inte förändrats
beror på att det inte fanns något fritt klor under försökets gång eftersom att det förbrukades
redan innan T=1 min.
Extraprovet gjorde bara för att kontrollera att natriumhypokloriten fungerade som den skulle,
resultatet, 0,31mg/l fritt klor, visade att det inte var något fel på klor-lösningen.
3.2.3 Försök 2, 2012-03-01
Försöket gjordes med samma försöksförutsättningar som i försök 1 men med en lägre tillsats
av kolifaglösning. Kolifaglösningen visade sig att den fortfarande förbrukade allt fritt klor i
försöksflaskan och därför avbröts försöket innan några ytterligare analyser hann göras. I tabell
18 redovisas de uppmätta värden av fritt och totalt klor som försöket resulterade i samt pH.
Tabell 18. Resultat från försök 2 med den mellersta klorkoncentrationen och ofiltrerad
kolifaglösning, 2012-03-01.
39
Försöksflaska
Temp. ( C)
Tid (min)
Fritt klor
(mg/l)
Totalt klor
(mg/l)
4
3,8
4
pH
0
-
-
7,8
-
1
<0,03
0,42
-
4
-
45
<0,03
0,45
-
4
-
90
<0,03
0,44
-
I försök 3 användes den koncentrationen av initialt fritt klor som motsvarade den mellersta
koncentrationen i försöken samt den filtrerade och backspolade kolifaglösningen. Resultatet
från försöket finns i tabell 19.
Tabell 19. Resultatet från försök 3 med den mellersta klorkoncentrationen och med filtrerad
kolifaglösning, 2012-03-15
Försöksflaska
Tid
för
prov
(min)
Temp.
( C)
2
2
4
4
4
-1
90
1
45
90
4,1
5,2
-
Kolifager
(pfu/100
ml)
7,0*105
1,1*106
1
<1
<1
Levande
celler
(antal/ml)
VLP
(antal/ml)
1,4*105
1,1*105
7,0*104
8,0*104
1,0*105
1200
1200
620
400
160
Fritt
klor
(mg/l)
0,21
0,14
0,09
Totalt
klor
(mg/l)
0,36
0,30
0,26
pH
7,5
-
TOC
(mg/l)
3,1
3,0
3,1
-
I försöksflaska två syntes att antalet kolifager, levande celler och viruslika partiklar förblivit
konstant under försökets 90 minuter. De viruslika partiklarna verkade hållit sig på samma
nivå genom hela försöket, även efter tillsatsen av klor. Analysresultaten av TOC visade att
kolifagerna inte verkade ha någon inverkan på TOC-halten i vattnet och att TOC ligger på
nivåer som är normala för dricksvatten enligt bilaga F. Antalet odlingsbara mikroorganismer
var få redan i början av försöket till skillnad från det första försöket där de låg runt 300 st/ml.
I detta försök reducerades mikroorganismernas ned till <1/ml redan vid T=1 min.
I figur 4 finns klorkurvan för detta försök presenterad. Kurvan representerar den förändring i
halten fritt klor som skett under försökets 90 minuter. Uträkning av initialt halt klor finns i
bilaga B. Övriga värden för klorkurvan finns i tabell 19.
40
Mikro
org.
3d
(cfu/
ml)
4
3
<1
<1
<1
Figur 4. Klorkurva för försök 3, 2012-03-15, med den mellersta klorkoncentrationen.
I tabell 20 redovisas de beräknade förväntade värdena för reduktionen av levande celler och
kolifager jämfört med den faktiska reduktionen. Beräkningarna på den förväntade reduktionen
finns i bilaga B och har räknats ut med hjälp av arean under klorkurvan och de nödvändiga
Ct-värdet vid ett visst pH för att uppnå en reduktion på 3 log vid 4 C.
Tabell 20. Faktiska och förväntade värden på reduktionen av levande celler respektive
kolifager för försök 3.
Tid
1
45
90
Koncentration kolifager
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
<10
509299
72
0,19
<1
<1
Koncentration levande celler
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
873
0,12
0,0003
I figur 5 visas förhållandet mellan den faktiska och förväntade reduktionen och figuren
baseras på tabell 20.
41
620
400
160
Figur 5. Förhållandet mellan faktisk och förväntad reduktion av kolifager för den mellersta
klorkoncentrationen.
Antalet kolifager reducerades kraftigt direkt ned till 1/100 ml vid T=1 min och vid T=45 min
var antalet kolifager <1 pfu/100 ml. Den faktiska reduktionen av kolifager skedde mycket
snabbare än förväntat, vilket syns tydligt i figur 5 ovan. Enligt de beräknade värdena skulle
kolifagerna vara <1 pfu/100 ml först vid T=90 min.
I figur 6 visas förhållandet mellan den faktiska och den förväntade reduktionen av levande
celler för detta försök. Figuren baseras på tabell 20.
Figur 6. Förhållandet mellan den faktiska och förväntade reduktionen av levande celler för
den mellersta klorkoncentrationen.
42
I figur 6 syns att de levande cellerna halverades direkt vid tillsatsen av klor och vid T=45 min
fanns endast ¼ av dem kvar. Initialt var också den faktiska reduktionen större än den
förväntade. I detta försök nådde inte antalet celler per ml ner till de halter som normalt finns i
dricksvatten, <100st/ ml. Reduktionen av celler stämde bättre överens med den förväntade
reduktionen jämfört med kolifagerna även om den faktiska reduktionen av celler vid T=45
min och vid T= 90 min var lägre än förväntat. Enligt de förväntade värdena skulle halten
levande celler vara nere på <100/ml vid T=45 min, alltså så låga halter som accepteras i
dricksvatten.
I detta försök användes den mellersta koncentrationen av klor och den filtrerade och
backspolade kolifaglösningen och resultatet från detta försök presenteras i tabell 21 nedan.
Tabell 21. Resultatet från försök 4 med den mellersta klorkoncentrationen och med filtrerad
kolifaglösning, 2012-03-22.
Försöksflaska
2
2
4
4
4
4
4
Tid Temp.
för
( C)
prov
(min)
-1
3,9
90
0,25
5,3
1
10
45
90
-
Kolifager
(pfu/100ml)
5,6*105
6,1*105
3
<1
<1
<1
Levande
celler
(antal/ml)
VLP
(antal/ml)
2000
1500
600
600
300
200
1,3*105
1,2*105
1,3*105
1,3*105
Fritt Totalt
klor
klor
(mg/l) (mg/l)
0,06
0,15
0,14
0,08
0,05
0,17
0,22
0,27
0,24
0,22
pH
7,6
-
TOC
Mikroorg.
3d
(antal/ml)
-
3
1
<1
1
<1
I försöksflaska två kan ses att antalet kolifager förblivit konstant under försökets 90 minuter
samt att mängden levande celler och viruslika partiklar inte heller minskat naturligt under
försökets gång. De viruslika partiklarna har inte påverkats av tillsatsen av natriumhypoklorit.
De odlingsbara mikroorganismerna har inte förändrats speciellt mycket under försökets gång
efter som att de redan från start fanns i låg halt, men de har reducerats ned till <1/ml vid T=90
min.
I figur 7 finns klorkurvan för detta försök för att illustrera hur klorkoncentrationen minskat
under försökets 90 minuter. Uträkningen av den initiala klorkoncentrationen finns i bilaga B
och övriga värden till klorkurvan finns i tabell 21.
43
Figur 7. Klorkurva för försök 4, 2012-03-22, med den mellersta klorkoncentrationen.
I detta försök kunde ses att trots samma tillsatser som i försöket ovan (försök 3) så har
koncentrationen av initialt fritt klor minskat. Orsaker till detta anges i diskussionen i denna
rapport. Uttaget av klor prov vid T=15 sekunder blev misslyckat. Antingen hade
omblandningen inte blivit tillfredställande eller så togs provet ut utan tillräcklig
genomsköljning av provtagningskranen, mer om detta finns i diskussionen.
finns i bilaga B.
kolifager för försök 4 som gjordes med den mellersta klorkoncentrationen.
Tid
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
1
10
45
90
429297
110188
1728
152
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
3
<1
<1
<1
1533
394
6,1
0,54
44
600
600
300
200
Figur 8. Förhållandet mellan faktisk och förväntade reduktion av kolifager för den mellersta
I figur 8 syns att antalet kolifager inaktiverades snabbt vid tillsatsen av natriumhypokloriten
ned till 3 pfu/100 ml. Den faktiska reduktionen av kolifager var snabbare än den förväntade
eftersom att de redan vid T=1 min var i stort sätt helt reducerade. Teoretiskt förväntades att
kolifagerna vid T=90 min fortfarande skulle vara över 100 pfu/100 ml. Vid T= 90 min i
försöket var halten kolifager <1 pfu/100 ml.
I figur 9 visas förhållandet mellan den förväntade och faktiska reduktionen av levande celler
för detta försök. Figuren baseras på tabell 22.
Figur 9. Förhållandet mellan den förväntade och den faktiska reduktionen av levande celler
för den mellersta klorkoncentrationen.
45
Antalet levande celler minskade men inte alls i samma takt som antalet kolifager. Den
faktiska reduktionen av levande celler var mer snarlik den förväntade reduktionen, men i
början av kontakttiden var den faktiska reduktionen större än den förväntade och efter T=1
min var den förväntade reduktionen större än den faktiska. Antalet levande celler nådde inte
ned till så låga halter som det normalt finns i dricksvatten för denna klorkoncentration vilket
de borde gjort enligt den förväntade reduktionen redan vid T=45 min.
Reduktionen av levande celler skedde också långsammare än reduktionen av odlingsbara
mikroorganismer.
Resultaten från försök fem presenteras i tabell 23 nedan. Försöket gjordes med samtliga tre
klorkoncentrationer och med den filtrerade och backspolade kolifaglösningen.
Tabell 23. Resultat från försök 5, 2012-03-29, med samtliga tre klorkoncentrationer och
filtrerad samt backspolad kolifaglösning.
Försöksflaska
Tid
för
prov
(min)
Temp.
( C)
Kolifager
(pfu/100ml)
Levande
VLP
Fritt Totalt pH
celler
(antal/ml) klor
klor
(antal/ml)
(mg/l) (mg/l)
TOC
(mg/l)
Odlingsbara
mikroorg.
3dygn
(antal/1ml
resp. 100ml)
1ml
100ml
1
-1
4,7
-
1400
1,4*105
-
-
7,8
2,1
37
55
2
-1
4,7
4,1*105
1400
1,1*105
-
-
7,7
2,1
41
62
2
90
-
6,4*105
1300
1,1*105
-
-
-
-
37
56
3
1
4,5
350
700
1,1*105
0,14
0,28
-
2,0
<1
2
3
45
-
1
300
-
0,13
0,25
-
-
<1
2
3
90
-
<1
250
8,5*104
0,05
0,22
-
-
<1
2
4
1
5,8
1
700
1,0*105
0,23
0,38
-
2,1
<1
2
4
45
-
<1
400
-
0,25
0,34
-
-
<1
<1
4
90
-
<1
200
9,1*104
0,13
0,29
-
-
<1
<1
5
1
6,2
<1
500
9,6*104
0,40
0,55
-
2,3
<1
<1
5
45
-
<1
150
-
0,30
0,49
-
-
<1
1
5
90
-
<1
<100
9,0*104
0,23
0,42
-
-
<1
1
46
Resultatet från försöksflaska ett visar på att det inte varit någon kontaminering av
försöksflaskorna vid försökets start och att pH för försöket ligger på en bra nivå. I
försöksflaska två syntes att antalet kolifager, levande celler och viruslika partiklar förblivit
konstanta under försökets 90 minuter och att det inte verkar ha funnits någon naturlig
reduktion av dessa parametrar under försökets 90 minuter.
Från resultaten av TOC analyserna kan ses att det inte verkar finnas någon skillnad mellan
halten TOC i filtraten (försöksflaska 1) jämfört med försöksproverna där kolifager var
tillsatta. Det verkar heller inte skett någon förändring i TOC halt efter klortillsatsen. Samma
dag som försöket gjordes togs ett prov på utgående dricksvatten och TOC mättes till 2,1 mg/l
alltså verkar tillsatsen av kolifager inte inverkat på vattnets halt av TOC. Nedan redovisas
övriga resultat uppdelat efter varje klorkoncentration.
Resultatet för den lägsta klorkoncentration
I analyserna av 3 dygn på 1 ml respektive 100 ml kan ses att de reducerats mycket redan vid
T=1 min från cirka 50 stycken per 100 ml till 2 stycken per 100 ml och sedan höll sig på
samma nivå under resten av försökstiden. Även antalet odlingsbara mikroorganismer per 1 ml
har minskat från cirka 40 stycken till <1/ml redan vid T=1 min. För analysen av VLP finns det
ingen större skillnad i antal mellan T=0 min och T=90 min utan de har förblivit konstanta.
I figur 10 finns klorkurvan för den lägsta klorkoncentrationen, figuren visar hur
klorkoncentrationen förändrades under försökets 90 minuter. Uträkningen av initial halt klor
finns i bilaga B.
Figur 10. Klorkurvan för den lägsta klorkoncentrationen.
