Infektionsprävention und Hygiene management in

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Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift 127, Heft 11/12 (2014), Seiten 48–497
Open Access
Berl Münch Tierärztl Wochenschr 127,
486–497 (2014)
DOI 10.2376/0005-9366-127-486
© 2014 Schlütersche
Verlagsgesellschaft mbH & Co. KG
ISSN 0005-9366
Korrespondenzadresse:
birgit.walther@fu-berlin.de
Eingegangen: 07.03.2014
Angenommen: 24.06.2014
http://vetline.de/open-access/
158/3216/
Zusammenfassung
Zentrum für Infektionsmedizin, Institut für Mikrobiologie und Tierseuchen, Freie
Universität Berlin, Berlin1
Klinik für Pferde, allgemeine Chirurgie und Radiologie, Freie Universität Berlin,
Berlin2
Zentrum für Infektionsmedizin, Institut für Virologie, Freie Universität Berlin, Berlin3
Infektionsprävention und Hygiene­
management in Pferdekliniken
Infection control and hygiene management in equine
hospitals
Birgit Walther1*, Traute Janßen1*, Heidrun Gehlen2, Szilvia Vincze1, Kerstin Borchers3,
Lothar H. Wieler1, Ann Kristin Barton2, Antina Lübke-Becker1
*
Beide Autorinnen haben gleichwertig zu dieser Arbeit beigetragen.
Die zunehmender Bedeutung nosokomialer Infektionen in Pferdekliniken, häufig
mit multiresistenten Infektionserregern, erhöht die Anforderungen an die Biosicherheit. Gezielte Infektionsprävention und -kontrolle werden unumgänglich.
Einzelne Maßnahmen erzielen jedoch nur selten die gewünschte Verbesserung
im klinischen Alltag, denn nosokomialen Infektionen liegen meistens multifaktorielle Ursachen zugrunde. Equine Patienten können bereits bei der Aufnahme in
die Klinik mit multiresistenten Infektionserregern wie z. B. Methicillin-resistenten
Staphylococcus aureus (MRSA) oder Extended-Spectrum Beta-Lactamase (ESBL)bildenden Enterobacteriaceae kolonisiert sein, da diese Bakterien unabhängig
von ihren Resistenzeigenschaften den Nasen-Rachen-Raum bzw. den Intestinaltrakt erfolgreich besiedeln können. Auch Viren wie z. B. das equine Herpesvirus 1
(EHV-1) oder EHV-4 können unbemerkt in Kliniken gelangen, wenn die Patienten
entweder latent infiziert sind oder sich in der Inkubationsphase befinden.
Nur ein professionelles Klinikmanagement kann einen nosokomialen Ausbruch
verhindern oder eine Eradizierung der Infektionserreger erzielen. Ein erfolgreiches
Klinikmanagement muss den vielseitigen Anforderungen, die sich aus den
unterschiedlichen Erregereigenschaften und den individuellen Bedürfnissen der
Patienten ergeben, angepasst sein. Hierzu zählt beispielsweise seitens der equinen Patienten die Risikoklassifizierung direkt bei der Ankunft in der Klinik , ebenso
aber auch eine Aufklärung der Besitzer bei Entlassung. Ein effizientes Patientenmanagement innerhalb der Klinik und ein zielorientiertes Hygienemanagement
sowie die Einhaltung von Anforderungen der Biosicherheit und die Einführung
einer Surveillance sind Eckpfeiler der Infektionsprävention in Pferdekliniken.
Schlüsselwörter: Infektionsprävention, Pferd, Pferdeklinik, nosokomiale Infektionen, MRSA, ESBL, Antibiotika
Summary
U.S. Copyright Clearance Center
Code Statement:
0005-9366/2014/12711-486 $ 15.00/0
With the rising importance of nosocomial infections in equine hospitals,
increased efforts with regard to biosecurity and infection control are necessary.
This even more since nosocomial infections are often associated with multi-drug
resistant pathogens. Consequently, the implementation of targeted prevention programs is essential. Since nosocomial infections are usually multifactorial
events, realization of only a single measure is rarely effective to overcome nosocomial spread in clinical practice. Equine patients may be colonized at admission
with multi-drug resistant pathogens such as methicillin resistant Staphylococcus
aureus (MRSA) and/or extended spectrum beta lactamase-producing (ESBL-)
Enterobacteriaceae. Regardless of their individual resistance properties, these
bacteria are common and usually unnoticed colonizers of either the nasopharynx
or the intestinal tract. Also viral diseases caused by equine herpesvirus 1 (EHV-1)
and EHV-4 may reach a clinic by patients which are latently infected or in the
incubation period. To prevent nosocomial outbreaks, achieve an interruption in
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the infection chain and to eradicate infectious agents from the hospital environment, a professional hospital management is necessary. This should be adapted
to both the wide range of pathogens causing nosocomial infections and the
individual needs of equine patients. Amongst others, this approach includes a
risk classification of equine patients at admission and information/enlightenment
of the animal owners at discharge. An efficient management of inpatients, a targeted hygiene management and clear responsibilities with respect to biosecurity
together with a surveillance of nosocomial infections form the cornerstone of
infection control in equine hospitals.
Keywords: infection control, horse, equine hospital, nosocomial infections, MRSA,
ESBL, antibiotics
Einleitung
Aufgrund von Peer-reviewed Publikationen ist davon
auszugehen, dass bis zu 30 % der (humanen) Patienten
auf einer Intensivstation in westlichen Industriestaaten
eine nosokomiale Infektion (NI) erleiden (Vincent, 2003).
Laut aktueller Daten des Nationalen Referenzzentrums
für die Surveillance nosokomialer Infektionen liegt die
Zahl der NI auf Intensivstationen in Deutschland bei
18,6 % (http: //www.nrz-hygiene.de/fileadmin/nrz/
download/PPS-Abschlussbericht-Stand05-08-2013final.
pdf). Diese Zahlen verdeutlichen die dringende Notwendigkeit, die Verbreitung von Infektionserregern in
Einrichtungen des Gesundheitswesens so weit wie möglich zu verringern, und stellt somit eine der grundlegenden Aufgaben von Krankenhäusern bzw. Kliniken und
Praxen in der Human- und Veterinärmedizin dar. Bereits
Mitte des 19. Jahrhunderts hat sich der ungarische
Arzt Ignaz Philipp Semmelweis († 13. August 1865) für
die Einführung von Hygienevorschriften in Kliniken
starkgemacht, da er die Gefahr der Übertragung von
Infektionserregern durch Ärzte und Krankhauspersonal erkannt hatte. Leider taten seine Kollegen dies als
„Unfug“ ab und feindeten ihn z. T. öffentlich an.
In der Humanmedizin sind nosokomiale Infektionen
seit vielen Jahren bekannt, weshalb verschiedene Surveillance-, Interventions- und Präventionsmaßnahmen
veranlasst wurden. Das zuletzt 2011 geänderte Infektionsschutzgesetz (IfSG) zielt auf solche Maßnahmen
ab. In der Tiermedizin wird seit mehr als zehn Jahren
zunehmend über nosokomiale Infektionen berichtet
und entsprechende Anforderungen werden diesbezüglich neu formuliert. So schrieb erst kürzlich der Direktor
des „Animal Population Health Institute (APHI)“ der
Colorado State University, Professor P. S. Morley: “…
excellent patient care can never be achieved unless we
control risks for healthcare-associated infections …“
(Morley, 2013). Die Risiken für nosokomiale Infektionen
werden teilweise ignoriert, geleugnet oder als gegeben
akzeptiert, vergleichbar mit der allgemeinen Reaktion
auf die Nacktheit des Kaisers in dem Märchen „Des
Kaisers neue Kleider“ von Hans-Christian Andersen.
Auch in der Pferdemedizin sind Hospital-assoziierte
Erkrankungsfälle ein seit Jahren bekanntes und ernst zu
nehmendes Problem (Seguin et al., 1999; Boerlin et al.,
2001; Dargatz and Traub-Dargatz, 2004; Cuny et al., 2006;
Henninger et al., 2007; Weese, 2007; Cuny et al., 2008;
Walther et al., 2008, 2009; Ekiri et al., 2009; Dallap Schaer
et al., 2010; Bergstrom et al., 2012; Damborg et al., 2012;
Van den Eede et al., 2012). Bei schweren Ausbrüchen
kann eine temporäre Schließung von einzelnen Abtei-
lungen oder sogar der gesamten Klinik erforderlich werden (Morley, 2013). Neben dem verlängerten Leiden der
Patienten können hohe Kosten und ein Imageschaden
die Folge sein (Traub-Dargatz et al., 2004; Dallap Schaer
et al., 2010). Im Gegensatz zu hospitalisierten Hunden
und Katzen, die in der Regel in leicht zu reinigenden und
desinfizierenden (Edelstahl-)Boxen untergebracht werden, sind die Anforderungen an das Hygienemanagement in Pferdekliniken oftmals weitaus komplizierter: Die
Rutschfestigkeit und Haltbarkeit der Böden und Wände,
die notwendige Einstreu der (großen) Boxen, die mehr
oder weniger große Staublast der Futtermittel (Stroh,
Heu, Pellets etc.) sowie die vergleichsweise großen Mengen an Mist, um nur einige zu nennen, müssen bei der
Konzeption von sinnvollen Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen berücksichtigt werden (Walther et al.,
2013).
Im vorliegenden Artikel werden bekannte Risiken
durch nosokomiale Infektionen und dokumentierte
Ausbrüche aufgezeigt und beispielhaft Möglichkeiten
für gezielte Interventionsmaßnahmen erläutert. Ein
wichtiges Ziel dieses Beitrags ist es, das Bewusstsein für
die Herausforderungen durch nosokomiale Infektionen
in Pferdekliniken zu erhöhen.