47
kolifager jämfört med den faktiska reduktionen av dessa parametrar. Beräkningarna på den
förväntade reduktionen finns i bilaga B.
kolifager för försök 5 och den lägsta klorkoncentrationen.
Tid
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
1
45
90
322565
1334
27,4
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
350
1
<1
1101
4,6
0,09
700
300
250
Figur 11. Förväntad reduktion av kolifager jämfört med faktisk reduktion av kolifager för den
lägsta klorkoncentrationen.
I figur 11 kan ses att den reduktion som uppnåddes av kolifager i försöken var högre än vad
den förväntade reduktionen var. Vid T=1 min var den faktiska reduktionen mycket större än
den förväntade, där den förväntade reduktionen beräknades till 322565 pfu/100 ml och den
faktiska reduktionen vid samma tidpunkt mättes till 350 pfu/100 ml . Den förväntade
mängden vid T=90 min beräknades till cirka 30 puf/100 ml och den faktiska reduktionen vid
90 minuter var <1 pfu/100 ml.
I figur 12 redovisas förväntad reduktion av levande celler i förhållande till den faktiska
reduktion av levande celler som uppnåddes i försöken för den lägsta klorkoncentrationen.
Figuren baseras på tabell 24.
48
Figur 12. Förväntad reduktion av levande celler i förhållande till den faktiska redutkionen av
levande celler för den lägsta klorkoncentrationen.
För de levande cellerna så var den faktiska reduktionen mer lik den förväntade reduktionen
men vid T=1 min var den faktiska reduktionen större än den förväntade och vid T=45 min och
T=90 min var den faktiska reduktionen lägre än den förväntade reduktionen. Med denna
klorkoncentration uppnåddes inte dricksvattenkvalitet på vattnet med avseende på levande
celler vilket den borde gjort enligt den beräknade reduktionen. Reduktionen av levande celler
var sämre än den reduktion som uppnåddes i försöken av odlingsbara mikroorganismer som
reducerades helt per ml.
Resultat för den mellersta klorkoncentrationen
I analyserna av odlingsbara mikroorganismer 3 dygn på 1 ml respektive 100 ml kan ses att de
reducerats direkt vid T=1 min och det fanns då <1 st/ml respektive 2 st/100ml kvar. Efter 90
minuter var halten nere i <1 st/100 ml. För analysen av VLP finns det ingen större skillnad i
antal mellan T=0 min och T=90 min utan de har förblivit konstanta.
I figur 13 finns klorkurvan för den mellersta klorkoncentrationen, figuren visar hur
finns i bilaga B.
49
Figur 13. Klorkurvan för den mellersta klorkoncentrationen.
finns i bilaga B.
kolifager för den mellesta klorkoncentrationen i försök 5.
Tid
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
1
45
90
290955
7,6
0,002
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
1
<1
<1
994
0,03
7*10-6
50
700
400
200
Figur 14. Förhållandet mellan faktisk och förväntad reduktion av kolifager för den mellersta
I figur 14 kan ses att den reduktion som uppnåddes av kolifager i försöken var högre initialt
än vad den förväntade reduktionen var. Vid T=1 min och vid T=45 min så var den faktiska
reduktionen mycket större än den förväntade eftersom att det redan vid T=1 min i försöken
endast fanns 1 pfu/100 ml kvar jämfört med det förväntade värdet som beräknades till cirka
300000 pfu/100 ml vid samma tidpunkt. Vid T= 90 min stämmer den förväntade och faktiska
reduktionen mer överens med 0,002 pfu/100 ml jämfört med den faktiska reduktionen på <1
pfu/100 ml.
I figur 15 nedan redovisas förhållandet mellan den faktiska och förväntade reduktionen av
levande celler för denna klorkoncentrationen. Figuren baseras på tabell 25.
51
Figur 15. Förväntad reduktion av levande celler i förhållande till den faktiska reduktionen av
levande celler i försöket med den mellersta klorkoncentrationen.
För de levande cellerna så var den faktiska reduktionen mer lik den förväntade reduktionen.
Vid T=1 min var den faktiska reduktionen större än den förväntade och vid T=45 min och
T=90 min så var den faktiska reduktionen lägre än den förväntade reduktionen. Med den
mellersta klorkoncentrationen uppnåddes inte dricksvattenkvalitet på vattnet med avseende på
levande celler i försöket som förväntades enligt de beräknade värdena. Reduktionen av celler
var sämre än den reduktion som uppnåddes av odlingsbara mikroorganismer i försöket då
halten mikroorganismer nådde ned till <1/ml redan efter T=1 min.
Resultatet för den högsta klorkoncentrationen
I analyserna av odlingsbara mikroorganismer 3 dygn på 1 ml respektive 100 ml kan ses att de
reducerats direkt vid T=1 min till <1 st/ml och <1 st/100 ml. För analysen av VLP finns det
ingen större skillnad i antal mellan T=0 min och T=90 min utan de har förblivit konstanta.
I figur 16 nedan finns klorkurvan för den högsta klorkoncentrationen, figuren visar hur
klorkoncentrationen förändrades under försökets 90 minuter. Den initiala klorkoncentrationen
vid T= 0 min finns uträknad i bilaga B.
52
Figur 16. Klorkurvan för den högsta klorkoncentrationen.
kolifager jämfört med den faktiska reduktionen av dessa parametrar. Beräkningarna på den
förväntade reduktionen finns i bilaga B.
kolifager för försök 5 och den högsta koncentrationen av klor.
Tid
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
1
45
90
244808
0,09
1,6*10-9
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
<1
<1
<1
836
0,0003
5,3*10-12
I figur 17 redovisas de förhållandet mellan den faktiska reduktionen av kolifager i försöket
med den framräknade förväntade reduktionen. Figuren baseras på tabell 25.
53
500
150
<100
Figur 17. Förväntad reduktion av kolifager i relation till den faktiska reduktionen av
kolifager för den högsta klorkoncentrationen.
I figur 17 kan ses att den reduktion som uppnåddes av kolifager i försöken var högre initialt
än vad den förväntade reduktionen var. Vid T=1 min och vid T=45 min så var den faktiska
reduktionen mycket större än den förväntade eftersom att det redan vid T=1 min i försöken
endast fanns <1 pfu/100 ml kvar. Det förväntade värdet vid samma tidpunkt var cirka 250000
pfu/ 100 ml. Vid T=90 min så var halten kolifager nere nästan vid noll vilket var det som
kunde förväntas som kan ses i figur 17 och i beräkningarna i bilaga B.
I figur 18 nedan presenteras förhållandet mellan förväntad och faktisk reduktion av levande
celler i försöket. Figuren baseras på tabell 25.
54
Figur 18. Förväntad reduktion av levande celler i förhållande till faktisk reduktion av levande
celler för den högsta klorkoncentrationen.
För de levande cellerna så var den faktiska reduktionen mer lik den förväntade reduktionen
vid samtliga tidpunkter även om den faktiska reduktionen vid T=1 min var större än den
förväntade reduktionen. I försöket uppnåddes dricksvattenskvalitet med avseende på levande
celler då antalet per ml vid T=90 min var under <100, detta var också vad som kunde
förväntas enligt de förväntade värdena. Däremot förväntades dricksvattenkvalitet på vattnet
redan vid T=45 min. Reduktionen av odlingsbara mikroorganismer gick fortare än den för
levande cellerna eftersom att mikroorganismerna var helt reducerade redan vid T=1 min.
Det 6:e försöket är en upprepning av försök 5 med samtliga tre klorkoncentrationer och
filtrerad och backspolad kolifaglösning. I tabell 26 nedan finns resultatet för de analyser som
gjordes i provomgången.
55
Tabell 26. Resultat från försök 6 2012-04-03 med samtliga tre klorkoncentrationer och
filtrerad kolifaglösning.
Försöksflaska
Tid Temp. Kolifager
Levande
VLP
Fritt Totalt pH TOC Odlingsbara
för
( C) (pfu/100ml)
celler
(antal/ml) klor
klor
(mg/l) mikroorg. 3
prov
(antal/ml)
(mg/l) (mg/l)
dygn
(min)
(antal/1ml
resp 100ml)
1ml
100ml
1
-1
4,6
-
1200
1,1*105
-
-
8,0
3,1
<1
109
2
-1
4,6
6,0*105
1300
1,0*105
-
-
-
3,0
<1
110
2
90
5,6
7,0*105
1200
1,1*105
-
-
-
-
<1
43
3
1
4,4
4400
700
9,6*104
0,14
0,30
-
3,2
<1
330
3
45
5,1
<1
600
-
0,07
0,25
-
-
<1
19
3
90
5,4
<1
400
1,0*105
0,06
0,23
-
-
<1
162
4
1
5,9
17
500
1,1*105
0,21
0,37
-
2,9
<1
36
4
45
6,5
<1
400
-
0,18
0,34
-
-
<1
74
4
90
6,7
-
200
7,8*104
0,13
0,31
-
-
<1
20
5
1
5,9
20
400
1,0*105
0,37
0,54
-
3,0
<1
9
5
45
6,5
<1
200
-
0,33
0,49
-
-
<1
22
5
90
6,7
-
<100
9,1*104
0,28
0,45
-
-
<1
29
Resultatet från försöksflaska ett tyder på att de inte varit någon kontaminering i
försöksflaskorna vid försökets start. I försöksflaska två syns att antalet kolifager, levande
celler och viruslika partiklar förblivit konstant under försökets 90 minuter och att det inte
verkar ha funnits någon naturlig reduktion av dessa parametrar under försökets gång. I detta
försök fanns en högre utgångshalt av kolifager än i försök fem, som också gjordes med
samtliga tre klorkoncentrationer. Från resultaten av TOC-analyserna kan ses att det inte verkar
finnas någon skillnad mellan halten TOC i filtraten jämfört med försöksproverna där kolifager
är tillsatta. Det verkar heller inte skett någon förändring i TOC halt efter klortillsatsen. Nedan
redovisas resultaten för övriga parametrar uppdelat efter klorkoncentration.
56
Resultatet för den lägsta klorkoncentrationen
Resultaten från odlingsbara mikroorganismer 3 dygn på 100 ml visade att det inte verkat ske
någon reduktion av dem under försökets 90 minuter. Antalet per 1 ml var redan vid försökets
start <1/ml. Vid T=45 min var halten nere i 19 st/100 ml men vid T=90 min mättes halten till
162 st/100 ml.
I figur 19 nedan finns klorkurvan för den lägsta klorkoncentrationen, figuren visar hur
finns i bilaga B.
Figur 19. Klorkurvan för den lägsta klorkoncentrationen.
finns i bilaga B.
kolifager för försök 6 och den lägsta klorkoncentrationen.
Tid
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
1
45
90
472046
5610
421
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
4400
<1
<1
1023
12,1
0,9
I figur 20 visas förhållandet mellan förväntad reduktion av kolifager och den reduktion som
uppnåddes i försöket. Figuren baseras på tabell 27 ovan.
57
700
600
400
Figur 20. Förhållandet mellan förväntad reduktion och faktisk reduktion av kolifager för den
lägsta klorkoncentrationen.
I detta försök så var reduktionen av kolifager högre än den förväntade reduktionen även om
reduktionen inte verkar ha gått lika fort som vid försök fem som också gjordes med samtliga
klorkoncentrationer. Vid T=1 min fanns fortfarande 4400 pfu/100 ml men vid T=90 min var
halten <1 pfu/100 ml, förväntad reduktion vid T=1 min beräknades till cirka 500000 pfu/100
ml och vid T=90 min beräknades den till cirka 400 pfu/100 ml. Alltså har reduktionen av
kolifager skett fortare än vad som kunde förväntats vid samtliga tidpunkter.
I figur 21 nedan finns en jämförelse mellan förväntad reduktion av levande celler och den
faktiskta reduktionen av dem. Figuren är baserad på tabell 27 ovan.
58
Figur 21. Förväntad reduktion av levande celler jämfört med faktisk reduktion av levande
celler för den lägre klorkoncentrationen.
För de levande cellerna så var den faktiska reduktionen lägre än den förväntade reduktionen
för T=45 min och T=90 min men större vid större vid T=1 min. Halten levande celler kom
heller inte ned till de nivåer som normalt finns i dricksvatten vilket förväntades enligt de
beräknade värdena på reduktionen redan vid T=45 min.
Resultatet för den mellersta klorkoncentrationen
För de odlingsbara mikroorganismerna 3 dygn på 1 ml respektive 100 ml kan en reduktion
ses från 110 st/100 ml vid T=0 min till 20 st/100 ml vid T=90 min. Reduktionen vid detta
försök var mindre än den reduktion som uppnåddes i försök 5 av odlingsbara
mikroorganismer.
I figur 22 finns klorkurvan för den mellersta klorkoncentrationen, figuren visar hur
klorkoncentrationen förändrades under försökets 90 minuter. Den initiala klorkoncentrationen
är uträknad teoretiskt och uträkningen finns i bilaga B
59
Figur 22. Klorkurvan för den mellersta klorkoncentrationen.