Nosokomiale Infektionen in Pferdekliniken
Die Vielzahl von Berichten (Auswahl: Tab. 1) über Ausbrüche nosokomialer Infektionen belegt, dass die derzeitigen Bemühungen im Hinblick auf eine gezielte
Infektionskontrolle dem sehr hohen medizinisch-technischen Standard in der Veterinärmedizin oftmals nicht
entsprechen (Morley, 2013; Walther et al., 2013). Eindrucksvoll verdeutlicht dies eine Studie von Benedict et
al. (2008), der in den Jahren 2006 und 2007 insgesamt
50 sog. „Biosicherheits-Experten“ verschiedener akkreditierter veterinärmedizinischer Ausbildungsstätten in
den USA, Europa, Australien und Neuseeland (n = 38)
zu Themen wie Biosicherheit, Hygienemanagement und
Infektionsbekämpfung befragte. In 31 (82 %) der 38
teilnehmenden Institutionen gab es in den fünf Jahren
vor der Befragung nosokomiale Ausbrüche, 17 (45 %)
berichteten über mehr als ein Ausbruchsgeschehen.
Während 22 (58 %) Kliniken zeitweise die Aufnahme
neuer Patienten begrenzten, um so eine Minimierung
möglicher Transmissionen zu erreichen, mussten zwölf
(32 %) Einrichtungen ganze Abteilungen schließen, um
den jeweiligen Ausbruch einzudämmen. In den meisten
Fällen waren Salmonella enterica subsp. enterica-Serovare
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TABELLE 1: Auswahl nosokomialer Ausbrüche in Pferdekliniken weltweit
n
Personal
involviert
21
unbekannt
ja
13
unbekannt
ja
23
unbekannt
Salmonella
1990/
Typhimurium var.
1991
Copenhagen
ja
76
unbekannt
1993/
MRSA
1994
ja
11
1996/ Salmonella Typhi1997 murium
ja
27
1999/ Salmonella Typhi2000 murium
ja
33
nein
Universitätsklinik
2006
Salmonella
Newport
ja
4
nein
Universitätsklinik
2007
EHV-1
nein
117
(von
135)
nein
universitärer
Reitstall
Ohio (USA)
Zugang neuer Pferde in schlecht belüftete Ställe
2008
MRSA
ja
6
unbekannt
k. A.
Schweden
bis 2007 keine MRSA-Fälle in Schweden
2010
EHV-1
nein
7
nein
Universitätsklinik
Colorado
(USA)
2013
Clostridium
difficile
ja
5
unbekannt
k. A.
Japan
extensive, umfangreiche Hygiene- und Quarantänemaßnahmen, Informationskampagne
Zeitraum zwischen den Fällen bis zu vier Monaten, Zusammenhang unklar
Universitätsklinik
Oregon (USA) Klinik geschlossen für zwei Wochen
Jahr
Pathogen
1984
Serratia spp.
1985
1986
2013
Salmonella Senftenberg
gramnegative
Bakterien
Equine Influenza
Zoonoseerreger
unbekannt
nein
6
ja (vier Mitarbeiter nasal
kolonisiert)
ja
(ein Studierender
erkrankt)
nein
Klinikart
Universitätsklinik
Überweisungsklinik
Universitätsklinik
Land
Bemerkungen
Referenz
Florida (USA)
nosokomialer Zusammenhang der Erkrankungsfälle wurde vermutet
Pennsylvania
(USA)
Pferde mit Kolik-Symptomen wurden untersucht
Colahan et al.,
1984
Palmer et al.,
1985
Koterba et
al.,1986
Florida (USA)
k. A.
Deutschland
Universitätsklinik
Michigan
(USA)
Universitätsklinik
Michigan
(USA)
nosokomialer Zusammenhang der Nachweise
wurde vermutet
umfangreiche Hygienemaßnahmen und kurzfristige Schließung und Räumung der Kliniken;
Unterbrechung der Infektionskette nach zehn
Monaten
Vielzahl opportunistischer Infektionen; u. a.
post-operative Wundinfektionen, Abszess nach
Impfung
komplette Schließung und Sanierung der Klinik,
dennoch wieder Fälle nach sechs Monaten
aktive Surveillance, zwei aufeinanderfolgende
Indiana (USA) Ausbrüche, komplette Schließung der Klinik und
Sanierung
Colorado
aktive Surveillance führte zur Aufdeckung
(USA)
das auslösende Agens für die genannten Maßnahmen.
In der Hälfte der Kliniken kam es zu einer Übertragung zoonotischer Infektionserreger (u. a. MRSA,
S. enterica) auf das Personal, was möglicherweise auf
fehlende Schulungen der Mitarbeiter zurückzuführen
ist. In 18 (58 %) der 38 befragten Einrichtungen wurden
keine Schulungen und Weiterbildungen für das Personal
angeboten.
Letztlich macht diese Studie deutlich, dass Biosicherheit und Infektionsprävention von verantwortlicher
Seite durchaus wahrgenommen werden, es aber sogar
in akkreditierten veterinärmedizinischen Einrichtungen
z. T. erhebliche Unterschiede in der Durchführung der
jeweiligen Maßnahmen zur Infektionsvermeidung gibt
(Benedict et al., 2008). Im nachfolgenden Abschnitt werden die zurzeit wichtigsten bereits im Zusammenhang
mit nosokomialen Infektionen in Pferdekliniken aufgetretenen Pathogene näher beschrieben.
Salmonellen
In Deutschland sind Salmonellosen bei Equiden meldepflichtig (Verordnung über meldepflichtige Tierkrankheiten in der Fassung der Bekanntmachung vom 11.
Februar 2011 [BGBl. I S. 252], zuletzt geändert durch
Artikel 2 der Verordnung vom 12. Juni 2013 [BGBl. I
S. 1576]). Salmonellen sind Zoonose-Erreger, die bei
unterschiedlichen Tierarten und dem Menschen Infektionskrankheiten hervorrufen. Insbesondere bei Ausbrüchen, die durch multiresistente Stämme von Salmonella
enterica subsp. enterica Serovar Typhimurium (S. Typhimurium) hervorgerufen werden, ist die Besorgnis groß,
dass auch Menschen erkranken und eine erfolgreiche
Bauerfeind et
al., 1992
Seguin et al.,
1999
Schott et al.,
2001
Ward et al., 2005
Steneroden et
al., 2010
Henninger et al.,
2007
Bergstrom et al.,
2012
Goehring et al.,
2010
Niwa et al., 2013
“The Times” Zeitung, 14.08.2013
Behandlung unter Umständen nur schwer möglich ist
(Weese et al., 2001).
Die große Schwierigkeit bei der Vermeidung von Salmonella-assoziierten Ausbrüchen in Pferdekliniken ist
die frühzeitige Identifizierung potenzieller Patienten, die
durch die Ausscheidung von Salmonellen ein Risiko
für andere hospitalisierte Pferde darstellen (Ward et
al., 2005). Besonders das latente Trägertum sowie die
häufig nur intermittierende Ausscheidung von Salmonellen begrenzen die Detektionsmöglichkeiten am Individuum erheblich (Bauerfeind et al., 1992). Auch ist der
Salmonellen-Nachweis im mikrobiologischen Labor ein
qualitativer Nachweis, der aufgrund des notwendigen
Einsatzes von Anreicherungsnährmedien (zwecks Erhöhung der Detektionsfähigkeit) im negativen Fall erst
am zweiten Morgen nach der Einsendung abgeschlossen ist. Ein Eingangsscreening für Pferde bedeutet also
eine erhebliche zeitliche Verzögerung. Nichtsdestotrotz
ist eine Identifizierung ausscheidender Tiere dringend
notwendig, da Salmonellosen zu den wichtigsten nosokomialen Infektionen in Pferdekliniken zählen (Tillotson
et al., 1997; Burgess et al., 2004; Dargatz et al., 2004;
Wright et al., 2005; Dunowska et al., 2007; Dwyer, 2009;
Ekiri et al., 2009; Dallap Schaer, et al., 2010; Steneroden et al., 2010) und häufig zur Schließung ganzer
Abteilungen (Benedict et al., 2008) führen. Bauerfeind
et al. (1992) beschrieben einen Salmonellose-Ausbruch
in zwei Kliniken in Deutschland, verursacht durch Salmonella Typhimurium var. Copenhagen. Die molekularepidemiologischen Untersuchungen zur Ermittlung der
Verwandtschaft der Isolate deuteten darauf hin, dass
es sich bei beiden Ausbrüchen um denselben Erreger
handelte und man von einem nosokomialen Infekti-
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onsgeschehen ausgehen konnte. Trotz strenger hygienischer Maßnahmen sowie zeitweiliger Schließung der
Kliniken konnte eine Unterbrechung der Infektkette
erst nach etwa einem Jahr erreicht werden. Die betroffenen Kliniken waren zum Teil jahrelang immer wieder
mit Folgeausbrüchen belastet (Bauerfeind et al., 1992;
Dunowska et al., 2007).
Methicillin-resistente Staphylococcus aureus (MRSA)
Methicillin-resistente Staphylokokken (MRS) gehören weltweit zu den Hauptverursachern nosokomialer
Infektionen in der Human- und Veterinärmedizin (Wieler et al., 2011). Ähnlich wie bei ESBL-produzierenden
Enterobacteriaceae ist ein Verständnis für die Art der
Resistenz bei MRS notwendig, um die Bedeutung für die
antiinfektive Therapie insgesamt einschätzen zu können.
Der Zellwandaufbau grampositiver Bakterien wird während der Zellteilung durch das bi-funktionelle Enzym
Penicillin-bindendes Protein 2 (PBP2) katalysiert. Eine
Domäne dieses Enzyms verbindet die Zuckermoleküle
der Zellwandbausteine durch 1–4 glykosidische Bindungen und bildet so die einzelnen Layer der „dicken“
Mureinschicht. Erst die zweite aktive Domäne dieses
Enzyms führt über ihre Aktivität als Transpeptidase zu
einer vernetzten Struktur. Durch diese entstehen in den
einzelnen Lagen der Zellwand Querverbindungen. So
erlangt die Bakterienzelle die für ihren Erhalt notwendige
Stabilität (Pinho et al., 2001). Wird die Transpeptidase des
nativen PBP2 durch Bindung von Beta-Lactam-Antibiotika inhibiert, kann die strukturelle Integrität der Zelle
im Wachstumsprozess nicht aufrechterhalten werden,
die Zelle verliert ihre selektive Permeabilität und platzt
(= bakterizider Effekt). MRS jedoch haben ein genetisches Element erworben (SCCmec), welches das für
die Methicillin-Resistenz erforderliche Gen (mecA oder
mecC) enthält (Ito et al., 2012). Hier übernimmt eine
zusätzliche Transpeptidase (PBP2a) den essenziellen Vernetzungsschritt, sodass die Inhibierung des ursprünglichen Enzyms substituiert wird.