I tabell 28 nedan redovisas de beräknade förväntade värdena för reduktionen av levande celler
och kolifager jämfört med den faktiska reduktionen. Beräkningarna på den förväntade
reduktionen finns i bilaga B.
kolifager för försök 3 och den mellersta klorkoncentrationen.
Tid
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
1
45
90
429892
114
0,14
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
17
<1
-
931
0,25
0,0003
I figur 23 visas förhållandet mellan förväntad reduktion av kolifager och den faktiska
reduktionen av dem som ficks i försöken. Figuren är baserad på tabell 28 ovanför.
60
500
400
300
Figur 23. Förhållandet mellan förväntad och faktisk reduktion av kolifager för den mellersta
Reduktionen av kolifager har även i detta försök och med denna koncentration skett fortare än
förväntat med en omedelbar reduktion av fagerna ned till 17 pfu/100 ml vid T=1 min jämfört
med den förväntade reduktionen på cirka 400000 pfu/100 ml. Vid T=45 min var fagerna
under detektionsgränsen för analysen och vid T=90 min var även den förväntade reduktionen
<1 pfu/100ml.
I figur 24 nedan visas en jämförelse mellan den faktiska reduktionen av levande celler och
den beräknade förväntade reduktionen av dem. Figuren nedan är baserad på tabell 28.
Figur 24. Förhållandet mellan förväntad och faktisk reduktion av levande celler för den
mellersta klorkoncentrationen.
61
Vid T=1 min så var den faktiska reduktionen större än den förväntade reduktionen. Den
faktiska reduktionen av levande celler var lägre än den förväntade reduktionen för T=45 min
samt T=90 min. I de gjorde försöken uppnåddes ej dricksvattenkvalitet vid någon av
tidpunkterna vilket de borde gjort enligt de beräknade värdena redan vid T=45 min.
För de odlingsbara mikroorganismerna 3 dygn på 1 ml och 100 ml så har det skett en
reduktion av dem, vid T=0 min var de 110 stycken/100 ml och vid T=90 min 29 stycken.
I figur 25 finns klorkurvan för den högsta klorkoncentrationen, figuren visar hur
klorkoncentrationen förändrades under försökets 90 minuter. Den initiala koncentrationen av
klor är uträknad teoretiskt och uträkningen presenteras i bilaga B.
Figur 25. Klorkurvan för den högsta klorkoncentrationen.
I tabell 29 finns de beräknade värdena för reduktionen av kolifager respektive levande celler
jämfört med den faktiska reduktionen som uppnåddes i försöken av kolifager respektive
levande celler. Uträkningarna för de förväntade värdena finns redovisade i bilaga B.
Tabell 29. Beräknade värden för förväntad mängd kolifager respektive levande celler och de
uppmätta värdena för kolifager och levande celler för försök 6 och den högsta
Tid
(pfu/100 ml)
Förväntat
Faktisk
1
45
90
328776
0,01
7,00E-09
(antal/ml)
Förväntat
Faktisk
20
<1
-
62
512
3,00*10-5
1,50*10-11
400
200
<100
I figur 26 kan ses att reduktionen av kolifager har skett fortare än förväntat eftersom att en
omedelbar reduktion av fagerna skett ned till 20 pfu/100 ml vid T=1 min. Vid T=45 min är
fagerna under detektionsgränsen för analysen och vid T=45 min var även den förväntade
reduktionen <1 pfu/100ml. Figuren är baserad på tabell 29.
Figur 26. Förhållandet mellan faktisk och förväntad reduktion av kolifager för den högsta
I figur 27 visas förhållandet mellan den faktiska reduktionen av levande celler och den
förväntade reduktionen av dem. Figuren är baserad på tabell 29.
Figur 27. Förhållandet mellan den förväntade och faktiska reduktionen av levande celler för
den högsta klorkoncentrationen.
63
I figur 27 kan ses att reduktionen av levande celler var lägre än den förväntade reduktionen
för T=45 min samt T=90 min. Vid T=1 min så var den faktiska reduktionen större än den
förväntade. Vid T=90 min för denna klorkoncentrationen har halten levande celler nått ned till
under detektionsgränsen, alltså den kvalitet på vattnet som normalt finns i dricksvatten vilket
förväntades redan vid T=45 min enligt gjorda beräkningar.
4 Diskussion
Resultaten diskuteras först med avseende på olika problem som uppstod med metoden. Sedan
har analysresultaten diskuterats och olika felkällor har tagits upp. Efter det har paralleller
mellan mina resultat och annan forskning inom området gjorts och till sist har analysmetoden
av levande celler diskuterats i förhållande till analysen av indikatororganismer i fråga om
lämplighet som metod för att säkerställa virusinaktivering.
4.1 Problem med metoden
4.1.1 Problemet med kolifaglösningen
Slutsatsen att det var MSB-buljongen som förbrukade kloret i försöken drogs från faktumet att
det tre troliga orsakerna till det snabba klorförbruket var att det antingen var MSB-buljongen,
kolifagerna eller E.coli som förbrukade kloret. Eftersom att försök med endast MSB-buljong,
utan kolifager eller E.coli, visade sig ge en stor klorförbrukning kunde slutsatsen dras att det
var MSB-buljongen i sig som var den klorförbrukande komponenten.
Problemet med MSB-buljonen löstes till slut genom att filtrera kolifagernas tillväxtbuljong
genom ett 0,45µm och sedan backspola dem genom ett 0,02 µm filter. Innan det prövade jag
att filtrera den med enbart 0,45 µm respektive 0,2 µm filter vilket inte gav tillfredställande
effekt. Ett försök gjordes även att centrifugera lösningen, detta fungerade inte heller, och det
kan ha berott på centrifugen i labbet som inte var anpassad till att köra så små volymer som
jag gjorde eller att centrifugen inte heller kunde komma upp i rätt varvantal. I vilket fall var
det uteslutet att använda den som metod för att rena kolifaglösningen.
Jag gjorde även ett försök med LTLSB-buljong för att se hur mycket fritt klor den förbrukade,
om den inte hade förbrukat lika mycket klor som MSB-buljongen kunde de varit möjligt att
propagera upp kolifagerna i den istället för MSB-buljongen. Men LTLSB-buljongen
förbrukade lika mycket klor som MSB-buljongen och därför uteslöts det alternativet. Och
även om LTLSB-buljongen hade förbrukat mindre klor är det inte säkert att det hade fungerat
att propagera kolifagerna i den, eftersom kolifagerna kräver viss näring för tillväxt plus att det
hade varit tidskrävande. LTLSB-buljongen användes normalt i labbet för tillväxt av E.coli.
Det sista försöket var som sagt rening och backspolning av lösningen genom 0,45 µm och ett
0,02 µm filter och det fungerade tillfredställande även om den filtrerade kolifaglösningen
visades sig förbruka en del fritt klor också. Den förbrukningen var däremot så stor som
förbrukningen när buljongen var ofiltrerad. Dessutom höll sig denna lösning med kolifager i
64
stort sett konstant, alltså att antalet kolifager inte ändrades märkvärt mellan de olika
försöksomgångarna (Tabell 16). Med den filtrerade lösningen blev det möjligt att tillsätta
fagerna i en större mängd till försöksflaskorna och på så vis kunde en större reduktion av dem
ses i försöket och därmed uppnåddes målet med reningen av lösningen. Hade den orenade
lösningen använts hade tillsatsen av fager fått ske i en för låg volym och då hade det inte varit
möjligt att följa reduktionen av dem över flera tiopotenser.
Studien av Shin och Sobey (2008) visar också på nödvändigheten att först rena
kolifaglösningen från buljongen de växer i för att kunna få ett tillförlitligt resultat. En lösning
som inte är renad har som sagt i sig en hög klorförbrukning och om den då fås bort finns det
mer klor över för att kunna inaktivera de organismer i vattnet som är tänkta att inaktivera med
klordesinfektionen.
Det fanns en tanke i början av försöken att eventuellt anpassa klordosen till att kolifagerna i
sig hade en viss förbrukning av klor, alltså att då höja klordosen så att den uppnådde de
önskade koncentrationerna av klor trots att kolifagerna intitalt förbrukar en del av kloret.
Detta uteslöts eftersom att en höjning av klordosen skulle göra att försökets förutsättningar
inte längre skulle efterlikna förutsättningarna i ett dricksvattenreningsverk på samma sätt.
Därför har jag istället helt enkelt accepterat faktumet att de klordoser jag lyckats uppnå i
försöken ligger något lägre än de klordoser som bestämdes i början av försöket. De tre
klordoser jag har uppnått ringar ändå in området kring där dricksvattenverket i fullskala har
sina koncentrationer av fritt klor. I dricksvattensnäckan ligger halten fritt klor på cirka 0,32
mg Cl2/l och i det utgående dricksvattnet brukar det fria kloret ligga i kring 0,14 mg Cl2/l
enligt bilaga G.
4.1.2 Problem med natriumhypokloriten
I försöken har natriumhypokloriten visat sig vara ganska ostabil i lösning och den har minskat
i klorkoncentration med tiden även om lösningen är mer stabil i utspädd form än i
koncentrerad. Detta gjorde bland annat att jag var tvungen att göra en ny lösning efter ungefär
en månad för att den jag använde verkat tappa för mycket i koncentration. Lösningen som
använts i de två sista försöken, som också gjordes med bara ett par dagars mellanrum, hade en
lägre initial koncentration än den första lösningen.
Sedan har det uppstått en del skillnader i den initiala halten av fritt klor trots att färska
lösningar använts samt att jag inför försöken prövat ut koncentrationer som fungerar både i
bara filtratvatten men även i filtratvatten plus filtrerad och backspolad kolifag-lösning. Att
den initiala halten fritt klor varierar så har ett antal möjliga orsaker. Bland annat spelar tiden
från provtagning till analys viss roll efter som att kloret minskar snabbt i koncentration, och
det spelar det även roll hur väl provtagningsflaskan har fyllts, det vill säga, hur mycket luft
det finns kvar i flaskan. Eftersom försöksanläggningen, där själva försöken gjordes, ligger
längst ned i vattenverket och labbet ett antal våningar upp blev transporttiden ett par minuter
lång och sedan fick proverna ibland stå en stund innan analysen gjordes detta skulle kunna
65
göra att halten fritt klor som uppmättes är något lägre än vad halten var vid
provtagningstillfället.
Även själva provtagningen kan ha inverkat, eftersom provtagningen har skett genom en
provtagningskran som gör att vattnet ”skvätter” en del ned i flaskan vilket skulle kunna
innebär en viss förlust av fritt klor. Tiden när provtagningen gjorts har också varierat lite
mellan försöken, eftersom att det vid varje provtagningstid tas prov i två flaskor, en för klor
och pH och en för mikrobiologiska analyser. Detta har gjort att klorprovet inte tagits vid exakt
samma tid vid varje försök och eftersom att kloret i början förbrukas mycket fort kan detta ha
gjort att det fria kloret vid T=1min varierat lite.
Sedan kan även all övrig hantering ha påverkat kloret, hur mycket klorlösningen vändes innan
volymen till försöket pipetterades upp, pipettens volymosäkerhet (även om pipetten är
volymkontrollerad finns det en viss accepterad variation i volymen), om hela volymen klor
överfördes väl till försöksflaskan. Omblandning kan också ha inverkat speciellt på provet vid
T=1 min eftersom att så liten volym tillsats till fem liter och det kan i visa fall ha varit
bristfällig omrörning som gett något lägre värde på halten fritt klor. Dessutom har jag vid
något prov glömt att först skölja igenom provtagningskranen innan själva provet tagits. Det
kan ha gjort att jag i provet fick med vatten som inte alls omblandats utan som stått med
vatten i kranen över natten vilket då borde resulterat i ett lägre klorvärde än vad som faktiskt
finns i försöksflaskan.
Ovanstående faktorer skulle kunna vara orsaken till att jag i vissa av mina försök fått lite
konstiga klorkurvor, kurvor som buktar åt fel håll, där klorvärdet vid T= 45 min är större än
det vid T=1 min etc. I de fallen kan man anta att klorkoncentrationen borde varit högre vid
T=1 min eftersom att klorkoncentrationen minskar med tiden och anledningen till att en lägre
koncentration av klor mäts upp vid T=1 min kan bero på de faktorer som presenterats ovan i
detta avsnitt.
4.2 Diskussion av analysresultaten
I mina försök har pH, temperatur och klordoser valts ut för att spegla de verkliga
förhållandena i ett dricksvattenreningsverk. pH låg därför runt 8 i försöken, vilket är det pH
som utgående dricksvatten har enligt bilaga D. Temperaturen har varit 3-6 C, vilket är den
temperatur som utgående dricksvatten håller från verket, enligt bilaga D. Klordoserna är
anpassade efter de klordoser som finns i vattenverket. Utgående dricksvatten ligger enligt
bilaga D runt 0,15 - 0,20 mg Cl2/l, och i dricksvattensnäckan ligger halten fritt klor på cirka
0,30 mg Cl2/l enligt bilaga G. Låga temperaturer och ett pH runt 8 är inte optimala
desinfektionsförutsättningar eftersom att desinfektionseffekten är större vid lågt pH och vid
hög vattentemperatur. Under försöket har däremot långa kontakttider (90 minuter) använts,
vilket gynnar desinfektionen, samt låg turbiditet och låg halt ämnen, som kan påverka
desinfektionen på annat sätt.
66
4.2.1 Kolifagerna
Kolifager visade sig vara mycket känsliga mot klor, eftersom efter 90 minuters kontakttid vid
samtliga tre klorkoncentrationer var halten av dem under detektionsgränsen för samtliga
försök gjorda i denna rapport, alltså under 1 pfu/100 ml. Däremot verkade det variera lite hur
snabbt och vid vilken koncentration av fritt klor de inaktiverades helt. Vid den lägsta
klorkoncentrationen, 0,14 mg Cl2/l, så fanns det vid T=1 min fortfarande en del kolifager kvar
vid både försök 5 och 6. Vid försök 6, som gjordes med samtliga tre klorkoncentrationer,
verkade inaktiveringen överlag gått långsammare än vid försök 5, som även det gjordes med
samtliga tre klorkoncentrationer. Detta kan bero på att det vid försök 6 var något lägre initiala
halter av fritt klor, i alla fall för den mellersta och högsta koncentrationen. I försök 6 var även
utgångshalten av kolifager högre än i försök 5. Däremot kundes inte någon nämnvärd skillnad
ses mellan försök 5 och försök 6 om man endast beaktar resultaten från analysen av levande
celler.
För samtliga försök har den förväntade reduktionen varit lägre än den faktiska reduktionen,
vilket innebär att kolifagerna inaktiverats fortare än vad som kunde förväntats eftersom att de
i försöken skett en omedelbar reduktion redan vid T=1 min. Denna omedelbara reduktion
skulle inte ske enligt den beräknade reduktionen utan enligt de förväntade värdena sker den
stora reduktionen av kolifager främst mellan T=1 min och T=45 min. Vid den mellersta och
högsta koncentrationen har den faktiska och förväntade reduktionen stämt mest överens
eftersom de båda då visat att det vid T=90 min finns mindre än 1 pfu/100 ml kvar av
kolifagerna. För den lägre koncentrationen har det förväntade värdet inte gett en fullständig
reduktion av kolifager, i försöken har däremot en reduktion ned till mindre än 1pfu/100 ml
skett för samtliga klorkoncentrationer vid T=90 min.
Vid försök 5 kundes man se att för den lägsta klorkoncentrationen har ingen nämnvärd
minskning av halten fritt klor skett mellan T=1 min och T=45 min. För den mellersta
klorkoncentrationen vid T=45 min så är koncentrationen initialt fritt klor högre än vid T=1
min. Detta kan tyda på att halten fritt klor vid T=1 min för dessa båda klorkoncentrationer är
högre än vad det uppmätta värdet säger, vilket då också skulle leda till att de koncentrationer
av fritt klor i försök 5 initialt har legat högre än de koncentrationer som uppnåtts initialt vid
försök 6. Detta kan också vara en förklaring till att antalet kolifager inaktiverades
långsammare fram till T=1min vid försök 6 än vid försök 5.
4.2.2 Levande celler
Antalet levande celler minskade långsammare än vad antalet kolifager gjorde i försöken.
Däremot verkade det krävas högre klorkoncentrationer av natriumhypokloriten för att uppnå
dricksvattenkvalitet på försöksvattnet. I utgående dricksvatten från Lackarebäck finns <100
per ml enligt bilaga D samt E. Vid T=90 minuter och vid den högsta koncentrationen av klor
uppnåddes detta i försöken utförda i detta arbete eftersom att antalet levande celler per ml var
under detektionsgränsen (antal/ ml <100) för både försök 5 och 6. Detta vid en högre
koncentration av fritt klor än vad som används normalt i dricksvattenverket. Vid den lägsta
67
och mellersta klorkoncentrationen uppnåddes inte dricksvattenkvalitet med avseende på
levande celler under den kontakttid som valts i försöken. I dricksvattenverket används normalt
klordioxid som desinfektionsmedel och resultatet från detta försök kan bekräfta att klordioxid
är ett effektivare desinfektionsmedel än natriumhypokloriten. Detta skulle då innebära att de
krävs en större dos natriumhypoklorit för att uppnå samma reduktion som uppnås med
klordioxiden. Kontakttiden i försöken har varit 6 minuter längre än den effektiva kontakttiden
i vattenverket.
Reduktionen av levande celler stämde i början av kontakttiden bra överens med den
förväntade reduktionen, men vid T=45 min och vid T= 90 min så var den faktiska reduktionen
lägre än den förväntade reduktionen för nästan samtliga försök. Detta innebär alltså att de
levande cellerna inaktiverats långsammare än vad som var förväntat förutom vid T=1 minut
där inaktiveringen skett fortare än förväntat. Dricksvattenkvalitet skulle enligt de förväntade
värdena uppnåtts vid T=45 min för samtliga koncentrationer av klor men i försöken i denna
rapport uppnåddes de först vid T=90 min och för de högsta klorkoncentrationerna.
Vid analysen av levande celler förekommer viss analysosäkerhet, eftersom i analysen räknas
antalet levande celler i ett mikroskop. En analysosäkerhet handlar om att resultatet beror på
hur olika personer väljer att räkna, vilket gör att antalet levande celler kan variera något
beroende på vem det är som läser av provet. Vid analysen måste en bedömning göras vilka
gröna lysande prickar som ska räknas som levande celler och vilka som endast är någon
förorening av preparatet. Sedan skiljer oftast antalet celler per synfält, vilket gör att resultatet
kan variera lite beroende på vilka synfält som räknas. Hur fint preparatet är spelar stor roll, ett
preparat som är lite suddigt och kontaminerat eller med dålig färgning är svårt att läsa av och
det är svårare att göra en bedömning av vad som ska räknas och inte. Dessutom kan det
medföra att man inte ser alla levande celler och därför får ett mindre antal än vad det kanske
är egentligen. I försök 1 syns de tydligt vad störande ämnen kan göra med resultatet eftersom
att halterna levande celler ligger alldeles för lågt mot vad de borde göra, detta på grund av att
de helt enkelt inte gick läsa av preparaten på ett bra sätt. I analyserna har jag försökt vara
konsekvent i hur jag räknar och vilka prickar jag räknar för att resultatet ska kunna vara så
jämförbart som möjligt genom samtliga försök.
4.2.3 Viruslika partiklar
I analyserna som gjorts med avseende på viruslika partiklar har jag i försöken inte kunnat se
någon större förändring. Den skillnad som finns i antalet per ml beror antagligen på
variationer i avläsningen eller andra analysosäkerheter. I de sista försöken gjordes bara
analysen av VLP på proverna från T=0 min, T= 1 min och T= 90 min. Detta för att försöka
dra ner antalet analyser och för att vi efter de första försöken såg att det ändå inte verkade
hända något med VLP över tiden. Att ha kvar provet vid 90 min gjordes som en
säkerhetsåtgärd för att vara säker på att inget oväntat hände. För analysen av viruslika
partiklar gäller samma osäkerheter som för levande celler vilket finns beskrivit i avsnitt ovan.
I analysen av viruslika partiklar går det inte att se om partiklarna är levande eller döda. Vilket
innebär att vi i denna analys inte kan se om vi lyckats avdöda viruspartiklarna i försöken eller
68
inte. Så faktumet att det i analysresultaten inte verkar vara någon skillnad i antalet viruslika
partiklar bidrar inte till någon information om hur effektivt klor är som desinfektionsmedel.
4.2.4 Mikroorganismer 3 dygn, 1 ml och 100 ml.
I analysen av levande celler räknas de bakterier som fortfarande har hela cellmembran men i
analysen av odlingsbara mikroorganismer 3 dygn kommer bara de bakterier som kan växa att
synas. Därför kan denna analys bidra med information om hur stor del av de bakterier med
hela cellmembran som är levande och kan föröka sig. Av detta framgick att antalet levande
celler var långt högre än de resultat som fåtts från analyserna efter 3 dygn. De celler som ses
som levande i analysen av levande celler verkar i större grad inte ha förmåga att växa eller så
trivs de inte i det agarmedium som används vid analysen. Även om de i analysen används ett
rikt medium i form av jästextrakt agar som passar många bakterier.
Vid analysen av 1 ml 3 dygn och 100 ml 3 dygn finns det något som inte stämmer i försök 5,
det första försöket med samtliga tre klorkoncentrationer. Om allt är som det ska borde det
teoretiskt vara 100 gånger mer mikroorganismer på proverna som är filtrerade på svart filter,
då 100 ml använts i jämförelse med det prov som endast är satt på 1 ml. Så var inte fallet i
detta försök och det skulle kunna bero på att filtret hämmar tillväxten av vissa
mikroorganismer och att det är svårare för organismerna att komma åt näringen i agarn då
filtret ligger uppe på den. När 1 ml proverna sätts ”bäddas” provet in i agarn och
mikroorganismerna är omslutna av näring. Däremot verkade det stämma bättre i försök 6 där
det var <1 odlingsbar mikroorganism per ml för de flesta prover och sedan mer i de prover
som sattes på 100 ml.
I början av försöken hade filtraten högre innehåll av mikroorganismer än normalt. Detta kan
ses från analysresultaten från det första försöket där den mellersta klorkoncentrationen
användes. I försöket fanns cirka 300 odlingsbara mikroorganismer per ml i försöksflaskan
med endast filtratvatten och kolifager jämfört med i försök sex, det sista försöket med
samtliga tre klorkoncentrationer. Där det fanns <1 odlingsbar mikroorganism per ml och 62
stycken per 100 ml. Jag har inte kunnat se att detta på något sätt har påverkat försöken,
eftersom att när de ”lyckade” försöken gjordes så hade de halterna redan gått ned igen till där
de brukar ligga normalt enligt bilaga A och C.
I mina försök kan man se att mängden odlingsbara mikroorganismer har försvunnit i stort sett
helt per ml efter klortillsatsen och att det i försök 5 inte finns många av dem kvar per 100 ml.
Däremot för försök 6 så finns det ganska många kvar per 100 ml för samtliga tre
klorkoncentrationer. Detta skulle kunna bero på att det var större utgångshalt av dem i försök
6 men också på att klorkoncentrationerna för försök 6 var något lägre än dem för försök 5.
Det skulle också kunna bero på att mikroorganismerna av någon anledning inte växte till sig
bra på filtret i försök 5, eftersom att de i det försöket inte stämde bra överens med
provresultatet för 1 ml proverna och 100 ml proverna.
Antalet odlingsbara mikroorganismer har minskat fortare än antalet levande celler och har i
försöken reducerats helt per ml. Mer om detta diskuteras senare i diskussionen.
69
4.2.5 Fritt och totalt klor
I vissa av proverna har halten fritt klor varit högre vid T=45 min än vid T=1 min. I de fallen
kan antas att vid T=1 min så borde den initiala klorkoncentrationen varit högre. Vad det lägre
värdet kan bero på har diskuterats ovan, men bland annat kan det handla om otillräcklig
omblandning i 5 liters flaskan. Övriga problem med kloret har diskuterats i avsnittet om
natriumhypokloriten (4.2.1) i denna rapport.
4.2.6 pH
pH har varierat lite under försöken även om tanken var att de skulle hålla runt 8. Efter
försöken som gjordes med enbart pH-justering och även ett par extra kontroller av pH under
försökens gång så fastställdes pH till cirka 8 i samtliga försök. pH får variera något eftersom
filtratvattnet från vattenverket även det varierar något i pH, mellan ungefär 6,6 och 6,7 enligt
bilaga C. I försök 6 glömdes pH-justeringen i försöksflaska 1 och 2 men övriga flaskor pHjusterats, och tillföljd av kontrollmätning av pH så fastställdes pH till 8,0 i försöksomgång 6.
Anledningar till att pH har varierat lite kan bero dels på filtratens naturliga variation i pH. Det
kan också bero på provtagningen samt om provtagningskranen är genomsköljd innan
provtagningen och hur väl försöksvattnet blivit omblandat innan provtagningen, alltså
liknande problem som orsakat variationerna i klorkoncentration. pH har också mäts vid
aktuell temperatur och skillnad i temperatur kan även de påverka pH efter som att pH till viss
del är temperaturberoende.
4.2.7 TOC
TOC i försöken verkar inte skilja sig från TOC i dricksvattnet utan ligger ungefär på samma
nivå trots tillsatsen av kolifagerna. Det verkar heller inte vara någon skillnad i TOC innan och
efter klorering. Att TOC inte skiljer sig märkvärt beror antagligen på att kolifaglösningen är
så pass renad när den filtrerats och backspolats genom 0,45 och 0,02 µm filtren. En orenad
buljong hade antagligen bidragit mer till mängden TOC. En låg halt TOC betyder att vattnet
innehåller liten mängd organiska ämnen vilket är bra ur desinfektionssynpunkt, eftersom
organiska ämnen, bland annat kan skydda virus och bakterier mot klor. En låg halt TOC ger
bättre förutsättningar för en bra desinfektion. I bilaga F finns trenden för TOC i dricksvatten
och i filtraten från Lackarebäcks vattenreningsverk.