Die Möglichkeiten der Übertragung von MRSA zwischen Pferden und Personal sind grundsätzlich die gleichen wie in der Human- und Kleintiermedizin, eine
Kolonisation erfolgt in der Regel unbemerkt, d. h. ohne
Ausprägung von klinischen Symptomen, da S. aureus zu
den normalen Besiedlern der Haut und Schleimhäute
zahlreicher warmblütiger Lebewesen gehört (Weese,
2004; Weese et al., 2005; Walther et al., 2009; Sieber et
al., 2011; Walther et al., 2012). Diese Besiedlung erfolgt
unabhängig davon, ob eine Methicillin-Resistenz vorliegt oder nicht. Eine kürzlich veröffentlichte skandinavische Studie zeigte z. B., dass neun nach MRSA-Wundinfektion kolonisierte Pferde weiterhin zwischen 55 bis
711 Tage kolonisiert waren (median = 143) (Bergstrom
et al., 2013).
Aktuelle Daten aus einer Untersuchung zum Vorkommen von S. aureus (einschließlich MRSA) in Wundabstrichen vom Pferd aus ganz Deutschland zeigen, dass
ca. 9,4 % der Abstriche MRSA-positiv sind (S. aureus
insgesamt: 22.8 %; Vincze et al., 2014). Bereits im Jahr
2006 berichteten Weese et al. über das Auftreten und
die Verbreitung von MRSA bei Pferden in einer tiermedizinischen Universitätsklinik (Weese et al., 2006b).
An diesem Beispiel können die generellen Parallelen zu
den MRSA-Risiken in der Human- und Pferdemedizin
aufgezeigt werden. In 120 (5,3 %) von insgesamt 2283
untersuchten Proben equiner Patienten konnten MRSA
489
nachgewiesen werden, rund die Hälfte der betroffenen
Pferde war bereits bei Aufnahme in die Klinik mit MRSA
kolonisiert. Dies entspricht einer Rate von 27 MRSApositiven Pferden pro 1000 Aufnahmen. Diese Pferde
hatten ein deutlich höheres Risiko, während des Klinikaufenthalts eine MRSA-Infektion zu entwickeln (OR
38,9; 95%-CI 9,49–160; P < 0,0001). 53 der 120 positiv
getesteten Tiere (44,3 %) erwarben MRSA während
des Klinikaufenthaltes. Dies entspricht einer Rate von
23/1000 Aufnahmen. Darüber hinaus wurde in dieser
Studie gezeigt, dass eine Applikation von Aminoglykosiden (OR 6,37; 95%-CI 3,05–13,2; P < 0,001) und Drittgenerations-Cephalosporinen (Ceftiofur) (OR 2,9; 95%-CI
1,08–7,75; P = 0,04) während des Klinikaufenthalts mit
einem erhöhten Risiko für eine MRSA-Kolonisation
verbunden war (Weese et al., 2006b).
Immer wieder stellt sich auch die Frage nach dem
geeigneten Material für die Untersuchung des MRSAStatus beim Pferd. Hierzu wurden in einer Studie verschiedene Orte des Nasen-Rachen-Raums beim Pferd
untersucht. Das Vestibulum nasi ist nachweislich ein
geeigneter Ort, um eine MRSA-Kolonisierung beim
Pferd aufzudecken (Van den Eede et al., 2013).
Equine Herpesviren (EHV-1 und 4) und equines
Influenza-Virus (EIV)
Sowohl das equine Herpesvirus 1 als auch 4 (EHV-1 und
-4) sind weltweit verbreitete equine Pathogene, die zu
respiratorischen Erkrankungen (EHV-1, EHV-4) sowie
zu Aborten und Myeloencephalitis führen (EHV-1) (Ma
et al., 2013). Während vor allem Absetzfohlen und Jährlinge von durch EHV-4 verursachten respiratorischen
Erkrankungen betroffen sind, zeigen adulte Tiere bei
einer Infektion mit EHV-1 und EHV-4 Fieber, Nasenausfluss, geschwollene Lymphknoten und Husten (Thein,
2012). EHV-1 bedingte Aborte traten trotz regelmäßiger
Impfung in den letzten Jahren sporadisch in einzelnen
Gestüten auf. Risikotiere für die neurologische Verlaufsform der EHV-1-Infektion sind vor allem ältere Pferde
sowie Stuten, die nach einem Abort eine Myeloencephalitis entwickeln können. Verantwortlich gemacht wird
eine bestimmte genetische Variante des EHV-1-Virus mit
einer Mutation in der viralen Polymerase. Diese Mutation begünstigt eine virämische Ausbreitung (Nugent et
al., 2006; Fritsche und Borchers, 2011).
Auch wenn die meisten EHV-Infektionen klinisch
inapparent verlaufen, sind sie aufgrund der langjährigen
Latenz des Erregers eine Infektionsgefahr. Unter Belas­
tung, Stress, konkurrierenden Infektionen und Immunsuppression kann der Erreger unbemerkt reaktiviert und
ausgeschieden werden (Borchers et al., 2006; Thein,
2012). In den letzten Jahren gab es mehrere Berichte über
nosokomiale Ausbrüche von EHV-1 bei hospitalisierten
Pferden, die z. T. zu Herpesvirus-assoziierten Myeloencephalitiden (EHM) führten (Sonis und Goehring, 2013).
Aufgrund der hohen Kontagiosität sollten Pferde, die
aktiv EHV-1 ausscheiden, keinen „gemeinsamen Luftraum“ mit anderen Pferden teilen und nur unter Einhaltung strengster Hygienebarrieren eingestallt werden
(Goehring et al., 2010).
Gleiches gilt für Fälle mit Verdacht auf Infektionen mit
dem equinen Influenza-Virus Typ A Subtyp H3N8. Das
hochkontagiöse Virus verbreitet sich sehr schnell durch
Sekrettröpfchen, aber auch indirekt über kontaminierte
Gegenstände (Daly et al., 2011). Neben anderen Equiden
wie Eseln ist das Virus offenbar auch auf Hunde über-
490
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tragbar. So sind vor allem in den USA H3N8-Infektionen
bei Windhunden insbesondere nach Hunderennen, aber
auch bei anderen Hunderassen mit akuten respiratorischen Symptomen beschrieben worden (Crawford et
al., 2005; Rivailler et al., 2010). Akut erkrankte Pferde
lassen sich relativ gut durch den frequenten trockenen
Husten und hohes Fieber identifizieren, scheiden aber
auch schon während der Inkubationszeit Virus aus und
stellen damit eine meist unerkannte Infektionsgefahr
dar. Das gilt auch für klinisch inapparent infizierte Tiere
(Thein, 2012). EIV-Infektionen sind ein stetes Risiko, wie
die laut World Organisation of Animal Health (www.
oie.int) für 2012 dokumentierten Fälle bzw. Ausbrüche
von EIV in Europa (Deutschland, Frankreich, Irland und
Großbritannien) zeigen.
Trimethoprim-Sulfonamid, Procain-Penicillin und Benzyl-Penicillin (n = 3) behandelt wurden. Dabei ist eine
überraschend große Vielfalt und genetische Diversität an
ESBL-produzierenden E. coli festgestellt worden. Bei vier
der zehn Pferde konnte auch 14 Tage nach der Entlassung aus der Klinik noch ein positiver Nachweis geführt
werden. Eine nosokomiale Transmission erscheint sehr
wahrscheinlich, weil ein CTX-M-Stamm bei insgesamt
fünf von zehn Pferden nachweisbar war (Damborg et
al., 2012). Auch Daten von Walther et al. (2014) weisen
auf nosokomiale Infektionen mit ESBL-produzierenden
E. coli in einer Pferdeklinik hin.
ESBL-produzierende Enterobacteriaceae
Die Einführung von Drittgenerations-Cephalosporinen
in der Human- und Tiermedizin in den frühen 1980er
Jahren war ein bedeutender Meilenstein für die therapeutischen Möglichkeiten zur Behandlung bakteriell
bedingter Infektionskrankheiten (Vo et al., 2007). Kurz
nach Beginn der breiten klinischen Verwendung trat
jedoch ein Resistenzphänomen auf, welches seitdem
weltweit zu verzeichnen ist. Sog. Extended-Spectrum
Beta-Lactamase (ESBL)-bildenden Bakterien werden
mittlerweile in großem Umfang in Kliniken und Praxen
nachgewiesen, aber auch in der Landwirtschaft, der
Umwelt sowie als Kontamination auf tierischen und
pflanzlichen Lebensmitteln. Zu den möglichen ESBLproduzierenden Bakterien zählen verschiedene Enterobacteriaceae wie z. B. Escherichia coli, Salmonella- und
Klebsiella-Spezies, aber auch Acinetobacter- oder Pseudomonas-Spezies.
Beta-Lactamasen hydrolysieren Antibiotika, die chemisch auf einem Beta-Lactam-Ring aufbauen (Pitout,
2010). Viele dieser Enzyme können nur ganz spezifisch
bestimmte Beta-Lactam-Antibiotika durch hydrolytische
Spaltung inaktivieren, ihre natürliche Wirkbreite ist
daher eingeschränkt. Kommt es aber durch Mutationen
zu einer Änderung der Aminosäuresequenz im aktiven
Zentrum dieser Enzyme, kann sich in der Folge deren
sterische Konformation so verändern, dass das aktive
Zentrum des Enzyms für eine breitere Gruppe von Zielen (= verschiedene Beta-Lactam-Antibiotika) zugänglich wird. Man spricht von einer Spektrum-erweiternden
Mutation. Darüber hinaus kann auch die Affinität für die
Targets infolge der Veränderungen erhöht sein (Grobbel
et al., 2011). Bis heute wurden weltweit mehr als 500
verschiedene Typen von Beta-Lactamasen beschrieben,
alle isoliert aus klinischen Proben (http://www.lahey.
org/studies/).