4.3 Beräkning av initial halt fritt klor och Ct-värden baserade på
klorkurvan
I bearbetningen av resultaten har totalt klor använts som initialt värde för klor vid T=0 min för
samtliga av klorkurvorna. Detta är inte riktigt sant, eftersom att det egentligen ska vara halten
fritt klor som ska användas som utgångsvärde (enligt figur 1 i avsnitt1.1.4). I dessa försök har
vi inget värde på det och det går heller inte räkna ut på ett smidigt sätt, så därför har ett värde
på totalt klor istället räknats ut. Detta innebär att det klorvärde som använts vid T=0 min är
något högre än vad det kanske egentligen var. Hur mycket detta påverkar resultatet är svårt att
70
veta men troligtvis handlar det inte om något större fel. Generellt har koncentrationen fritt
klor legat ungefär 0,15 lägre än halten totalt klor, vilket tyder på att så även är fallet vid T=0
min. Det hade också varit omöjligt att ta ett prov vid T=0 min, eftersom kloret inte hunnit
blandas ut ordentligt i den relativt stora provvolymen direkt efter tillsatsen av kloret till
lösning och därför fanns det inte så många lösningar på detta problem mer än att rita kurvan
med utgångspunkten att vid T=0 min använda halten totalt klor. I och med övrig
noggrannhetsnivå vid försöken, bland annat antal mätpunkter (provtagningstillfällen), så tros
inte detta påverka resultatet i allt för stor utsträckning.
En uppskattning av arean under klorkurvorna har också gjorts på ett sådant sätt att ett rimligt
Ct-värde har uppnåtts. Noggrannheten i de värden som fåtts genom dessa försök gör att det
inte kändes nödvändigt att göra en noggrannare bestämning av arean under kurvan. En
noggrannare bestämning av arean hade inte varit till någon större nytta, eftersom värdena
arean baseras på inte är tillräckligt många.
4.4 Klors inaktiveringseffekt på virus
Kolifagerna inaktiverades fortare än förväntat, om kolifagernas faktiska reduktion i försöken
jämförs med den förväntade reduktionen som räknats fram för virus vid aktuell temperatur
och pH. Detta tyder då på att kolifagerna (phix174) är mycket känsliga mot
natriumhypokloriten, men också på att kolifagerna i detta försök kan vara mer känsliga mot
klor än vad andra virus är med tanke på att normal reduktion för virus vid givna
förutsättningar inte är lika hög som den för phix174 i dessa försök. Reduktionen av levande
celler var mer lik den förväntade reduktionen i början av kontakttiden men i slutet av
kontakttiden var reduktionen mindre än förväntat. Detta bekräftades också av att antalet
levande celler inte nådde ned till halterna som normalt uppnås i dricksvattenverket mer än för
den högsta koncentrationen av klor och med 90 minuters kontakttid.
Vid mina försök har jag bara använt en typ av kolifager, phix174, och vad vi sett här är att
natriumhypoklorit verkar vara effektiv mot denna typ av kolifag men jag kan inte dra några
andra slutsatser från mina egna försök om hur andra virus skulle påverkas av klordesinfektion.
Eftersom virus besitter olika egenskaper kan virus med andra egenskaper än phix174 vara mer
eller mindre motståndskraftiga mot klor. Vad det verkar så är just phix174 en av de fager som
är minst toleranta mot klor vilket i så fall skulle kunna betyda att de finns andra fager har en
högre motståndskraft mot klor än phix174.
Statens veterinärmedicinska anstalt (SVA) har gjort desinfektionsförsök på råvatten och med
tre olika typer av fager, phix174, MS2 och 28 B. I deras studie visade det sig att phix174 hade
en initial reduktion mellan 2 och 5 log vid klorkoncentrationer på 0,13 - 0,18 mg Cl2/l och
efter 30 minuters kontakttid var alla fager inaktiverade, detta innebar en reduktion på mer än 4
log. Detta stämmer överens med de resultat jag fått i mitt försök, eftersom att jag uppnått en
log reduktion på ungefär 3 log vid T=1 min och en klorkoncentration på 0,14 - 0,15 mg Cl2/l
och vid klorkoncentrationer på 0,21 – 0,40 mg Cl2/l hade jag vid T=1 min 4 – 5 log reduktion.
För de andra två fagerna varierade den initiala reduktionen mellan att vara i stort sett
obefintlig och upp till nästan 3 log, alltså en lägre initial reduktion än för phix174 (Jakob
71
Ottoson, muntligt). Phix174 är alltså den fag av de tre som är mest känslig mot klor och på så
vis är den som är lättast att inaktivera i desinfektionen.
Överlag är det svårt att hitta resultat över hur tåliga olika fager är mot desinfektion. Detta kan
bero på att det är olika mekanismer som påverkar olika fager respektive olika virus förmåga
att kunna infektera värdceller (Jakob Ottoson, muntligt). Detta gör det svårt för mig att dra
slutsatser och paralleller till olika humanpatogena virus och deras känslighet för klor i
förhållande till phix174. Eftersom phix174 visade sig vara så känslig för klor så är det möjligt
att de humanpatogena virus som är vanliga i dricksvatten har en högre tolerans mot kloret. I
försöken SVA gjort lyckades de även inaktivera två andra typer av fager med den låga initiala
koncentration som de använde vilket tyder på att klor verkar fungera bra som
desinfektionsmedel för fager. I Hornstra (2010) studie nämner de att MS2 vanligen används
för att efterlikna humana enterovirus, alltså skulle den reduktion SVA uppnått av MS2 tyda på
att reduktionen av humana enterovirus i vattenverk är god, detta med tanke på att
vattenverken i regel använder högre initiala klorkoncentrationer än vad SVA gjorde i sina
försök.
Om man tittar på studien gjord av Durań med flera (2003) så ser man att det verkar finnas en
stor variation mellan olika bakteriofager om hur känsliga de är mot klor. Phix174 verkar vara
en av dem som är mest känsliga mot klor medan de finns andra fager som är mer resistenta
mot klor än olika enterovirus. Phix174 hade i försöken på avloppsvatten en reduktion som var
lägre än den för enteroviruset Ar51101.1 efter 20 minuters kontakttid. Detta skulle tyda på att
phix174 skulle gå att använda som indikatororganism för vissa enterovirus. I sin tur skulle de,
efter resultaten i denna rapport, leda till att om reduktionen av levande celler i analyserna är
tillfredställande skulle slutsatsen kunna dras att reduktionen av dessa enterovirus också är
tillfredställande. Däremot visade phix174 mindre tålighet mot klor än till exempel poliovirus
1, detta innebär att phix174 inte skulle kunna fungera som indikatororganism för det viruset. I
försöken kunde också ses att det fanns bakteriofager (bakteriofager som infekterar Bacteria
fragili) som hade större tålighet mot klor än de humanpatogena virus som använts i försöken
(Durań et al., 2003). De bakteriofagerna skulle då fungera som bättre indikatorer på
virusinaktivering än till exempel phix174. Alltså skulle det tillföra stor nytta om försök med
ytterligare typer av fager kunde göras för att kunna bedöma virusinaktiveringen i vattenverket
idag.
4.5 Levande celler som indikatormetod för virusinaktivering?
Antalet levande celler (bakterier med ett intakt cellmembran) reducerades långsammare än
antalet kolifager i försöken. Detta illustrerades också genom att med hjälp av Ct-värden göra
en jämförelse mellan den förväntade och den faktiska reduktionen av celler respektive fager. I
dessa figurer kunde ses att kolifagerna reducerades mycket snabbare än förväntat och att
reduktionen av levande celler stämde bättre överens med den förväntade reduktionen. Baserat
på resultaten i denna rapport skulle analysmetoden för levande celler kunna användas som en
indikatormetod på att dricksvattnet också har en tillfredställande rening av kolifager/virus.
Detta skulle göra att man kan vara på den säkra sidan när man bedömer virusinaktiveringen
72
eftersom om en viss reduktion av levande celler tyder på att virusreduktionen är ännu större.
Den reduktionen man ser för celler skulle alltså vara den minsta reduktion som virusen
inaktiverats och med stor sannolikhet har virusen reducerats i ännu större grad.
I dagsläget har olika indikatorbakterier så som odlingsbara mikroorganismer 3 dygn använts
som en indikation på vattnets innehåll av virus. Efter dessa försök verkar det som att levande
celler skulle vara en lämpligare metod för att indikera god virusinaktivering än de analyser av
odlingsbara mikroorganismer som gjorts på mina försök. Detta för att reduktionen av
odlingsbara mikroorganismer initialt skett snabbare än reduktionen av kolifager. Vilket i
sådana fall skulle innebära att metoden inte är lika lämplig som analysen av levande celler för
att även säkerställa virusinaktivering. Om mikroorganismerna går ned under analysgränsen
garanterar de inte att kolifagerna gjort det eftersom att kolifagerna verkade ha en
långsammare inaktivering, i alla fall initialt. Efter 90 minuter hade dock både kolifagerna och
mikroorganismerna gått ned till under analysgränsen för samtliga koncentrationer, alltså under
1 pfu/100 ml respektive under 1 cfu/ml. Men eftersom inaktiveringen av fager och
mikroorganismer är så lika är levande celler ändå en lämpligare analysmetod eftersom att dess
inaktivering gick mycket långsammare än fagernas. Om man då använder levande celler som
indikatormetod för att säkerställa virusinaktivering är man mer på den säkra sidan, skulle de
levande cellerna inaktiveras helt, som för den högsta klorkoncentrationen och den längsta
kontakttiden, kan man vara helt säker på att även antalet kolifager inaktiverats helt. Detta kan
inte sägas för de odlingsbara mikroorganismerna.
Ytterligare fördelar med analysen av levande celler är att analysen ger ett resultat samma dag,
jämfört med odlingen av mikroorganismer som tar 3 dygn. Resultat som fås samma dag gör
att det går fortare att sätta in åtgärder om det visar sig vara något problem med vattenkvaliten.
Medan analysen av odlingsbara mikroorganismer medför en större risk för konsumenterna,
eftersom det tar tre dagar innan ett analysresultat fås. På den tiden kan en eventuell
vattenförorening redan ha passerat reningsverket, och de åtgärder som hade kunnat behövas är
inte längre nödvändiga utan andra typer av åtgärder måste istället vidtas. Tilläggas bör även
att analysen av levande celler inte är en ackrediterad analysmetod vid Lackarebäcks
vattenverk och de flesta andra vattenverk använder den inte utan de har oftast bara 3dygnsanalyserna av odlingsbara mikroorganismer. Om bara analysen av odlingsbara
mikroorganismer används tyder resultaten i denna rapport på att de inte går att säkert bedöma
hur stor virusinaktivering man har. Slutligen, indikatororganismer kan inte säga om det finns
virus i vattnet eller inte, de kan bara säga om det är troligt att de finns eller inte. Med andra
ord skulle inte en låg halt indikatorbakterier garantera att vattnet inte innehåller några virus.
I vattenverkets reningsprocess används klordioxid som desinfektionsmedel och den reduktion
av levande celler som sker i vattenverkets process (bilaga E) är vanligtvis högre än den
reduktion jag uppnått i mina försök. Jag har uppnått dricksvattenkvalitet för den högsta
klorkoncentrationen och vid den längsta kontakttiden medan de i processen används lite
kortare kontakttid och en klorkoncentration som ligger någonstans runt 0,30 mg Cl2/l, vilket
är mellan min mellersta och högsta koncentration. I övrigt ska förutsättningarna i försöket och
i fullskalan vara ganska lika såsom kontakttid, temperatur och pH. Eftersom att vattenverket
73
har en högre reduktion av celler än vad jag uppnått i mina försök så tyder det också på att
inaktiveringen av virus borde vara bättre än i mina försök, detta eftersom att en bättre
reduktion av levande celler också borde leda till en bättre reduktion av virus. Resonemanget
ovan skulle då resultera i att de analysmetoder som används vid Lackarebäcks
dricksvattensverk är tillräckliga för att bedöma och säkerställa en bra vattenkvalitet med
avseende på virusinaktivering, eller i alla fall för denna typ av virus (phix174).
4.6 Förslag på fortsatta försök
Det behöver göras kompletterande försök för att säkert kunna veta hur effektivt klor är mot
virus. Bland annat behöver försöken göras med tåligare sorter av kolifager, eftersom det i
detta försök använts en typ av kolifager som visade sig vara mycket känslig mot klor. Sedan
skulle det också vara intressant att ändra andra parametrar i försöket så som pH och
temperatur, de förutsättningar som använts i detta försök är ogynnsamma för en effektiv
desinfektion. Försök med andra desinfektionsmedel skulle också kunna göras och med annat
provvatten.
5 Slutsatser
Efter försöken gjorda med natriumhypoklorit som tillsats till filtratvatten från vattenverkets
reningsprocess har efter spikning med kolifager (phixl174) följande konstaterats:
•
•
•
•
•
•
•
Kolifagernas tillväxtbuljong, MSB, visade sig förbruka mycket klor i sig och därför är
rening av kolifagerna av stor vikt för att få ett tillförlitligt resultat.
Natriumhypoklorit visade sig vara effektiv vid inaktivering av phix174 i provvattnet,
eftersom redan den lägsta koncentrationen av klor, 0,2 mg Cl2/l, gav en nästan
omedelbar inaktivering av dem.
Phix174 inaktiverades helt redan efter mycket korta kontakttider, vilket tyder på att
den är mycket känslig för klor.
Den faktiska reduktionen av kolifager var större än den beräknade förväntade
reduktionen. För levande celler var den faktiska reduktionen något lägre än den
förväntade reduktionen.
Analysen av levande celler verkar vara en lämplig metod för att kunna dra slutsatser
om desinfektionseffekten, eftersom antalet levande celler reducerades långsammare än
vad antalet kolifager (phix174) gjorde.
Levande celler verkar vara en bättre indikator på virusinaktivering än
indikatororganismer.
Phix174 verkar vara en av de minst klortåliga fagerna.
Slutsatsen av rapporten är att reduktionen av intakta celler är en betydligt bättre indikation på
virusinaktivering än reduktionen av indikatorbakterierna. Den använda kolifagen tycks vara
74
relativt klorkänslig och ytterligare försök med mer klortåliga fager kan vara ett värdefullt
underlag för bedömningar av hur klortåliga humanpatogena virus reduceras vid desinfektion.
Tackord
Jag vill tacka Olof Bergstedt och Elisabeth Athley för att jag fick möjlighet att göra
examensarbetet hos Göteborg Vatten samt för stöd, rådgivning och kunskap längs hela
arbetets gång.
Jag vill också tacka Inger Kjellgren för att jag fått använda laboratoriet i försöksanläggningen
för min uppsats samt för all hjälp och vägledning jag fått under arbetet.
Dessutom vill jag tacka Henrik Rydberg på laboratoriet på Lackarebäck för rådgivning och
hjälp med examensarbetet. Jag vill också rikta ett tack till Anette Hansen och Inga-Lill
Larsson för all rådgivning, analyshjälp och praktiskt hjälp jag fått med mitt arbete. Sen vill jag
också tacka övrig personal på laboratoriet som stått ut med mina frågor och också hjälpt mig
med analyserna av mina prover.
Till sist vill tacka min handledare på Göteborgs Universitet, Göran Dave, för stöd och
praktiskt hjälp med min rapport.
Referenser
Au K.K och LeChevallier M.W, 2004. Water treatment and Pathogen control. IWA
publishing and World health Organization. Hämtad: 2012-01-31. Tillgänglig på:
http://www.who.int/water_sanitation_health/dwq/en/watreatpath.pdf
Cho M., Kim J., YeonKim J., Yoon J och Kim J, 2010.Mechanisms of Escherichia coli
inactivation by several disinfectants.Water Research 44 pp.3410-3480.
Cromeans T, Kahler A och Hill V, 2010. Inactivation of Adenoviruses, Enteroviruses, and
Murine Norovirus in Water by Free Chlorine and Monochloramine. Applied and
Environmental Biology vol. 76 no. 41028-1033. Hämtad: 2012-04-18. Tillgänglig på:
http://aem.asm.org/content/76/4/1028.full
Dahlberg B, Pott B-M, Dalin E, Ansker J , Häggström P, Ericsson P och Lindgren P-E, 2010.
Analysmetoder för norovirus i ytvatten rapport nr. 2010-09. Svenskt vatten.
Dahlberg K, 2011. Mikrobiologisk riskanalys för dricksvattenrening vid Görvälnverket.
Sveriges lantbruksuniversitet.
Duizer E, Bijkerk P, Rockx B, de Grott A, Twiskand F och Koopmans M, 2004. Inactivation
of Caliciviruses. Applied and Environmental Biology vol.70 no. 4538-4543. Hämtad: 201204-18. Tillgänglig på: http://aem.asm.org/content/70/8/4538.full
Durań A.E., Muniesa M., Mocé L., Llivina C., Campos C., Jofre J, and Lucena F., 2003.
75
Usefulness of different groups of bacteriophages as model micro-organisms for evaluating
chlorination. Journal of Applied Microbiology, vol. 95, pp. 29–37.
Goodsell D och RCSB Protein Data Bank, 2010. Bacteriophage phiX174
Hämtad: 2012-04-17. Tillgänglig på; http://www.rcsb.org/pdb/101/motm.do?momID=2
Government of Newfoundland and Labrador, Department of Environment and Conservation
and Water Resources Management Division, 2005.Guidelines for the Design, Construction
and Operation of Water and Sewerage Systems. Hämtad: 2012-02-06. Tillgänglig på:
http://www.env.gov.nl.ca/env/waterres/waste/groundwater/guidelines_for_design_constr_ope
r_wss.pdf
Grabow WOK, 2001. Bacteriophages: Update on application as models for viruses in water.
Department of Medical Virology, University of Pretoria. ISSN 0378-4738 = Water SA Vol.
27 No. 2 Hämtad: 2012-04-23. Tillgänglig på:
http://www.ajol.info/index.php/wsa/article/viewFile/4999/12468
Göteborg Stad, 2011. Dricksvattenberedning.
Hämtad: 2012-01-26. Tillgänglig på:
http://www.goteborg.se/wps/portal/!ut/p/c4/04_SB8K8xLLM9MSSzPy8xBz9CP0os3gjU9AJyMvYwMDSycXA6MQFxNDPwtTI_9QY_2CbEdFACJXgVE!/?WCM_GLOBAL_CO
NTEXT=/wps/wcm/connect/goteborg.se/goteborg_se/Invanare/Bygga_Bo/Vatten_och_avlop
p/Sa_funkar_det/Inkrubr_N540_byggabo_vattenavlopp_safunkar_dricksvatten/art_N540_byg
gabo_vattenoavlopp_safunkardet-dricksvattenberedning
Göteborgs Vatten-och avloppsreningsverk, laboratoriet, 1992 rev. 1998. Modifierad SS
028172-2 Vattensundersökningar – bestämning av aktiv klor i vatten – fotometrisk metod.
Göteborgs Vatten-och Avloppsreningsverk.
Göteborg Vatten, projektering, laboratorium, 2005a. Bestämning av antalet Viruslika
Partiklar – VLP genom epiflouresensmikroskopi med SYBR Green I. Göteborg Vatten.
Göteborg Vatten, projektering, laboratorium, 2005b rev. 2009. Bestämning av totala antalet
celler i vatten – epiflourescensmetod. Göteborg Vatten.
Göteborg Vatten, projektering, laboratorium, 2010. SOP Detektion och beräkning av
somatiska kolifager. Göteborg Vatten
Haas C.H, 1999. Water quality and treatment – A handbook of community water supplies.
American water works association 5th ed. ch. 14. McGraw-Hill
Hartlid C, 2009. Mikrobiologisk riskanalys av dricksvattenförsörjningen i Lilla Edets kommun
– Möjliga orsaker till ett vattenburet sjukdomsutbrott. Göteborgs universitet, institutionen för
växt- och miljövetenskaper. Hämtad: 2012-04-05. Tillgänglig på:
http://www.dricks.chalmers.se/files/exjobb/Exjobb_CH.pdf
Hornstra L.M., Smeets P.W.M.H och Medema G.J, 2010. Inactivation of bacteriophage MS2
76
upon exposure to very low concentrations of chlorine dioxide. Water Research vol. 45, pp.
1847-1855. Hämtad: 2012-04-18 från Sciencedirect.
Hällqvist E, 2010. Patogener i Svenskt dricksvatten – Reningsmetoder och framtida klimathot.
Uppsala Universitet. Hämtad: 2012-04-18. Tillgänglig på:
http://www.svensktvatten.se/Documents/Kategorier/SVU/Rapporter/Patogener%20och%20kli
mathot%20Emma%20H%C3%A4llqvist%202010.pdf
International standard, ISO, 2000. Water quality – Detection and enumeration of
bacteriophages part 2: Enumeration of somatic coliphages. ISO 10705-2
Keswick B.H., Satterwhite T.K., Johnson P.C., DuPont H., Secor S.L., Bitsura J.A., Gary
G.W och Hoff J.C, 1985. Inactivation of Norwalk Virus in Drinking Water by Chlorine.
Applied and Environmental Microbiology, pp. 261-264. American Society for Microbiology
Kjellberg I, 2011. Spikning med kolifager på UF-pilot, Norit 2011-06-09. Göteborg Vatten
rapport 2011-10
Lindberg T och Lindqvist R, 2005. Dricksvatten och mikrobiologiska risker 28-2005.
Livsmedelsverket. Hämtad: 2012-02-08. Tillgänglig på:
http://www.svensktvatten.se/Global/Dricksvatten/Rapporter/200528%20LIVSMEDELSVERKET_Riskprofil%20%20Dricksvatten%20och%20mikrobiologiska%20risker.pdf
Morat J., Mir, J., Codonyt F., Mast J och Ribas F, 2003. Microbial response to disinfectants.
The Handbook of Water and Wastewater Microbiology, Elsevier. Hämtad: 2012-02-06
Tillgänglig på: http://www.elearning.tp.ugm.ac.id/upload/water.4.pdf
Rule Wigginton K och Kohn T, 2011. Virus disinfection mechanisms: the role of virus
composition, structure, and function. Current Opinion in Virology vol. 2, pp1–6.
Hämtad från sciencedirect 2012-02-02.
Shin G och Sobsey M.D, 2008. Inactivation of norovirus by chlorine disinfection of
water.Water research 42(2008) 4562–4568. Elsevier Ltd.
Standardiseringskommissionen i Sverige SIS, 1989. Vattenundersökningar-Bestämning av
aktivt klor i vatten- Fotometrisk method. SS028172
Standardiseringskommissionen i Sverige SIS, 1993. Vattenundersökningar- bestämning av
totala antalet bakterier i vatten – Epifluorescensmetod. SS028195
Standardiseringskommissionen i Sverige SIS, 1999. Vattenundersökningar- Bestämning av
odlingsbara mikroorganismer – koloniräkning genom ingjutning i ett näringssubstrat med
agar (ISO 6222:1999). SS-EN ISO 6222.
77
Stanfield G., Lechevallier M och Snozzi M, 2012. Assesing microbial safety aspects of
drinking water. WHO och OECD. IWA publishing. Hämtad: 2012-01-31. Tillgänglig på:
http://www.who.int/water_sanitation_health/dwq/9241546301full.pdf
Svenska Livsmedelsverket, 2001. Föreskrifter om dricksvatten SLVFS 2001:03. Hämtad:
2012-01-23. Tillgänglig på: http://www.slv.se/upload/dokument/lagstiftning/20002005/2001_30_omtryck.pdf
United States Environmental Protection Agency – office of water, 1999.Alternative
Disinfectants and Oxidants - Guidance Manual. EPA 815-R-99-014. Hämtad: 2012-02-02.
Tillgänglig på: http://www.epa.gov/ogwdw000/mdbp/alternative_disinfectants_guidance.pdf
World Health organization, 2008.Gudielines for drinking water quality, 3rd edition.Geneve:
World Health Organization. Hämtad: 2012-02-06. Tillgänglig på:
http://www.who.int/water_sanitation_health/dwq/fulltext.pdf
Ødegaard H., Østerhus S och Melin E, 2009. Veiledning til bestemmelse av god
desinfeksjonspraksis. Rapport 170:2009. Norsk Vann.
Muntliga referenser
Elisabeth Athley, 2011. Mailkontakt. Göteborg Vatten, projekt och teknik –
Dricksvattenproduktion. Besök: Hjällbo Lillgata 1, 424 23 Angered. Tfn: 031-3687042. Epost: elisabet.athley@vatten.goteborg.se
Inger Kjellberg, 2012. Mailkontakt och personlig kontakt. Göteborg Vatten,
produktionsavdelningen Lackarebäck. Besök: Bäckravinsgatan 5, 431 66 Mölndal. Tfn: 0313687011, mobil: 0722-277011. E-post: inger.kjellberg@vatten.goteborg.se
Jakob Ottoson, 2012. Mailkontakt. Statens Lantbruksuniversitet. E-post: jakob.ottoson@slu.se
Olof Bergstedt, 2012. Mailkontakt. Göteborg Vatten, projekt och teknik –
Dricksvattenproduktion. Besök: Hjällbo Lillgata 1, 424 23 Angered. Tfn: 031-3687132. Epost: olof.bergstedt@vatten.goteborg.se
78
Bilaga A. Analysresultat för försöken
Bilaga B. Beräkning av initial klorkoncentration och förväntad
reduktion av kolifager respektive levande celler
Bilaga C. Analysresultat för Lackarebäck filtrat nord och filtrat syd
Bilaga D. Analysresultat för Lackarebäck utgående dricksvatten
Bilaga E. Trend för levande celler i Lackarebäcks utgående
dricksvatten samt i filtraten.
Bilaga F. Trend för TOC för Lackarebäcks utgående dricksvatten
samt filtraten.
Bilaga G. Trend för fritt klor i Lackarebäcks dricksvattensnäcka och
utgående dricksvatten.