Vo et al. (2007) berichteten über CTX-M-1-positive
Enterobacteriaceae-Spezies aus klinischen Uterus- oder
Synoviaproben beim Pferd. Interessanterweise waren
auch zwei Kotproben von nur vier Wochen alten Fohlen positiv. Darüber hinaus konnten die Autoren dieser
Arbeit ein CTX-M-1 tragendes Plasmid von einem klinischen E. coli-Isolat auf ein ebenfalls aus klinischem
Untersuchungsmaterial isolierten Salmonella-Isolat
durch Konjugation in vitro übertragen.
Damborg et al. (2012) haben das Auftreten von CTXM-produzierenden E. coli in Faecesproben bei zehn
zuvor negativen, hospitalisierten Pferden untersucht,
die entweder mit Ceftiofur allein (n = 4), Ceftiofur und
Metronidazol (n = 3) oder mit anderen Antibiotika wie
Wie alle domestizierten Tierspezies profitierte auch das
Pferd in den letzten 100 Jahren von der Einführung
der Antibiotika zur Therapie bakterieller Infektionen
(Mather et al., 2013). Im Hinblick auf die Diskussion zur
möglichen Resistenzentwicklung von Infektionserregern
gegenüber Antibiotika durch deren Einsatz ist es jedoch
unbedingt erforderlich, weitere wissenschaftlich erwiesene Fakten nicht aus den Augen zu verlieren (Mather et
al., 2013). Antibiotikaresistenzen sind ein Teil der natürlichen Abwehrmechanismen von Mikroorganismen und
Milliarden Jahre alt (D‘Costa et al., 2011). Daher sind sie
in der Natur weitverbreitet und ein Teil des natürlichen
Ökosystems, man spricht vom sog. Resistom (= Gesamtheit der Resistenzen). Somit kann jede Anwendung
von Antibiotika zur Selektion von resistenten Varianten
führen (Tenover, 2006). Zudem verfügen viele Bakterien
über intrinsische, also natürliche Resistenzen. Diesen
Bakterien fehlen z. B. die natürlichen Angriffspunkte für
bestimmte Wirkstoffe.
Genau wie landwirtschaftliche Nutztiere oder Begleittiere treten auch Pferde mit ihrer Umwelt in Wechselwirkung. Sie können mit zoonotischen Infektionserregern wie z. B. MRSA oder ESBL-produzierenden E. coli
kolonisiert sein und diese in alle Richtungen weiter
verbreiten. In der Folge können andere Tiere und Menschen ebenfalls kolonisiert werden und im schlechtesten
Fall (z. B. bei Eindringen in Wunden) an einer Infektion
mit diesen Infektionserregern erkranken (Weese et al.,
2006a; Scott Weese, 2008; Walther et al., 2011; Wieler et
al., 2011; Ewers et al., 2012). Außerdem kann die Akkumulation von Resistenzgenen in solchen Bakterien, die
z. B. als Kommensale auch Bestandteil der natürlichen
Mikrobiota sein können und/oder als apathogen klassifiziert sind, als Quelle für Resistenzen in höher pathogenen Infektionserregern dienen (Summers, 2002).
Daher ist die Resistenzfrage nicht nur eine Angelegenheit der Allgemeingesundheit („One Health“), sondern
auch eine wichtige Frage bzgl. des Schutzes der angestellten Mitarbeiter im veterinärmedizinischen Bereich
sowie des Wohlergehens von Pferden im Hinblick auf
den Tierschutz (Mather et al., 2013; Walther et al., 2013).
Bereits 1986 berichteten Koterba et al. von Problemen
in einer universitären Pferdeklinik, in der 23 (21,9 %)
von insgesamt 105 Pferden in einem Untersuchungszeitraum von sechs Monaten eine nosokomiale Infektion entwickelten. Zudem wurden bei den isolierten
Infektionserregern Resistenzen gegen Gentamicin,
Kanamycin sowie Trimethoprim/Sulfadiazin gefunden.
Diese Antibiotika gehörten seinerzeit zu den am häufigsten in der betroffenen Klinik verwendeten (Koterba
Resistenzen
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491
ABBILDUNG 1: Infektionsprophylaxe in Pferdekliniken: Maßnahmen und Einflussfaktoren.
et al., 1986). 1987 wurde eine Studie veröffentlicht, in der
klinische Isolate aus Infektionen von insgesamt 60 chirurgisch versorgten orthopädischen Fällen aus den Jahren 1974–1985 retrospektiv ausgewertet wurden: Schon
damals wurde deutlich, dass bei dem Vergleich von verschiedenen Zeitabschnitten (1974–1979 mit 1980–1985)
ein Aufwärtstrend bzgl. des Nachweises von mehrfachresistenten Staphylococcus spp. und E. coli zu verzeichnen
war (Snyder et al., 1987).
Hygienemanagement und Infektionskontrolle
Um das Risiko nosokomialer Ausbrüche in Pferdekliniken effizient zu reduzieren, ist die Kenntnis der relevanten Einflussfaktoren unerlässlich. Nur so können
gezielt Präventionsmaßnahmen ergriffen sowie mögliche Infektketten an neuralgischen Punkten unterbrochen werden (Abb. 1). Eine Voraussetzung für die Durchführung eines erfolgreichen Hygienemanagements ist
ein schriftlich niedergelegtes Konzept in Form eines
Hygieneplans einschließlich konkreter Handlungsanweisungen bzw. Durchführungsvorschriften (Standard
Operating Procedures; SOPs).
Folgende Bereiche werden im Allgemeinen erfasst:
Organisation der Klinikhygiene, Personalhygiene, Händehygiene, Maßnahmen bei Infektionskrankheiten,
Maßnahmen am Patienten, Reinigung und Desinfektion, Materialaufbereitung, Versand von Untersuchungsmaterialien, Wäscheversorgung und Wäscheentsorgung,
Entsorgung sowie spezielle Hygienepläne für bestimmte
Einheiten (OP etc.) (Benz et al., 1998). Bergstrom et al.
(2012) griffen dieses Konzept, bedingt durch den Ausbruch von MRSA-Infektionen in der Pferdeklinik einer
universitären Einrichtung in Schweden, bereits auf. Die
Autoren berichteten über die mehrmonatige Erarbeitung eines Konzepts zur Infektionsprävention und -kontrolle, welches allen Mitarbeitern der Klinik zugänglich
gemacht wurde und folgende Punkte beinhaltete: Personalhygiene, Hygiene in der chirurgischen Abteilung,
generelle Routine in der Chirurgie inklusive Reinigung
und Desinfektion der Räume sowie der Geräte, Vorbereitung der Pferde vor einem chirurgischen Eingriff, Reinigung der übrigen Klinikeinheiten (Behandlungsräume,
Ambulanzen, Stall etc.) sowie Reinigung und Desinfektion flexibler Endoskope (Bergstrom et al., 2012).
Ein zielgerichtetes Hygienemanagement orientiert
sich an den klassischen Grundsätzen für Risikomanagement, die auf den Seiten des Robert Koch-Instituts
(www.rki.de), des Bundesinstituts für Risikobewertung
(www.bfr.bund.de) sowie der European Food Safety
Authority (www.efsa.europa.eu) beschrieben sind:
- Analyse der hygienisch kritischen Bereiche und schriftliche Festlegung der Maßnahmen im Hygieneplan
- Bewertung der Risiken
- Risikominimierung
- Kontrollmaßnahmen
- Aktualisierung des Hygieneplans
-
Maßnahmen zur Verbesserung der Compliance der
Mitarbeiter (z. B. durch wiederkehrende Schulungen,
regelmäßige Informationen)
- Dokumentation
- Surveillance (= systematische Erfassung, Auswertung
und Interpretation relevanter Daten [http://www.nrzhygiene.de/surveillance/kiss/])
Einer der kritischsten Punkte für die erfolgreiche Umsetzung eines Infektionskontrollprogramms in Tierkliniken
492
Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift 127, Heft 11/12 (2014), Seiten 48–497
ist die Etablierung einer Surveillance für Hospital-assoziierte Infektionen (Morley, 2004). Nur eine Surveillance
erlaubt die objektive Datenerfassung und ermöglicht so
die Evaluierung von gezielten Interventionsmaßnahmen
zur Verbesserung des aktuellen Status. Außerdem kann
mit diesen Daten eine sog. „Baseline“ von zu erwartenden nosokomialen Infektionen bestimmt werden,
sodass ein Ausbruch (= plötzlicher Anstieg über die
Baseline hinaus) bereits in der Frühphase erkannt werden kann (Ruple-Czerniak et al., 2013b).
TABELLE 2: Klassifizierung von Risikofaktoren für hospitalisierte Pferde nach Ruple et al. (2012)
Sicher­
heitskate­
gorie
Risiko­
level
Grün
gering
Gelb
mittel
mittel
Orange bis
hoch
Rot
hoch
Klassifikation Patienten
- Augenpatienten
- orthopädische Patienten (Ausnahme: Fohlen mit Gelenk­
erkrankungen)
- chirurgische Patienten, die keine Inhalationsnarkose
benötigen
- Patienten in der Heilungsphase (aus der -> Kategorie
„gelb“)
- jeder vorstellige Patient, bei dem aufgrund des Gesundheitszustandes eine Zuweisung in ein höheres Risikolevel
nicht gerechtfertigt ist
- Kolik-Patienten
- stationär behandelte Patienten, entlassen aus der Chirurgie
- chirurgische Patienten, die eine Inhalationsnarkose benötigen (Ausnahme: orthopädische Fälle)
- immunsupprimierte Patienten
- neugeborene Fohlen
- laktierende Stuten
- Patienten in der Heilungsphase (aus der -> Kategorie
„orange“)
- Empfänger-Stuten mit unbekanntem Gesundheitsstatus
unter Quarantäne (=> „gelb“ gekennzeichnet)
- neugeborene Fohlen (< 24 h), die mit einer Durchfallerkrankung vorstellig werden; die Fohlen stammen aus
„unverdächtigen“ Beständen
- Fohlen (< 7 Monate) mit Gelenkerkrankung
- lebensschwache Fohlen (EHV-1-Verdacht)
- Patienten mit Infektionen am Knochen
- Patienten mit einem der folgenden Symptome unbe­
kannter Ursache:
- Fieber < 38,9 °C
- niedrige Leukozytenzahl (< 4800)
- weicher, loser Kot
- gesunde Empfänger-Stuten, die mit einem Pferd zusammengeführt wurden, bei dem eine infektiöse Erkrankung
nachgewiesen wurde (=> „orange“ gekennzeichnet)
- Patienten, bei denen eine infektiöse Erkrankung nachgewiesen wurde
- neurologische Patienten mit Verdacht auf infektiöse
Ursache
- Patienten (> 24 h), die mit einer Durchfallerkrankung
vorstellig werden
- Patienten mit zwei der folgenden Symptome unbe­
kannter Ursache:
- Fieber > 38,9 °C
- niedrige Leukozytenzahl (< 4800)
- weicher, loser Kot
- Empfänger-Stuten, bei denen eine infektiöse Erkrankung
nachgewiesen wurde
(=> „rot“ gekennzeichnet); diese Stuten können aus der
-> Kategorie „orange“ kommen (dort: negativ)
Nur Patienten mit neurologischen Symptomen, die nachweislich keine infektiöse Ursache haben, können aus der
-> Kategorie „rot“ in eine andere Kategorie eingruppiert
werden. Alle anderen Patienten bleiben bis zu ihrer Entlas­
sung in der -> Kategorie „rot“
* Angepasst mit freundlicher Erlaubnis von: Slovis N, Biosecurity Procedures for McGee Critical
Cate and Medical Center, Hagyard Equine Medical Institute, Lexington, KY.
Hilfreich ist zudem die Einrichtung eines sog. „Infektionskontroll-Komitees“, beschrieben in der Publikation
von Bergstrom et al. (2012), das sich dort aus Vertretern der Gemeinschaft der Tierärzteschaft, der Veterinärbehörden, des Klinikmanagements, den Mitarbeitern
der Pferdeklinik (Tierärzte und Tierpfleger) sowie aus
externen Präventionsberatern zusammensetzte. Diese
Arbeitsgruppe erstellte ein individuelles und zielgerichtetes Interventionsprogramm zur Infektionskontrolle
und bewirkte so eine deutliche Reduzierung MRSApositiver Proben sowie die Eindämmung neuer Ausbrüche (Bergstrom et al., 2012).
Auf 20 (17,5 %) von 114 Arbeitskitteln (Behandlungsund OP-Kittel) von Mitarbeitern des Ontario Veterinary College Health Sciences Centre (OVCHSC) wurden
Methicillin-resistente Staphylokokken (MRS) nachgewiesen. Einzelne Kittel wurden bis zu einer Woche getragen. Zwar wurde in dieser Publikation keine Intervention
beschrieben, aber die Festlegung einer angemessenen
Maximaltragedauer der Kittel in verschiedenen Klinikbereichen sowie ein sofortiger Wechsel bei sichtbarer Verschmutzung kann aufgrund dieser Ergebnisse als sinnvolle Maßnahme empfohlen werden (Singh et al., 2013).
Ein wichtiger Risikofaktor für die nosokomiale Verbreitung von MRSA ist kolonisiertes Personal von Pferdekliniken (Weese, 2004; Walther et al., 2009; Sieber et
al., 2011). Die Dekolonisierung mittels nasal applizierter
Salben ist jedoch nicht bei jedem betroffenen Menschen
dauerhaft erfolgreich. Außerdem können immer wieder
Neubesiedlungen stattfinden, solange sich die Personen
im klinischen Umfeld der Pferdeklinik aufhalten (Sieber
et al., 2011). Diese Autoren bewerten daher eine Dekolonisierung des Personals zur Senkung des Übertragungsrisikos von MRSA vom Personal auf die equinen
Patienten sehr kritisch – eine Bewertung, die allerdings
nicht Evidenz-basiert ist.
Die Einführung eines strikten Hygieneregimes (u. a.
Isolierung von MRSA-positiven Pferden, individuelle
Zuordnung von Gebrauchsgegenständen wie Pflege­
utensilien, Besen und Forken sowie das Tragen von Einmalschutzkleidung) in Verbindung mit Maßnahmen zur
Erhöhung der Händehygiene-Compliance sind wesentliche Bestandteile eines erfolgreich in einer Pferdeklinik
umgesetzten Infektionskontrollprogramms (Panchaud et
al., 2010).
Auch die Persistenz von Salmonellen auf den Oberflächen von Pferdeboxen ist ein sehr großes Problem.
Dies belegt eine aktuelle Untersuchung: Eine intensive,
rigorose Reinigung (vollständige Leerung des Stalls,
Vorbehandlung mit Natriumhypochlorid 1:12, Schrubben mit Detergenzien und Natriumhypochlorid 1:32,
gründliches Abspülen) mit nachfolgender Desinfektion
(Präparat auf Basis quartärer Ammoniumverbindungen,
Einsatz exakt nach Herstellerangaben, Kontaktzeit mindestens 10 Minuten) wurde in 100 Ställen durchgeführt,
in denen Salmonellen-positive Pferde untergebracht
waren. 24–48 Stunden nach Abschluss der Reinigungsund Desinfektionsmaßnahmen waren immer noch 15 %
der Ställe mit Salmonellen belastet (Ruple-Czerniak et
al., 2013a).
60–80 % der adulten Pferde sind latente Träger von
EHV-1/-4. Durch physische oder psychische Stresssituationen, konkurrierende Infektionen oder Immunsuppression können beide Viren aus der Latenz reaktiviert
werden, die betroffenen Tiere scheiden dann gegebenenfalls auch ohne entsprechende klinische Symptoma-
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tik infektiöses Virus über den Respirationstrakt aus (Borchers et al., 2006; Thein, 2012). Hustende Pferde können
infektiöse Viruspartikel in Aerosolform über mehrere
Meter verbreiten, aber auch der direkte Kontakt mit
Nasen- oder Augensekret sowie die indirekte Übertragung durch kontaminierte Gerätschaften oder Instrumente und Personen sind von großer Bedeutung. Auch
die Geburt eines Fohlens ist eine Stresssituation für die
Stute, unter der es zur Virusreaktivierung kommen kann.
Daher sollten bei jeder Geburt sorgfältige Hygiene eingehalten und die Nachgeburt, die Eihäute und Sekrete
als potenzielle Infektionsquelle angesehen werden. Impfungen können zwar bei regelmäßiger und vorschriftsmäßiger Anwendung die klinischen Symptome lindern
und die Menge der ausgeschiedenen Viren reduzieren,
vor einer Infektion, Latenz oder Reaktivierung kann
jedoch keine der derzeitigen Vakzinen schützen (Thein,
2012). Gerade bei EIV-Infektionen sollte auch daran
gedacht werden, dass bereits während der Inkubationszeit von ein bis drei Tagen Virus mit dem Nasensekret
ausgeschieden werden kann. Selbst geringe Virusmengen können zur Ansteckung von hospitalisierten Kontakttieren führen. Zu den Präventionsmaßnahmen für
EHV- und EIV-Infektionen gehören die Beachtung einfacher Hygieneregeln, Schulung des Personals, Einrichtung von Isolier- und Quarantänestationen mit separater
Belüftung, Untersuchung mit regelmäßiger Fiebermessung und Prüfung auf Lymphknotenschwellung, mikrobiologisches/virologisches und serologisches Monitoring
sowie Maßnahmen zur Vermeidung einer direkten und
indirekten Virusübertragung (Gildea et al., 2011).
Patientenmanagement
Beispiel: Aufnahme
Wenn ein Patient in einer Pferdeklinik vorgestellt wird,
so sollte dieser unabhängig vom Vorstellungsgrund so
behandelt werden, dass er zu keiner Zeit eine Gefahr
im Hinblick auf die Transmission von Infektionserregern darstellt. Eine beispielhafte Übersicht hierzu bietet
Tabelle 2. Dies schließt die Prävention von Kontamination der Umgebung des Patienten, der direkten Übertragungen auf andere Patienten sowie auf das Personal ein
(Ruple et al., 2012). Für folgende Situationen sollten bei
Erstkontakt genaue Verfahrensweisen festgelegt werden:
- Offene Wunden: Die Tierbesitzer sollten angehalten
werden, jede offene Wunde so weit wie möglich vor
dem Transport in die Klinik durch einen Verband vor
weiterer Kontamination zu schützen, notfalls provisorisch.
- Hustende Patienten: Patienten mit dem Vorbericht
„Husten unbekannter Genese“ sollten von anderen
Pferden zu jeder Zeit separiert sein. Diese Patienten
sollten nicht in der gleichen Ankunftszone wie alle
anderen Patienten aufgenommen werden und unverzüglich isoliert werden (Reduktion des Risikos für die
Verbreitung von z. B. EIV oder Streptococcus equi ssp.
equi).
- Diarrhoe: Patienten mit Diarrhoe sollten grundsätzlich
als mögliche Ansteckungsquelle für andere Patienten
betrachtet werden. Erreger von gastrointestinalen
Erkrankungen sind zudem nur schwer von kontaminierten Oberflächen zu entfernen (siehe auch: Salmonellen).
493
-N
eurologische Erkrankungen: Es gibt viele Ursachen
für neurologische Symptome bei equinen Patienten.
Bis zum Ausschluss von möglichen infektiösen Ursachen sollten besondere Maßnahmen zur Transmissionsprävention für diese Patienten gelten (Ruple et al.,
2012) (Tab. 2).
Die oftmals erforderliche Isolierung von Patienten, die
durch eine Besiedlung oder Infektion mit übertragbaren
Erregern ein Risiko darstellen, hat neben den Kosten für
die separate Unterbringung und den erhöhten Anforderungen an die Hygienemaßnahmen möglicherweise
auch psychologische Folgen für das Herdentier Pferd
(Panchaud et al., 2010), welche von dem behandelnden
Tierarzt berücksichtigt werden müssen.