79
Utskriftsdatum: 2012-05-21 10:04:34 Liggande utskrift: VISKDES.L1 Sign: IK
Sida: 1
Nr 01 = L-filtrat + klor
Nr 02 = L-filtrat + kolifager
Nr 03 = L-filtrat + kolifager + klor (den lägre konc av tre)
Nr 04 = L-filtrat + kolifager + klor (den mellersta konc av tre)
Nr 05 = L-filtrat + kolifager + klor (den högsta konc av tre)
2012-02-28 används obehandlad faglösning som tillsats 5ml/5 liter
2012-03-01 används obehandlad faglösning som tillsats 0,5 ml/5 liter
2012-03-07 försök med LTLSB jfr 0,45 um filtrerad fagtillsats
2012-03-15 Fagtillsats filtrerad med 0,45um filter, uppkonc på 0,02 um
Provtyp: PRX00001 Nr 01
Provnummer Provdatum-tid
P1200034-00
P1200034-01
P1200054-00
P1200067-00
20120228
20120228
20120329-0830
20120403-0825
Index: 00
Typ
L-filtrat + klor
L-filtrat + klor
L-filtrat
L-filtrat
P1200029-00
P1200029-01
P1200035-00
P1200041-00
P1200041-01
P1200049-00
P1200049-01
P1200055-00
P1200055-01
P1200068-00
P1200068-01
20120228-0825
20120228-0955
20120301-0815
20120315-0815
20120315-0945
20120322-0830
20120322-1000
20120329-0830
20120329-1000
20120403-0830
20120403-1000
P1200056-00
P1200056-01
P1200056-02
P1200069-00
20120329-0830
20120329-0915
20120329-1000
20120403-0830
4.7
4.6
Tid pH-värde
min
1
60
-2
pH mätt
vid
°C
Klor fritt
mg/l
0.31
7.8
6.9
12
11
Tid pH-värde
pH mätt
vid
°C
Klor total
t
mg/l
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
TOC
37
<1
55
109
1000
1400
1200
1.5E5
1.4E5
1.1E5
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
280
260
170
220
1.8E5
1.1E5
1.8E6
1.4E6
4
3
3
1
41
37
<1
<1
1.4E5
1.1E5
1.3E5
1.2E5
1.1E5
1.1E5
1.0E5
1.1E5
7.0E5
1.1E6
5.6E5
6.1E5
4.1E5
6.4E5
6.0E5
7.0E5
3.1
3.0
7
13
62
56
110
43
1200
1200
2000
1500
1400
1300
1300
1200
Klor total
t
mg/l
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
TOC
0.28
0.25
0.22
0.30
<1
<1
<1
<1
2
2
2
330
700
300
250
700
1.1E5
350
1
<1
4400
2.0
mg/l
-----2.1
3.1
Index: 00
Typ
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
4.2
-----4.9
4.1
-----3.9
-----4.7
-----4.6
4.6
min
0
90
7.9
10
7.4
7.5
12
10
7.6
9
7.7
12
7.1
11
Tid pH-värde
pH mätt
vid
°C
-1
90
-1
90
-1
90
-1
90
Klor fritt
mg/l
Klor total
t
mg/l
TOC
mg/l
2.1
3.0
Index: 00
Typ
L-filtrat + kolif+klor
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
4.5
----------4.4
min
1
45
90
1
Klor fritt
mg/l
0.14
0.13
0.05
0.14
8.5E4
9.6E4
mg/l
3.2
P1200069-01 20120403-0915
P1200069-02 20120403-1000
Index: 00
Typ
P1200030-01
P1200030-02
P1200030-03
P1200036-00
P1200036-01
P1200036-02
P1200036-03
P1200037-02
P1200037-00
P1200037-01
P1200042-01
P1200042-02
P1200042-03
P1200050-01
P1200050-02
P1200050-03
P1200050-04
P1200050-05
P1200057-00
P1200057-01
P1200057-02
P1200070-00
P1200070-01
P1200070-02
20120228-0825
20120228-0910
20120228-0955
20120301-0815
20120301-0815
20120301-0900
20120301-0945
20120305-1330
20120305-1400
20120305-1400
20120315-0815
20120315-0900
20120315-0945
20120322-0830
20120322-0830
20120322-0840
20120322-0915
20120322-1000
20120329-0830
20120329-0915
20120329-1000
20120403-0830
20120403-0915
20120403-1000
P1200058-00
P1200058-01
P1200058-02
P1200071-00
P1200071-01
P1200071-02
20120329-0830
20120329-0915
20120329-1000
20120403-0830
20120403-0915
20120403-1000
5.1
5.4
Tid pH-värde
min
pH mätt
vid
°C
45
90
Klor fritt
Klor total
t
mg/l
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
0.07
0.06
0.25
0.23
<1
<1
19
162
600
400
1.0E5
<1
<1
Klor fritt
Klor total
t
mg/l
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
<0.03
<0.03
<0.03
0.39
0.36
0.34
290
310
300
260
200
150
2.1E6
8.5E4
9.7E4
1.4E6
1.4E5
8.0E4
<0.03
<0.03
<0.03
<0.03
<0.03
0.25
0.21
0.14
0.09
0.06
0.15
0.14
0.08
0.05
0.23
0.25
0.13
0.21
0.18
0.13
0.42
0.45
0.44
0.36
0.30
0.26
0.17
0.27
0.27
0.24
0.22
0.38
0.34
0.29
0.37
0.34
0.31
<1
<1
<1
620
400
150
6.8E4
7.6E4
1.0E5
1
<1
<1
<1
<1
1
<1
<1
<1
<1
<1
<1
<1
4
6
2
1
2
<1
<1
36
74
20
600
600
300
200
700
400
200
500
400
200
1.3E5
3
<1
<1
<1
1
<1
<1
17
<1
Klor fritt
Klor total
t
mg/l
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
TOC
0.55
0.49
0.42
0.54
0.49
0.45
<1
<1
<1
<1
<1
<1
<1
1
1
9
22
29
500
150
<100
400
200
<100
9.6E4
<1
<1
<1
20
<1
2.3
mg/l
TOC
mg/l
Index: 00
Typ
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
L-filtr +kolif+ klor
L-filtr +kolifager+klor
L-filtr +LTLSB+ klor
L-filtr +kolifager+klor
L-filtrat +kolif+ klor
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
Sida: 2
3.6
----------3.8
------------------------------5.2
----------5.3
--------------------5.8
----------5.9
6.5
6.7
Tid pH-värde
min
1
45
90
0
1
1
1
1
1
1
1
45
90
0.25
1
10
45
90
1
45
90
1
45
90
7.8
8.2
pH mätt
vid
°C
mg/l
TOC
mg/l
10
------
1.3E5
1.0E5
9.1E4
1.1E5
3.1
2.1
2.9
7.8E4
Index: 00
Typ
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
6.2
----------5.9
6.5
6.7
Tid pH-värde
min
1
45
90
1
45
90
pH mätt
vid
°C
mg/l
0.40
0.30
0.23
0.37
0.30
0.28
9.0E4
1.0E5
9.1E4
mg/l
3.0
Bilaga B. Beräkning av initial klorkoncentration och förväntad
reduktion av kolifager respektive levande celler
Arean, det vill säga Ct-värdet, har räknats ut enligt figur 2 i avsnitt 3.2.1.
Ct-värdet (nödvändigt för 3 log reduktion) har justerats efter de pH som uppnåtts i respektive
försök och Ct-värdet har avlästs i figur 3 i avsnitt 1.1.4 i denna rapport.
Försök 3 med den mellersta klorkoncentrationen, 2012-03-15
Beräkning av initial koncentration klor vid T=0 min;
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
C1 (Koncentration på natriumhypokloriten) = 2740 mg Cl2/l
V1 (Tillsatt volym natriumhypoklorit) = 625µl
V2 (Försöksvolym) = 5l
C2 (initial halt totalt klor vid T=0) = 2740mg/l * 625E-6 l/5l = 0,3425 mg/l
Uträkning av förväntad log reduktion av virus
Ct-värdet är arean under klorkurvan vid respektive tidpunkt.
T=1 min, Ct= (0,21*1)+((0,3425-0,21)/2)*1= 0,28 mg*min/l
T=45 min, Ct= 0,28 + (0,14*44) = 8,0 mg*min/l
T= 90 min, Ct= 8,0 + ((0,14-0,09/2)*45) +(0,09*45) = 13,1 mg*min/l
Ctberäknat = Beräknat Ct-värde
För en log inaktivering på 3log vid T = 4 C och pH = 7,5 krävs ett Ct-värde = 6,0 mg*min/l
(Avläst från figur 3 i avsnitt 1.1.4)
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,28/6,0 = 0,14
T=45 min, Log IA = 3* 8,0/6,0 = 4,0
T= 90 min, Log IA = 3*13,1/6,0 = 6,6
Beräkning av förväntad reduktion av kolifager:
T=1 min, 700000/(10^(0,14)) = 509299 pfu/100 ml
T=45 min, 700000/(10^(4,0)) = 72 pfu/100 ml
T=90 min, 700000/(10^(6,6)) = 0,19 pfu/100 ml
Beräkning av förväntad reduktion av levande celler:
T=1 min, 1200/(10^(0,14))= 873 antal/100 ml
T=45 min, 1200/(10^(4,0))= 0,12 antal/100 ml
T=90 min, 1200/(10^(6,6)) = 0,0003 antal/100 ml
Försök 4 med den mellersta klorkoncentrationen, 2012-03-22
Beräkning av initial koncentration klor vid T=0min;
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
V1 (Tillsatt volym natriumhypoklorit) = 625µl
C2 (initial halt totalt klor vid T=0) = 2740mg/l * 625E-6 l/5l = 0,3425 mg/l
T=1 min, Ct= (0,15*1)+((0,3425-0,15)/2)*1= 0,25 mg*min/l
T=10 min, Ct=0,25+(0,14*9) = 1,50 mg*min/l
T=45 min, Ct= 1,50 + ((0,14-0,08/)*35) + (0,08*35) = 5,4 mg*min/l
T= 90 min, Ct= 5,4 + (0,05*45) = 7,6 mg*min/l
Avläst i figur 3 i avsnitt 1.1.4.
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,25/6,4 = 0,12
T=10 min, Log IA=3*1,50/6,4= 0,71
T=45 min, Log IA = 3* 5,4/6,4 = 2,5
T= 90 min, Log IA = 3*7,6/6,4 = 3,6
T=1 min, 560000/(10^(0,12)) = 429297 pfu/100 ml
T=10 min, 560000/(10^(0,71))= 110188 pfu/100 ml
T=45 min, 560000/(10^(2,5)) = 1728 pfu/100 ml
T=90 min, 560000/(10^(3,6)) = 152 pfu/100 ml
T=1 min, 1400/(10^(0,12))= 1533 antal/100 ml
T=10 min, 2000/(10^(0,71)) = 394 antal/100 ml
T=45 min, 1400/(10^(2,5))= 6,1 antal/100 ml
T=90 min, 1400/(10^(3,6)) = 0,54 antal/100 ml
Försök 5 med samtliga tre klorkoncentrationer, 2012-03-29
Resultatet för den lägsta klorkoncentration
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
V1 (Tillsatt volym natriumhypoklorit) = 7,2ml
C2 (initial halt totalt klor vid T=0) = 250mg/l * 7,2E-3 l/5l = 0,36 mg/l
T=1 min, Ct= (0,14*1)+((0,36-0,14)/2)*1= 0,25 mg*min/l
T=45 min, Ct= 0,25 + (0,13*44) = 6,0 mg*min/l
T= 90 min, Ct= 6,0 + ((0,13-0,05/2)*45) +(0,05*45) = 10,02 mg*min/l
Avläst från figur 3 i avsnitt 1.1.4.
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,25/7,2 = 0,10
T=45 min, Log IA = 3* 6,0/7,2 = 2,5
T= 90 min, Log IA = 3*10,02/7,2 = 4,2
T=1 min, 410000/(10^(0,10)) = 322565 pfu/100 ml
T=45 min, 410000/(10^(2,5)) = 1334 pfu/100 ml
T=90 min, 410000/(10^(4,2)) = 27,4 pfu/100 ml
T=1 min, 1400/(10^(0,10))= 1101 antal/100 ml
T=45 min, 1400/(10^(2,5))= 4,6 antal/100 ml
T=90 min, 1400/(10^(4,2)) = 0,09 antal/100 ml
Resultat för den mellersta klorkoncentrationen
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
Beräkning av förväntad log reduktion av virus
Ct-värdet är arean under klorkurvan för respektive tidpunkt.
T=1 min, Ct= ((0,485-0,23)/2)*1+(1*0,23)= 0,4 mg*min/l
T=45 min, Ct= 0,4+ (0,25*44) = 11,4 mg*min/l
T= 90 min, Ct =11,4+ ((0,25-0,13)/2*45)+(0,13*45) = 19,9 mg*min/l
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,4/7,2 = 0,15
T=45 min, Log IA = 3* 11,4/7,2 = 4,7
T= 90 min, Log IA = 3*19,9/7,2 = 8,3
T=1 min, 410000/(10^(0,15)) = 290955 pfu/100 ml
T=45 min, 410000/(10^(4,7)) = 7,6 pfu/100 ml
T=90 min, 410000/(10^(8,3)) = 0,002 pfu/100 ml
T=1 min, 1400/(10^(0,15))= 994 antal/100 ml
T=45 min, 1400/(10^(4,7))= 0,03 antal/100 ml
T=90 min, 1400/(10^(8,3)) = 7E-6 antal/100 ml
Beräkning av den initiala koncentrationen av klor, T=0 min;
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
V1 (Tillsatt volym natriumhypoklorit) = 13,5 ml
V2 (Försöksvolym) = 5 l
C2 (initial halt totalt klor vid T=0) = 250 mg/l*7,2E-3l/5l = 0,675 mg/l
Ct-värdet är arean under klorkurvan vid en bestämd tidpunkt.
T=1 min, Ct= ((0,675-0,4)/2)*1+(0,4*1) = 0,5 mg*min/l
T=45 min, Ct= 0,5 + ((0,4-0,3)/2)*44+(0,3*44) = 15,9 mg*min/l
T= 90 min, Ct=15,9 + ((0,3-0,23/2)*45)+(0,23*45) = 34,6 mg*min/l
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,5/7,2 = 0,2
T=45 min, Log IA = 3* 15,9/7,2 = 6,6
T= 90 min, Log IA = 3*34,6/7,2 = 14,4
T=1 min, 410000/(10^(0,2)) = 244808 pfu/100 ml
T=45 min, 410000/(10^(6,6)) = 0,09 pfu/100 ml
T=90 min, 410000/(10^(14,4)) = 1,6E-9 pfu/100 ml
T=1 min, 1400/(10^(0,2))= 836 antal/100 ml
T=45 min, 1400/(10^(6,6))= 0,0003 antal/100 ml
T=90 min, 1400/(10^(14,4))= 5,3E-12 antal/100 ml
Försök 6 med samtliga tre klorkoncentrationer, 2012-04-03
Resultatet för den lägsta klorkoncentrationen
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
T=1 min, Ct= ((0,36-0,14)/2)*1+(0,14*1) = 0,25 mg*min/l
T=45 min, Ct= 0,25 + ((0,14-0,07)/2)*44+(0,07*44) = 4,9 mg*min/l
T= 90 min, Ct=4,9 + (0,06*45) = 7,6 mg*min/l
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,25/6,0 = 0,13
T=45 min, Log IA = 3* 4,9/6,0 = 2,4
T= 90 min, Log IA = 3*7,6/6,0 = 3,8
Beräkning av förväntad kolifag reduktion:
T=1 min, 600000/(10^(0,13)) = 449937 pfu/100 ml
T=45 min, 600000/(10^(2,4)) = 2204 pfu/100 ml
T=90 min, 600000/(10^(3,8)) = 98 pfu/100 ml
T=1 min, 1300/(10^(0,13))= 1101 antal/100 ml
T=45 min, 1300/(10^(2,4))= 4,6 antal/100 ml
T=90 min, 1300/(10^(3,8)) = 0,09 antal/100 ml
Resultatet för den mellersta klorkoncentrationen
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
Ct-värdet är arean under klorkurvan vid respektive tid.
T=1 min, Ct= ((0,485-0,21)/2)*1+(0,21*1) = 0,4 mg*min/l
T=45 min, Ct= 0,4 + ((0,21-0,18)/2)*44+(0,18*44)= 9,0 mg*min/l
T= 90 min, Ct=9,0 + ((0,18-0,13)/2)*45+(45*0,13)= 15,9 mg*min/l
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,4/6,0 = 0,17
T=45 min, Log IA = 3* 9,0/6,0 = 4,5
T= 90 min, Log IA = 3*15,9/6,0 = 8,0
Beräkning av förväntad kolifag reduktion:
T=1 min, 600000/10^(0,17)) = 402162 pfu/100ml
T=45 min, 600000/(10^(4,5)) = 20,6 pfu/100ml
T=90 min, 600000/(10^(8,0)) = 0,0067 pfu/100ml
T=1 min, 1300/(10^(0,17))=871 antal/100ml
T=45 min, 1300/(10^(4,5))= 0,045 antal/100ml
T=90 min, 1300/(10^(8,0)) = 1,5E-5 antal/100ml
C1*V1=C2*V2 C2=C1*V1/V2
V1 (Tillsatt volym natriumhypoklorit) = 13,5 ml
V2 (Försöksvolym) = 5 l
C2 (initial halt totalt klor vid T=0) = 250 mg/l*7,2E-3l/5l = 0,675 mg/l
Ct-värdet är arean under klorkurvan vid respektive tid.
T=1 min, Ct= ((0,675-0,37)/2)*1+(0,37*1) = 0,5 mg*min/l
T=45 min, Ct=0,5 + ((0,37-0,3)/2)*44+(0,3*44) = 15,2 mg*min/l
T= 90 min, Ct=15,2 + (0,28*45) = 27,9 mg*min/l
Detta ger;
T=1 min, Log IA = 3*0,5/6,0 = 0,3
T=45 min, Log IA = 3* 15,2/6,0 = 7,6
T= 90 min, Log IA = 3*27,9/6,0=13,9
T=1 min, 600000/(10^(0,3)) = 328776pfu/100ml
T=45 min, 600000/(10^(7,6)) = 0,01 pfu/100ml
T=90 min, 600000/(10^(13,9)) = 7,0E-9 pfu/100ml
T=1 min, 1300/(10^(0,3)= 712antal/100ml
T=45 min, 1300/(10^(7,6)= 3,0E-5 antal/100ml
T=90 min, 1300/(10^(13,9)= 1,5E-11 antal/100ml
Provplats: LACFINOX Filtrat nord [L]
L1200362-00
L1200375-00
L1200388-00
L1200403-00
L1200417-00
L1200430-00
L1200445-00
L1200459-00
L1200473-00
L1200489-00
L1200502-00
L1200515-00
L1200531-00
L1200544-00
L1200557-00
L1200572-00
L1200587-00
L1200601-00
Index: 00
Plats
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
Tid pH-värde
min
20120227-0746
20120229-0745
20120302-0800
20120305-0827
20120307-0752
20120309-0810
20120312-0805
20120314-0745
20120316-0815
20120319-0815
20120321-0740
20120323-0755
20120326-0821
20120328-0742
20120330-0810
20120402-0815
20120404-0750
20120405-0810
20120227-0746
20120229-0745
20120302-0800
20120305-0827
20120307-0752
20120309-0810
20120312-0805
20120314-0745
20120316-0815
20120319-0815
20120321-0740
20120323-0755
20120326-0821
20120328-0742
20120330-0810
20120402-0815
20120404-0750
20120405-0810
pH mätt
vid
°C
Klor fritt
mg/l
Klor total
t
mg/l
6.6
6.5
6.6
6.6
6.7
6.6
6.8
6.6
6.5
6.7
6.7
6.6
6.7
6.6
6.5
6.5
6.6
6.6
Provplats: LACFISYX Filtrat syd [L]
L1200363-00
L1200376-00
L1200389-00
L1200404-00
L1200418-00
L1200431-00
L1200446-00
L1200460-00
L1200474-00
L1200490-00
L1200503-00
L1200516-00
L1200532-00
L1200545-00
L1200558-00
L1200573-00
L1200588-00
L1200602-00
Sida: 1
Plats
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
<1
1
69
<1
<1
<1
<1
<1
120
<1
<1
5
<1
<1
<1
<1
<1
3
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
TOC
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
TOC
mg/l
4400
1100
1600
1800
5600
3200
3400
12000
6600
620
880
1500
1700
1700
1600
910
1500
3300
Index: 00
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
Tid pH-värde
min
6.6
6.5
6.6
6.6
6.8
6.6
6.9
6.7
6.7
6.7
6.6
6.7
6.6
6.7
6.6
6.6
6.7
6.6
pH mätt
vid
°C
Klor fritt
mg/l
Klor total
t
mg/l
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
<1
22
28
7
<1
11
8
1
<1
31
6
26
28
16
24
8
<1
24
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
3600
1000
3400
1900
2400
2000
2500
2700
1500
1500
1700
810
1700
2300
2200
1100
870
1100
mg/l
Provplats: LACDRXXX Dricksvatten utgående [L]
L1200367-00
L1200367-01
L1200380-00
L1200380-01
L1200393-00
L1200393-01
L1200408-00
L1200408-01
L1200422-01
L1200422-00
L1200435-00
L1200435-01
L1200450-00
L1200450-01
L1200464-00
L1200464-01
L1200478-00
L1200478-01
L1200494-00
L1200494-01
L1200507-00
L1200507-01
L1200520-00
L1200520-01
L1200536-00
L1200536-01
L1200549-00
L1200549-01
L1200580-00
L1200562-00
L1200562-01
L1200577-00
L1200577-01
L1200638-00
L1200592-00
L1200592-01
L1200606-00
L1200606-01
20120227-0746
20120227-0746
20120229-0745
20120229-0745
20120302-0800
20120302-0800
20120305-0827
20120305-0827
20120307
20120307-0752
20120309-0810
20120309-0810
20120312-0805
20120312-0805
20120314-0745
20120314-0745
20120316-0815
20120316-0815
20120319-0815
20120319-0815
20120321-0740
20120321-0740
20120323-0755
20120323-0755
20120326-0821
20120326-0821
20120328-0742
20120328-0742
20120329-0900
20120330-0810
20120330-0810
20120402-0815
20120402-0815
20120403-1000
20120404-0750
20120404-0750
20120405-0810
20120405-0810
Plats
Sida: 1
Index: 02
Provtagn Provtagn
ingstemp ingstemp
°C
°C
Tid pH-värde
min
pH mätt
vid
°C
Klor fritt
12
0.16
mg/l
Klor total
t
mg/l
2.8
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/ml
Odlingsbar
a mikroorg
CFU/100ml
Celler lev
ande
ant/ml
Viruslika
partiklar
ant/ml
Kolifager
somatiska
PFU/100ml
TOC
mg/l
<1
7.8
2.9
7.8
9
0.25
0.23
<100
<1
0.16
<100
3.0
<1
7.9
9
0.16
0.24
3.2
<100
<1
7.9
8.0
8
9
0.15
0.17
3.3
3.4
0.24
0.25
7.9
9
0.18
<100
<100
<1
<1
0.26
3.5
<100
1
7.9
10
0.17
3.7
7.9
9
0.16
7.9
10
0.19
0.25
0.24
<100
<1
3.1
<100
3.8
<1
0.27
3.9
<100
<1
7.9
10
0.19
3.9
7.9
10
0.28
0.28
<100
<1
0.18
<100
4.2
<1
7.8
15
0.17
0.26
5.3
<100
<1
7.9
12
0.16
5.5
7.9
11
0.25
0.24
<100
<1
0.15
<100
2.1
6.0
<1
7.8
10
0.18
0.26
6.0
<100
<1
7.9
11
0.15
7.9
12
0.14
5.8
0.23
0.23
<100
<1
<100
5.9
<1
7.8
14
0.18
0.25
<100
Utskriftsdatum: 2012-02-29 12:41:14
Sida: 1
Trend
Celler levande
Provdatum-tid
Statistik insamlad under perioden: 2010-02-01 - 2012-02-27
111201
111101
111001
110901
110801
110701
110601
Log DRV RES
1
110501
1
110401
1
110301
2
110201
2
110101
2
101201
3
101101
3
101001
4
100901
4
100801
4
100701
5
100601
5
100501
5
100401
6
100301
6
100201
Log UTG DRV
6
3
Log KOLFILTRAT
Levande celler LOG skala
Utskriftsdatum: 2011-12-09 10:05:11 Trend: TOCUF.T1 Sign: IK
TOC halt före och efter UF membran i pilot Lack 2011
Sida: 1
Trend
TOC
120101
111201
111101
111001
Provdatum-tid
TOC
120101
111201
111101
111001
110901
0
110801
0
110701
1
110601
1
110501
2
110401
2
110301
3
110201
3
110101
4
Dricksvatten utgående [L]
5
4
Provdatum-tid
UF-pilot: permeat
0
110901
0
110801
1
110701
1
110601
2
110501
2
110401
3
110301
3
110201
4
5
Filtrat 12 [L]
5
4
110101
UF-pilot: matarvatten
5
110101
Dricksvattensnäcka [L]
0.40
0.30
0.30
0.20
0.20
0.10
0.10
0.00
0.00
Provdatum-tid
120624
120612
120531
120519
120507
120425
120413
120401
120320
120308
120225
120213
120201
120120
120108
111227
111215
111203
111121
111109
111028
111016
111004
110922
110910
110829
110817
110805
110724
110712
110630
110618
110606
110525
110513
110501
110419
110407
110326
110314
110302
110218
110206
110125
0.50
Klor fritt
Dricksvatten utgående [L]
0.40
110113
Utskriftsdatum: 2012-04-19 15:11:46
Sida: 1
Trend
Halt fritt klor i Lackarebäcks dricksvattensnäcka och utg dricksvatten
0.50

Desinfektion av virus i dricksvatten

Transcription

Similar documents

ÄNTLIGEN en VATTENRENARE

Skötselråd för badtunna med plastinsats.pdf

Lär mer om A100 här

VS510S/GS510S Kontroll panel

Biologi uppsats

Manual Autodos M1-M2-M3

Människokroppen LPP + Matris

GASTROINTESTINAL KANALEN