Antibiotika-Management
Zur Therapie bakterieller Infektionen sind Antibiotika
unverzichtbar, allerdings sollte die Antibiotika-Anwendung auf den Grundlagen der „Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell wirksamen Tierarzneimitteln“ (Bundestierärztekammer [BTK] und Arbeitsgruppe Tierarzneimittel der Länderarbeitsgemeinschaft
Verbraucherschutz [AGTAM], 2010) beruhen. Der
unsachgemäße Einsatz von Antibiotika kann sowohl zur
Resistenzselektion als auch zu unerwünschten Nebenwirkungen führen, wie z. B. der Antibiotika-assoziierten
Diarrhoe (AAD). Bei hospitalisierten Pferden tritt AAD
häufig auf, die Raten liegen zwischen 0,6 und 54 %
(Baverud et al., 1997; Barr et al., 2013), je nachdem,
wie viele Tiere in der Untersuchung berücksichtigt bzw.
welche und wie viele Antibiotika eingesetzt wurden.
Hospitalisierte Pferde sind einem deutlichen höheren
Stress ausgesetzt als Pferde in ihrer gewohnten Umgebung und entwickeln dementsprechend häufiger eine
AAD. So konnte an einer großen Patientenzahl gezeigt
werden, dass die Gabe von Enrofloxacin bzw. Penicillin/
Gentamicin mit 5,4 % resp. 3,2 % am häufigsten mit
Fällen von AAD assoziiert war (Barr et al., 2013).
Der Einsatz von Antibiotika reduziert und verändert die physiologische Darm-Mikrobiota, wodurch die
natürliche Kolonisationsresistenz insbesondere gegenüber pathogenen Bakterien (z. B. Salmonella enterica
subsp. enterica Serovar Typhimurium, Clostridium perfringens bzw. Clostridium difficile) herabgesetzt wird. In der
Folge kann eine bakteriell bedingte Diarrhoe auftreten.
Darüber hinaus kann die Expression des cpb2-Gens in
Clostridium perfringens, welches das Beta2-Toxin kodiert,
durch Aminoglykoside (Gentamicin, Streptomycin)
induziert werden und eine Colitis auslösen (Vilei et al.,
2005). Auch die Kohlenhydratfermentation wird durch
den Einsatz vor allem oral verabreichter Antibiotika
reduziert, es werden weniger kurzkettige Fettsäuren
und damit aufgrund des Co-Transportes auch weniger
Natrium und Wasser absorbiert, was die Entstehung
einer Diarrhoe begünstigt.
Für die Behandlung von Wundinfektionen und Nahtdehiszenzen, die sowohl bei Wunden infolge eines
Traumas sowie nach Operationen auftreten können,
ist die Erregeridentifikation einschließlich eines Antibiogramms für die erfolgreiche Therapie unersetzbar
(Hanson, 2008). Wundheilungsstörungen machen einen
höheren und längeren Behandlungsbedarf erforderlich,
wodurch sich der Klinikaufenthalt und die Rekonva-
494
Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift 127, Heft 11/12 (2014), Seiten 48–497
leszenzphase insgesamt verlängern und höhere Kosten
entstehen (Bartmann et al., 2003). Nahtdehiszenzen
treten meist an mechanisch stark beanspruchten Körperstellen auf, wie z. B. an ventralen Bauchnähten nach
Kolikoperationen (French et al., 2002; Torfs et al., 2010;
Durward-Akhurst et al., 2013). Durch das Aufstehen
und Niederlegen der Patienten wird das Gewebe um
die Naht starken Zug- und Druckkräften ausgesetzt,
außerdem können durch den Eingriff die Durchblutung sowie der lymphatische Abfluss in diesem Bereich
erheblich gestört sein, sodass ideale Bedingungen für
das Eindringen und die Vermehrung von Infektionserregern geschaffen werden. Zudem gibt es auch zahlreiche
chirurgische Faktoren, die die Entstehung postoperativer
Wundheilungsstörungen beeinflussen können (z. B. Art
der aseptischen Vorbereitung, Nahttechnik, chirurgische
Erfahrung, Operationsdauer, Art des Verschlussmaterials, postoperatives Antibiotikaregime, Wundabdeckung)
(Traub-Dargatz et al., 2002).
Weitere Komplikationen können durch die Entstehung eines Biofilms bei chronischen Wunden auftreten.
Hierbei handelt es sich um sog. „antimikrobielle Barrieren“, die von verschiedenen Mikroorganismen gebildet werden und damit die therapeutische Intervention
erheblich erschweren (Westgate et al., 2011). Biofilme
bewirken eine höhere Resistenz der Bakterien sowohl
gegenüber der körpereigenen Abwehr als auch gegenüber Antibiotika. Der Fokus der Behandlung liegt hier
auf der Entfernung dieser Konglomerate, erst danach
können weitere therapeutische Schritte unternommen
werden.
Leider ist über das Verschreibungsverhalten von Antibiotika durch praktizierende Pferdetierärzte bislang
wenig bekannt. So wurde kürzlich ermittelt, dass 11 %
der in Großbritannien verschriebenen Antibiotika für die
Anwendung am Pferd nicht zugelassen waren. Fluorquinolone sowie Cephalosporine der 3. bzw. 4. Generation
wurden mit Häufigkeiten von 1 und 3 % angegeben,
wobei beide Wirkstoffgruppen häufiger von Tierärzten
in Überweisungskliniken verordnet wurden als von Tierärzten der Erstversorgung, die eher potenzierte Sulfonamide verschrieben haben (Hughes et al., 2013). Im
Hinblick auf die Einführung eines sinnvollen Antibiotikaregimes gibt es mittlerweile Empfehlungen für Pferdetierärzte, welche neben der individuellen Indikation
auch unterscheiden zwischen Antibiotika der ersten,
zweiten, dritten sowie letzten Wahl (Reserveantibiotika),
die ggf. den individuellen, örtlichen Gegebenheiten
angepasst werden könnten (Weese et al., 2008; Hollis
und Wilkins, 2009).
Ausblick
Nosokomiale Infektionen in Pferdekliniken stellen eine
ernste und zunehmende Herausforderung dar. In den
letzten Jahren nahmen vor allem Infektionen mit multiresistenten Bakterien zu. Manche Risikofaktoren sind
inzwischen bekannt und können durch ein professionelles Hygiene- und Antibiotika-Management reduziert
bzw. ausgeschaltet werden. Das Problem der Einstallung
latent infizierter Pferde kann jedoch nur gelöst werden, wenn diagnostische Tests zur Verfügung stehen, die
eine rasche Vor-Ort-Diagnostik ermöglichen („pen-site“
Tests). In erster Linie muss jedoch die Aufmerksamkeit
von Tierärzten, Mitarbeitern von Pferdekliniken sowie
Patientenbesitzern auf die Problematik nosokomialer
Infektionen gelenkt werden. Ohne eine entsprechende
„Awareness“ wird die Implementierung sinnvoller Maßnahmen kaum greifen. Deshalb fordern wir eine molekulare epidemiologische Surveillance, die allen Beteiligten
transparent und zeitnah einen Einblick in nosokomiale
Infektionen, deren ursächliche Infektionserreger und
die involvierten Risikofaktoren vermitteln. Hier sollte
auch der Einsatz von Antibiotika dokumentiert werden.
Im Rahmen des vom Bundesministerium für Bildung
und Forschung (BMBF) geförderten interdisziplinären
Netzwerkes „MedVet-Staph“ (Koordinator: Dr. Robin
Köck, Universitätsklinikum Münster) werden durch das
Teilprojekt 8 (IMT-B) am Fachbereich Veterinärmedizin
der Freien Universität Berlin nach Evaluation von praxisnahen Maßnahmen zur Erhöhung der Biosicherheit,
der Infektionsprävention sowie des „Antibiotic Stewardships“ Hygienekonzepte für Pferdekliniken während der
nächsten zwei Jahre erarbeitet. Durch zeitnahe nationale
und internationale Publikation der Ergebnisse sowie
eine kontinuierliche Weiterbildung von Tierärzten hoffen wir, genügend Informationsmöglichkeiten für jeden
klinisch tätigen Tierarzt zu sichern.
Danksagung
Szilvia Vincze wird finanziert vom BMBF-geförderten
Verbundprojekt MedVet-Staph (01KI1014A).
Conflict of interest: Die Autoren versichern, dass keine
geschützten, finanziellen, beruflichen oder anderen persönlichen Interessen an einem Produkt, einem Service und/oder einer Firma bestehen, welche die in diesem Manuskript dargestellten Inhalte oder Meinungen
beeinflussen könnten.
Literatur
Barr BS, Waldridge BM, Morresey PR, Reed SM, Clark C,
Belgrave R, Donecker JM, Weigel DJ (2013): Antimicrobialassociated diarrhoea in three equine referral practices. Equine
Vet J 45: 154–158.
Bartmann CP, Bubeck K, Georgiadis S, Deegen E (2003): Reduction of complications of the wound healing following ventral
median celiotomy in horses. Pferdeheilkd 19(4): 351–358.
Bauerfeind R, Wieler LH, Weiss R, Baljer G (1992): Comparative
plasmid profile analysis of Salmonella typhimurium var. Copenhagen strains from a Salmonella outbreak in hospitalized horses.
Berl Münch Tierarztl Wochenschr 105: 38–42.
Baverud V, Gustafsson A, Franklin A, Lindholm A, Gunnarsson
A (1997): Clostridium difficile associated with acute colitis in
mature horses treated with antibiotics. Equine Vet J 29: 279–284.
Benedict KM, Morley PS, Van Metre DC (2008): Characteristics
of biosecurity and infection control programs at veterinary teaching hospitals. J Am Vet Med Assoc 233: 767–773.
Benz R, Holländer R, Selke S (1998): Der Hygieneplan. Kohlhammer, Stuttgart, Berlin, Köln, Bremen.
Bergstrom K, Aspan A, Landen A, Johnston C, GronlundAndersson U (2012): The first nosocomial outbreak of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in horses in Sweden. Acta
Vet Scand 54: 11.
Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift 127, Heft 11/12 (2014), Seiten 48–497
Bergstrom K, Bengtsson B, Nyman A, Gronlund Andersson U
(2013): Longitudinal study of horses for carriage of methicillinresistant Staphylococcus aureus following wound infections. Vet
Microbiol 163: 388–391.
Boerlin P, Eugster S, Gaschen F, Straub R, Schawalder P (2001):
Transmission of opportunistic pathogens in a veterinary teaching hospital. Vet Microbiol 82: 347–359.
Borchers K, Thein R, Sterner-Kock A (2006): Pathogenesis of
equine herpesvirus-associated neurological disease: a revised
explanation. Equine Vet J 38: 283–287.
Bundestierärztekammer (BTK) und Arbeitsgruppe Tierarzneimittel der Länderarbeitsgemeinschaft Verbraucherschutz
(AGTAM) (2010): Leitlinien für den sorgfältigen Umgang
mit antimikrobiell wirksamen Tierarzneimitteln. Beilage zum
Deutschen Tierärzteblatt 10/2010; überarbeitete Fassung (Stand
Juli 2010).
Burgess BA, Morley PS, Hyatt DR (2004): Environmental surveillance for Salmonella enterica in a veterinary teaching hospital. J
Am Vet Med Assoc 225: 1344–1348.
Colahan PT, Peyton LC, Connelly MR, Peterson R (1984): Serratia spp. infection in 21 horses. J Am Vet Med Assoc 185: 209–211.
Crawford PC, Dubovi EJ, Castleman WL, Stephenson I, Gibbs
EP, Chen L, Smith C, Hill RC, Ferro P, Pompey J, Bright RA,
Medina MJ, Johnson CM, Olsen CW, Cox NJ, Klimov AI,
Katz JM, Donis RO (2005): Transmission of equine influenza
virus to dogs. Science 310: 482–485.
Cuny C, Kuemmerle J, Stanek C, Willey B, Strommenger B,
Witte W (2006): Emergence of MRSA infections in horses in a
veterinary hospital: strain characterisation and comparison with
MRSA from humans. Euro Surveill 11: 44–47.
Cuny C, Strommenger B, Witte W, Stanek C (2008): Clusters of
infections in horses with MRSA ST1, ST254, and ST398 in a
veterinary hospital. Microb Drug Resist 14: 307–310.
D‘Costa VM, King CE, Kalan L, Morar M, Sung WW, Schwarz
C, Froese D, Zazula G, Calmels F, Debruyne R, Golding GB,
Poinar HN, Wright GD (2011): Antibiotic resistance is ancient.
Nature 477: 457–461.
Dallap Schaer BL, Aceto H, Rankin SC (2010): Outbreak of
salmonellosis caused by Salmonella enterica serovar Newport
MDR-AmpC in a large animal veterinary teaching hospital. J Vet
Intern Med 24: 1138–1146.
Daly JM, MacRae S, Newton JR, Wattrang E, Elton DM (2011):
Equine influenza: a review of an unpredictable virus. Vet J 189:
7–14.
Damborg P, Marskar P, Baptiste KE, Guardabassi L (2012): Faecal
shedding of CTX-M-producing Escherichia coli in horses receiving broad-spectrum antimicrobial prophylaxis after hospital
admission. Vet Microbiol 154: 298–304.
Dargatz DA, Traub-Dargatz JL (2004): Multidrug-resistant Salmonella and nosocomial infections. Vet Clin North Am Equine
Pract 20: 587–600.
Dunowska M, Morley PS, Traub-Dargatz JL, Davis MA, Patterson G, Frye JG, Hyatt DR, Dargatz DA (2007): Comparison of
Salmonella enterica serotype Infantis isolates from a veterinary
teaching hospital. J Appl Microbiol 102: 1527–1536.
Durward-Akhurst SA, Mair TS, Boston R, Dunkel B (2013):
Comparison of two antimicrobial regimens on the prevalence of
incisional infections after colic surgery. Vet Rec 172: 287.
Dwyer RM (2009): Control of Salmonella and Nosocomial Infections. In: Robinson NE, Sprayberry KA (eds.), Current Therapy
in Equine Medicine. Saunders Elsevier, St. Louis, Missouri,
132–138.
495
Ekiri AB, MacKay RJ, Gaskin JM, Freeman DE, House AM,
Giguere S, Troedsson MR, Schuman CD, von Chamier MM,
Henry KM, Hernandez JA (2009): Epidemiologic analysis of
nosocomial Salmonella infections in hospitalized horses. J Am
Vet Med Assoc 234: 108–119.
Ewers C, Bethe A, Semmler T, Guenther S, Wieler LH (2012):
Extended-spectrum β-lactamase-producing and AmpC-producing Escherichia coli from livestock and companion animals, and
their putative impact on public health: a global perspective. Clin
Microbiol Infect 18: 646–655.
French NP, Smith J, Edwards GB, Proudman CJ (2002): Equine
surgical colic: risk factors for postoperative complications.
Equine Vet J 34: 444–449.
Fritsche AK, Borchers K (2011): Detection of neuropathogenic
strains of Equid Herpesvirus 1 (EHV-1) associated with abortions in Germany. Vet Microbiol 147: 176–180.
Gildea S, Arkins S, Cullinane A (2011): Management and environmental factors involved in equine influenza outbreaks in
Ireland 2007–2010. Equine Vet J 43: 608–617.
Goehring LS, Landolt GA, Morley PS (2010): Detection and
management of an outbreak of equine herpesvirus type 1 infection and associated neurological disease in a veterinary teaching
hospital. J Vet Intern Med 24: 1176–1183.
Grobbel M, Walther B, Wieler LH (2011): Nosokomiale Infektionen. In: Suter P, Kohn B, Schwarz G (Hrsg.), Praktikum der
Hundeklinik. Enke, Stuttgart, 329–331.
Hanson RR (2008): Complications of equine wound management
and dermatologic surgery. Vet Clin North Am Equine Pract 24:
663–696, ix.
Henninger RW, Reed SM, Saville WJ, Allen GP, Hass GF, Kohn
CW, Sofaly C (2007): Outbreak of neurologic disease caused
by equine herpesvirus-1 at a university equestrian center. J Vet
Intern Med 21: 157–165.
Hollis AR, Wilkins PA (2009): Current controversies in equine
antimicrobial therapy. Equine Vet Educ 21: 216–224.
Hughes LA, Pinchbeck G, Callaby R, Dawson S, Clegg P, Williams N (2013): Antimicrobial prescribing practice in UK equine
veterinary practice. Equine Vet J 45: 141–147.
Ito T, Hiramatsu K, Tomasz A, de Lencastre H, Perreten V,
Holden MT, Coleman DC, Goering R, Giffard PM, Skov
RL, Zhang K, Westh H, O‘Brien F, Tenover FC, Oliveira DC,
Boyle-Vavra S, Laurent F, Kearns AM, Kreiswirth B, Ko KS,
Grundmann H, Sollid JE, John JF Jr, Daum R, Soderquist
B, Buist G (2012): Guidelines for reporting novel mecA gene
homologues. Antimicrob Agents Chemother 56: 4997–4999.
Koterba A, Torchia J, Silverthorne C, Ramphal R, Merritt AM,
Manucy J (1986): Nosocomial infections and bacterial antibiotic
resistance in a university equine hospital. J Am Vet Med Assoc
189: 185–191.
Ma G, Azab W, Osterrieder N (2013): Equine herpesviruses type
1 (EHV-1) and 4 (EHV-4) – masters of co-evolution and a constant threat to equids and beyond. Vet Microbiol 167: 123–134.
Mather AE, Mellor DJ, Reid SWJ (2013): Resistance through a
different prism. Equine Vet J 45: 394–395.
Morley PS (2004): Surveillance for nosocomial infections in veterinary hospitals. Vet Clin North Am Equine Pract 20: 561–576,
vi-vii.
Morley PS (2013): Evidence-based infection control in clinical
practice: If you buy clothes for the emperor, will he wear them?
J Vet Intern Med 27: 430–438.
496
Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift 127, Heft 11/12 (2014), Seiten 48–497
Niwa H, Kato H, Hobo S, Kinoshita Y, Ueno T, Katayama Y,
Hariu K, Oku K, Senoh M, Kuroda T, Nakai K (2013): Postoperative Clostridium difficile infection with PCR ribotype 078
strain identified at necropsy in five Thoroughbred racehorses.
Vet Rec 173: 607.
Nugent J, Birch-Machin I, Smith KC, Mumford JA, Swann Z,
Newton JR, Bowden RJ, Allen GP, Davis-Poynter N (2006):
Analysis of equid herpesvirus 1 strain variation reveals a point
mutation of the DNA polymerase strongly associated with neuropathogenic versus nonneuropathogenic disease outbreaks. J
Virol 80: 4047–4060.
Palmer JE, Benson CE, Whitlock RH (1985): Salmonella shed by
horses with colic. J Am Vet Med Assoc 187: 256–257.
Panchaud Y, Gerber V, Rossano A, Perreten V (2010): Bacterial
infections in horses: A retrospective study at the University
Equine Clinic of Bern. Schweiz Arch Tierheilkd 152: 176–182.
Pinho MG, de Lencastre H, Tomasz A (2001): An acquired and a
native penicillin-binding protein cooperate in building the cell
wall of drug-resistant staphylococci. Proc Natl Acad Sci U S A
98: 10886–10891.
Pitout JD (2010): Infections with extended-spectrum beta-lactamase-producing Enterobacteriaceae: changing epidemiology
and drug treatment choices. Drugs 70: 313–333.
Rivailler P, Perry IA, Jang YH, Davis CT, Chen LM, Dubovi EJ,
Donis RO (2010): Evolution of canine and equine influenza
(H3N8) viruses co-circulating between 2005 and 2008. Virology
408: 71–79.
Ruple A, Slovis A, Jones B (2012): What is Infection Control and
Biosecurity? In: Caveney L, Jones B, Ellis K (eds.), Veterinary
Infection Prevention and Control. John Wiley & Sons, Ltd., West
Sussex, UK, 3–19.
Ruple-Czerniak A, Bolte DS, Burgess BA, Morley PS (2013a):
Comparison of two sampling and culture systems for detection
of Salmonella enterica in the environment of a large animal hospital. Equine Vet J 46: 499–502.
Ruple-Czerniak AA, Aceto HW, Bender JB, Paradis MR, Shaw
SP, Van Metre DC, Weese JS, Wilson DA, Wilson J, Morley PS
(2013b): Syndromic surveillance for evaluating the occurrence of
healthcare-associated infections in equine hospitals. Equine Vet
J 46: 435–440.
Schott HC, Ewart SL, Walker RD, Dwyer RM, Dietrich S, Eberhart SW, Kusey J, Stick JA, Derksen FJ (2001): An outbreak of
salmonellosis among horses at a veterinary teaching hospital. J
Am Vet Med Assoc 218: 1152–1159.
Scott Weese J (2008): Antimicrobial resistance in companion animals. Anim Health Res Rev 9: 169–176.
Seguin JC, Walker RD, Caron JP, Kloos WE, George CG, Hollis
RJ, Jones RN, Pfaller MA (1999): Methicillin-resistant Staphylococcus aureus outbreak in a veterinary teaching hospital:
potential human-to-animal transmission. J Clin Microbiol 37:
1459–1463.
Sieber S, Gerber V, Jandova V, Rossano A, Evison JM, Perreten
V (2011): Evolution of multidrug-resistant Staphylococcus aureus
infections in horses and colonized personnel in an equine clinic
between 2005 and 2010. Microb Drug Resist 17: 471–478.
Singh A, Walker M, Rousseau J, Monteith GJ, Weese JS (2013):
Methicillin-resistant staphylococcal contamination of clothing
worn by personnel in a veterinary teaching hospital. Vet Surg
42: 643–648.
Snyder JR, Pascoe JR, Hirsh DC (1987): Antimicrobial susceptibility of microorganisms isolated from equine orthopedic patients.
Vet Surg 16: 197–201.
Sonis JM, Goehring LS (2013): Nasal Shedding of Equid Herpesvirus Type 1 and Type 4 in Hospitalized, Febrile Horses. J Equine
Vet Sci 33: 756–759.
Steneroden KK, Van Metre DC, Jackson C, Morley PS (2010):
Detection and control of a nosocomial outbreak caused by
Salmonella newport at a large animal hospital. J Vet Intern Med
24: 606–616.
Summers AO (2002): Generally overlooked fundamentals of bacterial genetics and ecology. Clin Infect Dis 34 Suppl 3: S85–92.
Tenover FC (2006): Mechanisms of antimicrobial resistance in
bacteria. Am J Infect Control 34: S3–10; discussion S64–73.
Thein P (2012): Virusinfektionen der Atemwege des Pferdes – Ätiologie, Epidemiologie, Klinik und Immunpräventive – Teil 1:
Equine Influenzaviren und Equine Herpesviren. Pferdeheilkd
28: 675–696.
Tillotson K, Savage CJ, Salman MD, Gentry-Weeks CR, Rice
D, Fedorka-Cray PJ, Hendrickson DA, Jones RL, Nelson W,
Traub-Dargatz JL (1997): Outbreak of Salmonella infantis infection in a large animal veterinary teaching hospital. J Am Vet Med
Assoc 211: 1554–1557.
Torfs S, Levet T, Delesalle C, Dewulf J, Vlaminck L, Pille F,
Lefere L, Martens A (2010): Risk factors for incisional complications after exploratory celiotomy in horses: do skin staples
increase the risk? Vet Surg 39: 616–620.
Traub-Dargatz JL, George JL, Dargatz DA, Morley PS, South­
wood LL, Tillotson K (2002): Survey of complications and antimicrobial use in equine patients at veterinary teaching hospitals
that underwent surgery because of colic. J Am Vet Med Assoc
220: 1359–1365.
Traub-Dargatz JL, Dargatz DA, Morley PS, Dunowska M (2004):
An overview of infection control strategies for equine facilities,
with an emphasis on veterinary hospitals. Vet Clin North Am
Equine Pract 20: 507–520.
Van den Eede A, Hermans K, Van den Abeele A, Flore K,
Dewulf J, Vanderhaeghen W, Crombe F, Butaye P, Gasthuys
F, Haesebrouck F, Martens A (2012): Methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) on the skin of long-term hospitalised
horses. Vet J 193: 408–411.
Van den Eede A, Hermans K, Van den Abeele A, Flore K, Dewulf
J, Vanderhaeghen W, Nemeghaire S, Butaye P, Gasthuys F,
Haesebrouck F, Martens A (2013): The nasal vestibulum is
the optimal sampling site for MRSA screening in hospitalised
horses. Vet J 197: 415–419.
Vilei EM, Schlatter Y, Perreten V, Straub R, Popoff MR, Gibert
M, Grone A, Frey J (2005): Antibiotic-induced expression of a
cryptic cpb2 gene in equine beta2-toxigenic Clostridium perfringens. Mol Microbiol 57: 1570–1581.
Vincent JL (2003): Nosocomial infections in adult intensive-care
units. Lancet 361: 2068–2077.
Vincze S, Stamm I, Kopp PA, Hermes J, Adlhoch C, Semmler T,
Wieler LH, Lübke-Becker A, Walther B (2014): Alarming proportions of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA)
in wound samples from companion animals, Germany 2010–
2012. PLoS One 9: e85656.
Vo ATT, van Duijkeren E, Fluit AC, Gaastra W (2007): Characteristics of extended-spectrum cephalosporin-resistant Escherichia
coli and Klebsiella pneumoniae isolates from horses. Vet Microbiol
124: 248–255.
Walther B, Lübke-Becker A, Wieler LH (2008): Wundinfektionen
durch methicillinresistente Staphylococcus spp. (MRS) bei Kleintieren und Pferden: klinische Bedeutung, Therapie und Prophylaxe. Tierärztl Prax Ausgabe K Kleintiere, Heimtiere 36: 5–10.
Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift 127, Heft 11/12 (2014), Seiten 48–497
497
Walther B, Wieler LH, Friedrich AW, Kohn B, Brunnberg L,
Lübke-Becker A (2009): Staphylococcus aureus and MRSA colonization rates among personnel and dogs in a small animal
hospital: effect on nosocomial infections. Berl Münch Tierarztl
Wochenschr 122: 178–185.
Weese JS, Dick H, Willey BM, McGeer A, Kreiswirth BN, Innis
B, Low DE (2006a): Suspected transmission of methicillin-resistant Staphylococcus aureus between domestic pets and humans
in veterinary clinics and in the household. Vet Microbiol 115:
148–155.
Walther B, Lübke-Becker A, Brunnberg L, Kohn B, Wieler LH
(2011): Einsatz von Antibiotika in der Kleintiermedizin: Quo
vadis? Prakt Tierarzt 92: 1047–1049.
Weese JS, Rousseau J, Willey BM, Archambault M, McGeer A,
Low DE (2006b): Methicillin-resistant Staphylococcus aureus in
horses at a veterinary teaching hospital: frequency, characterization, and association with clinical disease. J Vet Intern Med
20: 182–186.
Walther B, Hermes J, Cuny C, Wieler LH, Vincze S, Abou Elnaga
Y, Stamm I, Kopp PA, Kohn B, Witte W, Jansen A, Conraths
FJ, Semmler T, Eckmanns T, Lubke-Becker A (2012): Sharing
more than friendship – nasal colonization with coagulasepositive staphylococci (CPS) and co-habitation aspects of dogs
and their owners. PLoS One 7: e35197.
Weese JS, Baptiste K, Baverud V, Toutain PL (2008): Guidelines
for Antimicrobial Use in Horses. In: Guardabassi L, Jensen L,
Kruse H (eds.), Guide to Antimicrobial use in Animals. Blackwell Publishing Ltd, Oxford, UK.
Walther B, Wieler LH, Janßen T, Lübke-Becker A (2013): Hygiene
from stable to high-tech-OP: Equine veterinary clinics. Hygiene
zwischen Stall und High-tech-OP. Pferdeklin 38: 312–315.
Westgate SJ, Percival SL, Knottenbelt DC, Clegg PD, Cochrane
CA (2011): Microbiology of equine wounds and evidence of
bacterial biofilms. Vet Microbiol 150: 152–159.
Walther B, Lübke-Becker A, Stamm I, Gehlen H, Barton AK,
Janßen T, Wieler LH, Guenther S (2014): Suspected nosocomial infections with multi-drug resistant E. coli, including extended-spectrum beta-lactamase (ESBL)-producing strains, in an
equine clinic. Berl Münch Tierarztl Wochenschr 127: 421–427.
Wieler LH, Ewers C, Guenther S, Walther B, Lübke-Becker A
(2011): Methicillin-resistant staphylococci (MRS) and extendedspectrum beta-lactamases (ESBL)-producing Enterobacteriaceae in companion animals: nosocomial infections as one
reason for the rising prevalence of these potential zoonotic
pathogens in clinical samples. Int J Med Microbiol 301: 635–641.
Ward MP, Brady TH, Couetil LL, Liljebjelke K, Maurer JJ,
Wu CC (2005): Investigation and control of an outbreak of
salmonellosis caused by multidrug-resistant Salmonella typhimurium in a population of hospitalized horses. Vet Microbiol
107: 233–240.
Weese JS (2004): Methicillin-resistant Staphylococcus aureus in horses and horse personnel. Vet Clin North Am Equine Pract 20:
601–613.
Weese JS (2007): MRSA infection in horses. Vet Rec 161: 359–360.
Weese JS, Baird JD, Poppe C, Archambault M (2001): Emergence
of Salmonella typhimurium definitive type 104 (DT104) as an
important cause of salmonellosis in horses in Ontario. Can Vet
J 42: 788–792.
Weese JS, Archambault M, Willey BM, Hearn P, Kreiswirth BN,
Said-Salim B, McGeer A, Likhoshvay Y, Prescott JF, Low DE
(2005): Methicillin-resistant Staphylococcus aureus in horses and
horse personnel, 2000–2002. Emerg Infect Dis 11: 430–435.
Wright JG, Tengelsen LA, Smith KE, Bender JB, Frank RK,
Grendon JH, Rice DH, Thiessen AM, Gilbertson CJ, Sivapalasingam S, Barrett TJ, Besser TE, Hancock DD, Angulo
FJ (2005): Multidrug-resistant Salmonella Typhimurium in four
animal facilities. Emerg Infect Dis 11: 1235–1241.
Korrespondenzadresse:
Dr. Birgit Walther
Zentrum für Infektionsmedizin
Institut für Mikrobiologie und Tierseuchen
Freie Universität Berlin
Robert-von-Ostertag-Straße 7–13
14163 Berlin
birgit.walther@fu-berlin.de